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Article de méthode

Régiosélective O- Glycosylation de nucléosides via le temporaire 2', 3'-Diol Protection par un Ester boronique pour la synthèse des nucléosides Disaccharide

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DOI :

10.3791/57897

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26 juillet 2018

 ,  ,  , 
1Faculty of Pharmaceutical Sciences, Tokyo University of Science, 2Imaging Frontier Center, Tokyo University of Science

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici les protocoles pour la synthèse des nucléosides disaccharide par la régiosélective O- glycosylation de ribonucléosides via une protection temporaire de leur 2', 3'-diol moitiés utilisant un ester boronique cyclique. Cette méthode s’applique à plusieurs nucléosides non protégés comme l’adénosine, guanosine, cytidine, uridine, 5-méthyluridine et 5-fluorouridine pour donner les nucléosides disaccharide correspondante.

Résumé

Les nucléosides disaccharide, qui consistent en des portions disaccharide et nucléobase, ont été connus comme un groupe valable de produits naturels ayant des bioactivités multiformes. Bien que chimiques O- glycosylation est une stratégie couramment bénéfique pour synthétiser les nucléosides disaccharide, la préparation des substrats tels que glycosyl donneurs et accepteurs exige fastidieuses manipulations de groupe protecteur et une purification à chaque étape de synthèse. Pendant ce temps, plusieurs groupes de recherche ont rapporté que boronique et esters borinic servent un protecteurs ou activateurs groupe des dérivés de glucides pour atteindre l’acylation régio - et stéréosélectives, alkylation, silylation et glycosylation. Dans cet article, nous démontrons la procédure pour la régiosélective O- glycosylation de ribonucléosides non protégés utilisant l’acide boronique. L’estérification de 2', 3'-diol de ribonucléosides avec acide boronique rend la protection temporaire de diol et, O- glycosylation suivant avec un donateur glycosyl en présence de p- toluenesulfenyl permis triflates, chlorure et argent la réaction de régiosélective du groupe 5'-hydroxyle se permettre les nucléosides disaccharide. Cette méthode pourrait être appliquée à des nucléosides divers, tels que la guanosine, adénosine, cytidine, uridine, 5-metyluridine et 5-fluorouridine. Cet article et la vidéo d’accompagnement représentent des informations (visuelles) utiles pour la O- glycosylation des nucléosides non protégés et leurs analogues pour la synthèse de non seulement les nucléosides disaccharide, mais aussi une variété de biologiquement pertinente produits dérivés.

Introduction

Les nucléosides disaccharide, qui sont conjugués d’un nucléoside et une fraction glucidique liée par un O-glycosidique bond, constituent une précieuse classe naturelle glucides dérivés1,2 ,3,4,5,6,7. Par exemple, elles sont incorporées dans les macromolécules biologiques comme les ARNt (acide ribonucléique de transfert) et poly (ADP = adénosine diphosphate), ainsi que dans certains agents antibactériens et autres substances biologiquement actives (par exemple, adenophostins, amicetins, ezomycin)5,6,8,9,10,11,12,13, 14,15,16,17,18,19. Par conséquent, nucléosides disaccharide et leurs dérivés doivent être composés de plomb pour la recherche de découverte de médicaments. Les méthodes pour la synthèse des nucléosides disaccharide sont classées en trois catégories ; enzymatique O- glycosylation20,21, chimique N- glycosylation5,9,16,22,23, 24et chimiques O- glycosylation7,9,14,16,18,19,24, 25,26,27,28,29,30,31,32,33, 34,35,36,37. En particulier, O- glycosylation chimique serait une méthode efficace pour la synthèse stéréosélective et synthèse à grande échelle des nucléosides disaccharide. Recherches antérieures ont montré que la O- glycosylation de la 2'-désoxyribonucléosides 2 avec la thioglycosyl donneur 1, à l’aide de la combinaison du chlorure de p- toluenesulfenyl et argent triflate, offre la désiré disaccharide nucléoside 3 (Figure 1A; AR = aryl et PG = groupe protecteur)38.

Suite à ces résultats, nous avons décidé de développer la O- glycosylation de ribonucléosides appliquant le système p- toluenesulfenyl chlorure/argent promoteur triflate. Alors que plusieurs exemples de la O- glycosylation de ribonucléosides partiellement protégées ont été démontrées7,9,14,16,18,19 ,24,32,33,34,35,36,37, l’utilisation de protégé ou non protégé temporairement ribonucléosides comme un accepteur glycosyl pour O- glycosylation a été rapporté de façon négligeable. Par conséquent, le développement de régiosélective O- glycosylation de ribonucléosides protégés ou non protégé temporairement fournirait une méthode de synthèse plus avantageuse sans protéger les manipulations de groupe de ribonucléosides. Afin d’atteindre la régiosélective O- glycosylation de ribonucléosides, nous nous sommes concentrés sur les composés de bore, car plusieurs exemples d’acylation régio - et stéréosélectives, alkylation, silylation et la glycosylation d’hydrates de carbone dérivés, secondé par boronique ou acide borinic ont été déclarés39,40,41,42,43,44,45 ,46,47,48,49,50. Dans cet article, nous démontrons la procédure pour la synthèse des nucléosides disaccharide utilisant régiosélective O- glycosylation dans le groupe 5'-hydroxyl de ribonucléosides via un ester boronique intermédiaire. Dans la stratégie présentée ici, ester boronique intermédiaire 6 pourrait être offerte par l’estérification des ribonucléosides 4 avec le boronique acide 5, qui permet la régiosélective O- glycosylation à la Groupe de 5'-hydroxyle avec thioglycosyl donneur 7 pour donner le disaccharide nucléosides 8 (Figure 1B)51. Aussi, nous avons étudié l’interaction d’un ribonucléosides et un acide boronique par spectroscopie de résonance magnétique nucléaire (RMN), d’observer la formation d’un ester boronique. Estérification de faire un ester boronique et une réaction de glycosylation exigent des conditions anhydres pour éviter l’hydrolyse de l’ester boronique et le donateur glycosyl. Dans cet article, nous démontrons la procédure typique pour obtenir les conditions anhydres pour des réactions de glycosylation réussie pour les chercheurs et les étudiants non seulement en chimie, mais aussi dans d’autres domaines de recherche.

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Protocole

Remarque : Toutes les données expérimentales [NMR, spectroscopies infrarouges (IR), spectroscopie de masse (MS), la rotation optique et analyses élémentaires données] des synthèse des composés ont été signalées dans un précédent article51.

1. mode opératoire pour la O- Glycosylation réactions

  1. Synthèse de composés α/β-12 (12 entrée dans le tableau 1)
    NOTE : 1-13 les entrées dans le tableau 1 ont été effectuées à l’aide d’une procédure similaire.
    1. Protection temporaire de 2', 3'-diol ribonucléosides40
      1. Dans une 10 mL fiole en forme de poire (fiole 1), dissoudre mannosyl donneur α -9 (28,4 mg, 0.0486 mmol)52, uridine 10 (7,9 mg, 0.0324 mmol) et 4-(trifluorométhyl) l’acide phénylboronique 11c (9,3 mg, 0.0490 mmol) dans la pyridine anhydre (0,40 mL).
        Remarque : L’utilisation d’une fiole de 10 mL en forme de poire est recommandée car, à l’étape 1.1.3.1, le mélange réactionnel sera transféré à fiole 2 (un 10 mL col deux ballon à fond rond avec un septum en annexe) contenant moléculaire tamis en poudre.
      2. Co s’évaporer le mélange réactionnel (obtenu à l’étape 1.1.1.1.) avec la pyridine anhydre (0,40 mL, 3 x) et 1, 4-dioxane anhydre (0,40 mL, 3 fois) à la température ambiante d' environ 40 ° C pour éliminer toute l’eau.
      3. Dissoudre le résidu (obtenu à l’étape 1.1.1.2.) en 1, 4-dioxane anhydre (0,32 mL) et remuez le mélange réactionnel à sa température de reflux pendant 1 h former un ester boronique (protection temporaire).
      4. Éliminer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif, suivi d’une pompe à vide.
    2. Activation de tamis moléculaires
      1. Dans un ballon à fond rond 10 mL deux-cou avec un septum attaché à elle (fiole 2), ajoutez 4 Å poudre tamis moléculaires (64 mg).
        Remarque : Tamis moléculaires appropriés devraient être sélectionnés selon le solvant utilisé pour la glycosylation (3 Å pour l’acétonitrile) et 4 Å pour 1, 4-dioxane, dichlorométhane et propionitrile.
      2. Les tamis moléculaires dans un micro-ondes sous une pression atmosphérique de la chaleur et refroidir sous pression réduite, évacuée par une pompe à vide (3 x) puis séchez-les avec un pistolet à air chaud sous pression réduite tout en remplaçant l’air avec le gaz argon plusieurs fois.
    3. Glycosylation
      1. Dissoudre le résidu d’étape 1.1.1.4. dans la fiole 1 dans propionitrile (0,64 mL) ou d’autres solvants et transférer cette solution dans la fiole 2.
        Remarque : L’acétonitrile, 1, 4-dioxane, dichlorométhane et propionitrile ont été utilisés pour les entrées 1-7 et 9, entrée 10, entrée 11 et entrées de 8, 12 et 13, respectivement.
      2. Remuer le mélange réactionnel dans ballon 2 à température ambiante pendant 0,5 h, puis refroidir à-40 ° C.
        Remarque : La température a été modifiée selon le solvant utilisé pour la glycosylation (-40 ° C pour le dichlorométhane et propionitrile), la température de la pièce 1, 4-dioxane et -20 ° C pour l’acétonitrile.
      3. Ajouter argent triflate (49,9 mg, 0.194 mmol) et p -toluenesulfenyl chlorure (12,8 µL, 0,0968 mmol) au mélange réactionnel à la même température que celui utilisé à l’étape 1.1.3.2.
      4. Remuer le mélange réactionnel à la même température pendant 1,5 h.
      5. Vérifier la réaction par chromatographie sur couche mince (TLC) avec hexane/éthylacétate [3/1 (v/v)] pour vérifier les donateurs glycosyl [le facteur de rétention (Rf) (donneur α -9) = 0.63] et avec du chloroforme/méthanol [10/1 (v/v))] pour vérifier la glycosyl accepteurs et produits [Rf (accepteur 10) = 0,03, Rf (produit souhaité) = 0,50].
      6. Étancher le mélange réactionnel avec bicarbonate de sodium solution aqueux saturé (1,0 mL), diluez-la avec du chloroforme (2,0 mL), de supprimer les matières insolubles avec Céliteet laver soigneusement la Célite avec du chloroforme (20 mL).
      7. Laver le filtrat (couche organique) avec saturés bicarbonate de sodium aqueux (20 mL, 3 x) et de la saumure (20 mL) à l’aide d’une ampoule à décanter de 100 mL.
      8. Sécher la couche organique qui en résulte avec du sulfate de sodium, filtrer les matières insolubles et concentrer le filtrat à l’aide d’un évaporateur rotatif.
      9. Environ purifier le résidu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 50/1 (v/v)] se permettre brut 5'-O-(6"-O- acétyl-2", 3", 4"- tri-O- benzyl-α/β-ᴅ-mannopyranosyl) uridine contenant un petite quantité de sous-produits (15,2 mg, sirop incolore).
    4. Acétylation
      1. Dans un flacon de 5 mL, dissoudre le composé résultant de brut préparé à l’étape 1.1.3.9 dans la pyridine anhydre (0,20 mL).
      2. Ajouter N,N-diméthyl-4-aminopyridine (une quantité catalytique) et l’anhydride acétique (20,4 µL, 0.0216 mmol : 10 équivalents basés sur le composé brut) à la solution à 0 ° C.
      3. Remuer le mélange réactionnel à la même température pour 0,5 h suivie d’un réchauffement à température ambiante.
      4. Après agitation du jour au lendemain, vérifier la réaction de TLC avec du chloroforme/méthanol [30/1 (v/v)] [Rf (α/β-12) = 0,45].
      5. Diluer le mélange réactionnel avec du chloroforme (20 mL).
      6. Laver la couche organique avec la saumure (20 mL) à l’aide d’une ampoule à décanter de 100 mL d’acide chlorhydrique 1 M (20 mL, 3 x) et saturé bicarbonate de sodium aqueux (20 mL, 3 fois).
      7. Sécher la couche organique qui en résulte avec du sulfate de sodium, filtrer les matières insolubles et concentrer le filtrat à l’aide d’un évaporateur rotatif.
      8. Purifier le résidu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 90/1 (v/v)] pour donner α/β-12 (15,8 mg, 61 %, α/β = 1,6/1, solide amorphe incolore).
  2. Synthèse de composés β-22 au β-30 (tableau 2) et β-33 (tableau 3)
    NOTE : La synthèse de la β-22-Β-30et β-33a été réalisée à l’aide d’une procédure similaire.
    1. Synthèse de composés β-22 (entrée 1 dans le tableau 2)
      1. Protection temporaire de 2', 3'-diol de ribonucléosides
        1. Dans une 10 mL fiole en forme de poire (flacon 3), dissoudre l’adénosine 13 (20,4 mg, 0.0763 mmol), galactosyl donneur β -21 (80,4 mg, 0.114 mmol)53et 4-(trifluorométhyl) acide phénylboronique 11c (21,7 mg, 0.114 mmol) dans anhydre pyridine (0,76 mL).
          Remarque : L’utilisation d’une fiole de 10 mL en forme de poire est recommandée car le mélange réactionnel est transféré dans la fiole no 4 (un 10 mL col deux ballon à fond rond avec un septum en annexe) contenant moléculaire tamis poudre lors de l’étape 1.2.1.3.1.
        2. Co s’évaporer le mélange réactionnel (obtenu à l’étape 1.2.1.1.1.) avec la pyridine anhydre (0,76 mL, 3 x) et 1, 4-dioxane anhydre (0,76 mL, 3 fois) à la température ambiante d' environ 40 ° C pour éliminer toute l’eau.
        3. Dissoudre le résidu (obtenu à l’étape 1.2.1.1.2.) en 1, 4-dioxane anhydre (0,76 mL) et remuez le mélange réactionnel à sa température de reflux pendant 1 h former un ester boronique (protection temporaire).
        4. Éliminer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif, suivi d’une pompe à vide.
      2. Activation de tamis moléculaires
        1. Dans un ballon à fond rond 10 mL deux-cou avec un septum attaché à elle (flacon 4), ajouter 4 Å poudre tamis moléculaires (150 mg).
        2. Les tamis moléculaires dans un micro-ondes sous une pression atmosphérique de la chaleur et refroidir sous pression réduite, évacuée par une pompe à vide (3 x) puis séchez-les avec un pistolet à air chaud sous pression réduite tout en remplaçant l’air avec le gaz argon plusieurs fois.
      3. Glycosylation
        1. Dissoudre le résidu d’étape 1.2.1.1.4. dans ballon 3 dans propionitrile (1,50 mL) et transférer cette solution dans la fiole no 4.
        2. Remuer le mélange réactionnel à température ambiante pendant 0,5 h, suivie de refroidir à-40 ° C.
        3. Ajouter argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol) et le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol) au mélange réactionnel à la même température comme indiqué dans l’étape 1.2.1.3.2.
        4. Incorporer le mélange de la réaction, à la même température pendant 1,5 h.
        5. Vérifier la réaction de TLC avec hexane/éthylacétate [2/1 (v/v)] pour vérifier les donateurs glycosyl [Rf (donneur β -21) = 0,62] et avec du chloroforme/méthanol [10/1 (v/v)] pour vérifier la glycosyl accepteurs et produits [Rf (accepteur 13 ) = 0,05, Rf (produit souhaité) = 0,30].
        6. Étancher le mélange réactionnel avec saturée (2,0 mL) de bicarbonate de sodium aqueux, diluez-la avec du chloroforme (3,0 mL), enlever les matières insolubles par le biais de Céliteet laver soigneusement la Célite avec du chloroforme (30 mL).
        7. Laver le filtrat (couche organique) avec saturés bicarbonate de sodium aqueux (30 mL, 3 x) et la saumure (30 mL) à l’aide d’une ampoule à décanter de 100 mL.
        8. Sécher la couche organique qui en résulte avec du sulfate de sodium, filtrer les matières insolubles et concentrer le filtrat à l’aide d’un évaporateur rotatif.
        9. Purifier le résidu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 30/1 (v/v)] se permettre des β -22 (27,4 mg, 42 %, solide incolore).
    2. Synthèse de composés β-23 (entrée 2 dans le tableau 2)
      1. Déroulement de la réaction en utilisant 14 (28,4 mg, 0.0765 mmol)54, β -21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), silver triflate (117,8 mg, 0.458 mmol), anhydre 1, 4-dioxane (0,76 mL), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 50/1 (v/v)] pour donner β–23 (21,9 mg, 30 %, solide incolore). TLC : Rf (β -23) = 0,37 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    3. Synthèse de composés β-24 (entrée 3 dans le tableau 2)
      1. Effectuer la réaction à l’aide de 15 (21,6 mg, 0.0763 mmol), β -21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), () 1, 4-dioxane anhydre mL 0,76), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 8/1 (v/v)] pour donner des β -24 (8,1 mg, 12 %, solide incolore). TLC : Rf (β -24) = 0,20 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    4. Synthèse de composés β-25 (entrée 4 dans le tableau 2)
      1. Déroulement de la réaction à l’aide de 16 (27,0 mg, 0,0764 mmol)55, β -21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), silver triflate (117,8 mg, 0.458 mmol), anhydre 1, 4-dioxane (0,76 mL), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 20/1 (v/v)] pour donner des β -25 (31,4 mg, 44 %, solide incolore). TLC : Rf (β -25) = 0,27 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    5. Synthèse de composés β-26 (entrée 5 dans le tableau 2)
      1. Effectuer la réaction en utilisant 10 (18,6 mg, 0,0762 mmol), β -21 (80,4 mg, 0.114 mmol), 11c (21,7 mg, 0.114 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), () 1, 4-dioxane anhydre mL 0,76), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 40/1 (v/v)] pour donner des β -26 (26,1 mg, 42 %, solide incolore). TLC : Rf (β -26) = 0,45 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    6. Synthèse de composés β-27 (entrée 6 dans le tableau 2)
      1. Effectuer la réaction à l’aide de 17 (19,7 mg, 0.0763 mmol), β -21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), () 1, 4-dioxane anhydre mL 0,76), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 40/1 (v/v)] pour donner des β -27 (33,8 mg, 53 %, solide incolore). TLC : Rf (β -27) = 0,50 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    7. Synthèse de composés β-28 (entrée 7 dans le tableau 2)
      1. Effectuer la réaction à l’aide de 18 (20,0 mg, 0.0763 mmol), β -21 (80,4 mg, 0.114 mmol), 11c (21,7 mg, 0.114 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), () 1, 4-dioxane anhydre mL 0,76), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme puis l’acétate d’éthyle/chloroforme = 1/1 (v/v)] pour donner β–28 (38,8 mg, 61 %, solide incolore). TLC : Rf (β -28) = 0,33 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    8. Synthèse de composés β-29 (entrée 8 dans le tableau 2)
      1. Effectuer la réaction à l’aide de 19 (18,5 mg, 0.0761 mmol), β -21 (80,4 mg, 0.114 mmol), 11c (21,7 mg, 0.114 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), argent triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), () 1, 4-dioxane anhydre mL 0,76), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 10/1 (v/v)] pour donner des β -29 (34,1 mg, 55 %, solide incolore). TLC : Rf (β -29) = 0,25 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    9. Synthèse de composés β-30 (entrée 9 dans le tableau 2)
      1. Déroulement de la réaction à l’aide de 20 (26,6 mg, 0.0766 mmol)56, β -21 (80,6 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), silver triflate (117,8 mg, 0.458 mmol), anhydre 1, 4-dioxane (0,76 mL), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 50/1 (v/v)] pour donner des β -30 (28,0 mg, 40 %, solide incolore). TLC : Rf (β -30) = 0,48 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].
    10. Synthèse de composés β-33 (entrée 1 dans le tableau 3)
      1. Déroulement de la réaction à l’aide de 18 (20,0 mg, 0,0762 mmol),31 (80,4 mg, 0.114 mmol) de β -57, 11c (21,7 mg, 0.114 mmol), le chlorure de p- toluenesulfenyl (30,3 µL, 0,229 mmol), silver triflate (117,6 mg, 0.458 mmol), anhydre 1, 4-dioxane (0,76 mL), anhydre propionitrile (1,50 mL) et 4 tamis moléculaires Å (150 mg). Purifier le résidu obtenu par chromatographie sur colonne [gel de silice, chloroforme/méthanol = 1/0 - 30/1 (v/v)] pour donner des β -33 (34,5 mg, 54 %, solide incolore). TLC : Rf (β -33) = 0,33 [chloroforme/méthanol = 10/1 (v/v)].

2. la déprotection de la β-28 (Figure 2)

  1. Dans un flacon de 5 mL, ajouter β -28 (25,2 mg, 0.0300 mmol) et 10 M de méthylamine en méthanol (2,0 mL)58.
  2. Remuer le mélange réactionnel à 0 ° C pendant 2 h, puis il réchauffant à température ambiante.
  3. Après avoir remuer le mélange pendant 13 h, vérifier la réaction de TLC avec du chloroforme/méthanol [10/1 (v/v)] [Rf (β -35) = 0,20].
  4. Concentrer le mélange réactionnel à l’aide d’un évaporateur rotatif.
  5. Dissoudre le résidu qui en résulte dans l’eau (15 mL) et laver la phase aqueuse avec du dichlorométhane (15 mL, 3 fois) à l’aide d’une ampoule à décanter de 50 mL.
  6. Concentrer la couche aqueuse à l’aide d’un évaporateur rotatif.
  7. Purifier le résidu par préparative chromatographie liquide haute performance (CLHP) [colonne : ODS (octadécylsilane) colonne (20Φ x 250 mm), éluant : eau (contient de l’acide trifluoroacétique 0,1 % [v/v]), débit : 8,0 mL/min, détection : 266 nm, température : 25 ° C, temps de rétention : 20 min] donner35 (7,9 mg, 62 %, incolore solide amorphe) de β -59.

3. RMN études d’Ester boronique cyclique (Figure 3 et 4)

  1. Préparation et évaluation de 36
    1. Dans une fiole en forme de poire de 10 mL, dissoudre l’uridine 10 (34,3 mg, 0,140 mmol) et 4-(trifluorométhyl) acide phénylboronique 11c (40,0 mg, 0,211 mmol) dans la pyridine anhydre (1,00 mL).
    2. Co s’évaporer le mélange réactionnel avec la pyridine anhydre (1,00 mL, 3 x) et 1, 4-dioxane anhydre (1,00 mL, 3 fois) à la température ambiante d' environ 40 ° C pour éliminer toute l’eau.
    3. Dissoudre le résidu dans 1, 4-dioxane anhydre (1,40 mL) et remuez le mélange réactionnel à sa température de reflux pendant 1 h former un ester boronique (protection temporaire).
    4. Verser le mélange réactionnel (0,14 mL) dans un flacon de 5 mL.
    5. Éliminer le solvant dans le flacon de 5 mL à l’aide d’un évaporateur rotatif, suivi d’une pompe à vide.
    6. Dissoudre la résultant de résidus 36 dans l’acétonitrile -d3 (0,64 mL).
    7. Mesurer 1H, 11B et spectroscopies RMN F de 19en utilisant un quartz tube NMR à 25 ° C.
  2. Préparation et évaluation de 38
    1. Préparer le mélange de réaction 38 de 11c (40,0 mg, 0,211 mmol) à l’aide de la procédure similaire que celle de l’étape 3.1.

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Résultats

Les résultats de la O- glycosylation de l’uridine 10 avec thiomannoside α -9 sont résumés dans le tableau 160,,61. À l’entrée 1, la O- glycosylation de 10 avec α -9 en l’absence de dérivés de l’acide boroniques conduit à la formation d’un mélange complexe. À l’entrée 2, 10 et phénylboronique acide 11 a

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Discussion

Le but de ce manuscrit est de montrer une méthode de synthèse pratique pour préparer les nucléosides disaccharide utilisant les ribonucléosides non protégés sans manipulations fastidieuses à groupe protecteur. Nous présentons ci-après la régiosélective O- glycosylations de nucléosides via le temporaire 2', 3'-diol protection par un ester boronique cyclique (Figure 1B)51.

La préparation de l’ester boronique...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette recherche a été financée par des subventions du ministère de l’éducation, Culture, Sports, Science et technologie (MEXT) du Japon (nos 15K 00408, 24659011, 24640156, 245900425 et 22390005 pour Shin Aoki), grâce à une subvention de la recherche biochimique de Tokyo Fondation, Tokyo, Japon et par le fonds TUS (Tokyo University of Science) pour les domaines de recherche stratégiques. Nous tenons à remercier Noriko Sawabe (Faculté des Sciences pharmaceutiques, Université des sciences de Tokyo) pour les mesures des spectres RMN, Fukiko Hasegawa (Faculté des Sciences pharmaceutiques, Université des sciences de Tokyo) pour les mesures de la masse les spectres et Tomoko Matsuo (Institut de recherche pour la Science et de technologie, Université des sciences de Tokyo) pour les mesures de l’analyse élémentaire.

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Matériaux

O9O21
Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Trifluorométhanesulfonate d’argentNacalai Tesque34945-61
Acide phénylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Tokyo Chemical IndustryB0857
p-Methoxyphenylboronicacid Wako Pure Chemical Industries321-69201
Acide 4-(trifluorométhyl)phénylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Industrie chimique de TokyoT1788
Acide 2,4-difluorophénylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Industrie chimique de TokyoD3391
Acide cyclopentylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Industrie chimique de TokyoC2442
Acide 4-nitrophénylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Industrie chimique de TokyoN0812
Acide 4-hexylphénylboronique (contient des quantités variables d’anhydride)Tokyo Chemical IndustryH1489
AdénosineMerck KGaA862.
GuanosineAcros Organics411130050
CytidineTokyo Industrie chimiqueC0522
UridineTokyo Industrie chimiqueU0020
5-FluorouridineTokyo Industrie chimiqueF0636
5-MethyluridineSigmaM-9885
Méthylamine (40 % dans le méthanol,  ; env. 9,8mol/L)Tokyo Chemical IndustryM1016
N,N-dimethyl-4-aminopyridineWako Pure Chemical Industries044-19211
Anhydride acétiqueNacalai Tesque00226-15
Pyridine déshydratéeWako Pure Chemical Industries161-18453
AcétonitrileKanto Chemical01031-96
1,4-DioxaneNacalai Tesque13622-73
DichlorométhaneWako Pure Chemical Industries130-02457
PropionitrileWako Pure Chemical Industries164-04756
Tamis moléculaires 4A poudreNacalai Tesque04168-65
Tamis moléculaires 3A poudreNacalai Tesque04176-55
Celite 545RVSNacalai Tesque08034-85
Acétonitrile-D3 (D,99.8 %)Cambridge Isotope LaboratoriesDLM-21-10
Acide trifluoroacétiqueNacalai Tesque34831-25
TLC Gel de silice 60 F254Merck KGaA1.05715.0001
ChromatorexFuji Silysia ChemicalFL100D
Hydrogénocarbonate de sodiumWako Pure Chemical Industries191-01305
Acide chlorhydriqueWako Pure Chemical Industries080-01061
Sulfate de sodiumNacalai Tesque31915-96
ChloroformeKanto Chemical07278-81
Chlorure de sodiumWako Pure Chemical Industries194-01677
MéthanolNacalai Tesque21914-74
JEOL Always 300JEOLMesure de la RMN
Lamda 400JEOLMesure de la RMN
PerkinElmer Spectre 100 FT-IR SpectromètrePerkin ElmerMesure de l’IR
JEOL JMS-700JEOLMesure de MS
PerkinElmer Analyseur CHN 2400Perkin ElmerMesure de l’analyse élémentaire
Polarimètre numérique JASCO P-1030JASCOMesure de la rotation optique
Pompe HPLC intelligente JASCO PU-2089 PlusJASCOPour HPLC
Jasco UV-2075 Plus Détecteur UV/Vis intelligentJASCOPour HPLC
Rheodyne Modèle 7125 InjecteurSigma-Aldrich58826Pour HPLC
Chromatopac C-R8AShimadzuPour HPLC
Senshu Pak Pegasil ODSSenshu ScientificPour HPLC
p-Toluenesulfenyl  ; chlorurepréparé  ; Réf. 38
4-Métylphényle 2,3,4,6-tétra-O-benzoyl-1-thio-b-D-glucopyranoside (b-31)Prepared  ; Ref. 57
4-Metylphenyl 2,3,4,6-tétra-O-benzoyl-1-thio-a-D-Mannopyranoside (a-32)Prepared  ; Ref. 67
6-N-Benzoyladenosine (14)Préparée  ; Réf. 54
2-N-Isobutyrylguanosine (16)Préparée  ; Réf. 55
4-N-Benzoylcytidine (20)Préparée  ; Réf. 56
Phényl 6-O-acétyl-2,3,4-tri--benzyl-1-thio-a-D-mannopyranoside (a-)Préparé  ; 52 4-Metylphenyl 2,3,4,6-tetra--benzoyl-1-thio-b-D-galactopyranoside (b-)Préparé  ; Réf. 53

Références

  1. Kobayashi, J., Doi, Y., Ishibashi, M. Shimofuridin A, a nucleoside derivative embracing an acylfucopyranoside unit isolated from the okinawan marine tunicate Aplidium multiplicatum. The Journal of Organic Chemistry. 59, 255-257 (1994).
  2. Takahashi, M., Tanzawa, K., Takahashi, S. Adenophostins, newly discovered metabolites of penicillium brevicompactum, act as potent agonists of the inositol 1,4,5-trisphosphate receptor. The Journal of Biological Chemistry. 269, 369-372 (1994).
  3. Haneda, K. Cytosaminomycins, new anticoccidial agents produced by Strevtomvces sp. KO-8119 I. taxonomy, production, isolation and physico-chemical and biological properties. The Journal of Antibiotics. 47, 774-781 (1994).
  4. Shiomi, K., Haneda, K., Tomoda, H., Iwai, Y., Omura, S. Cytosaminomycins, new anticoccidial agents produced by Streptomyces sp. KO-8119 II. structure elucidation of cytosaminomycins A, B, C and D. The Journal of Antibiotics. 47, 782-786 (1994).
  5. Knapp, S. Synthesis of complex nucleoside antibiotics. Chemical Reviews. 95, 1859-1876 (1995).
  6. Efimtseva, E. V., Kulikova, I. V., Mikhailov, S. N. Disaccharide nucleosides as an important group of natural compounds. Journal of Molecular Biology. 43, 301-312 (2009).
  7. Huang, R. M., et al. Marine nucleosides: Structure, bioactivity, synthesis and biosynthesis. Marine Drugs. 12, 5817-5838 (2014).
  8. Efimtseva, E. V., Mikhailov, S. N. Disaccharide nucleosides and oligonucleotides on their basis. New tools for the study of enzymes of nucleic acid metabolism. Biochemistry (Moscow). 67, 1136-1144 (2002).
  9. Mikhailov, S. N., Efimtseva, E. V. Disaccharide nucleosides. Russian Chemical Reviews. 73, 401-414 (2004).
  10. Kimura, K., Bugg, T. D. H. Recent advances in antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall biosynthesis. Natural Product Reports. 20, 252-273 (2003).
  11. Winn, M., Goss, R. J. M., Kimura, K., Bugg, T. D. H. Antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall assembly: Recent advances in structure-function studies and nucleoside biosynthesis. Natural Product Reports. 27, 279-304 (2010).
  12. Takahashi, M., Kagasaki, T., Hosoya, T., Takahashi, S. Adenophostins A and B: Potent agonists of inositol-1,4,5-trisphosphate receptor produced by Penicillium brevicompactum. Taxonomy, fermentation, isolation, physico-chemical and biological properties. The Journal of Antibiotics. 46, 1643-1647 (1993).
  13. Takahashi, S., Kinoshita, T., Takahashi, M. Adenophostins A and B: Potent agonists of inositol-1,4,5-trisphosphate receptor produced by penicillium brevicompactum. Structure elucidation. The Journal of Antibiotics. 47, 95-100 (1994).
  14. Hotoda, H., Takahashi, M., Tanzawa, K., Takahashi, S., Kaneko, M. IP3 receptor-ligand. 1: Synthesis of adenophostin A. Tetrahedron Letters. 36, 5037-5040 (1995).
  15. Hirota, J., et al. Adenophostin-medicated quantal Ca2+ release in the purified and reconstituted inositol 1,4,5-trisphosphate receptor type 1. FEBS Letters. 368, 248-252 (1995).
  16. McCormick, J., et al. Structure and total synthesis of HF-7, a neuroactive glyconucleoside disulfate from the funnel-web spider Hololena curta. Journal of the American Chemical Society. 121, 5661-5665 (1999).
  17. Bu, Y. Y., Yamazaki, H., Ukai, K., Namikoshi, M. Anti-mycobacterial nucleoside antibiotics from a marine-derived Streptomyces sp. TPU1236A. Marine Drugs. 12, 6102-6112 (2014).
  18. Knapp, S., Gore, V. K. Synthesis of the ezomycin nucleoside disaccharide. Organic Letters. 2, 1391-1393 (2000).
  19. Behr, J. B., Gourlain, T., Helimi, A., Guillerm, G. Design, synthesis and biological evaluation of hetaryl-nucleoside derivatives as inhibitors of chitin synthase. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 13, 1713-1716 (2003).
  20. Binder, W. H., Kӓhlig, H., Schmid, W. Galactosylation by use of β-galactosidase: Enzymatic syntheses of disaccharide nucleosides. Tetrahedron: Asymmetry. 6, 1703-1710 (1995).
  21. Ye, M., Yan, L. -Q., Li, N., Zong, M. -H. Facile and regioselective enzymatic 5-galactosylation of pyrimidine 2-deoxynucleosides catalyzed by β-glycosidase from bovine liver. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 79, 35-40 (2012).
  22. Niedballa, U., Vorbrüggen, H. A general synthesis of N-glycosides. III. Simple synthesis of pyrimidine disaccharide nucleosides. The Journal of Organic Chemistry. 39, 3664-3667 (1974).
  23. Abe, H., Shuto, S., Matsuda, A. Synthesis of the C-glycosidic analog of adenophostin A, a potent IP3 receptor agonist, using a temporary silicon-tethered radical coupling reaction as the key step. Tetrahedron Letters. 41, 2391-2394 (2000).
  24. Watanabe, K. A., et al. Nucleosides. 114. 5'-O-Glucuronides of 5-fluorouridine and 5-fluorocytidine. Masked precursors of anticancer nucleosides. Journal of Medicinal Chemistry. 24, 893-897 (1981).
  25. Khan, S. H., O'Neill, R. A. Modern Methods in Carbohydrate Synthesis. , Harwood Academic Publishers. Amsterdam, The Netherlands. (1996).
  26. Lindhorst, T. K. Essentials ofCarbohydrate Chemistry and Biochemistry. , Wiley-VCH Verlag Gmb-H & Co. KGaA. Weinheim, Germany. (2007).
  27. Demchenko, A. V. Handbook of Chemical Glycosylation. , Wiley-VCH Verlag Gmb-H & Co. KGaA. Weinheim, Germany. (2008).
  28. Chen, X., Halcomb, R. L., Wang, P. G. Chemical Glycobiology (ACS Symposium Series 990). American Chemical Society. , American Chemical Society. Washington, WA. (2008).
  29. Toshima, K., Tatsuta, K. Recent progress in O-glycosylation methods and its application to natural products synthesis. Chemical Reviews. 93, 1503-1531 (1993).
  30. Ito, Y. My stroll in the backyard of carbohydrate chemistry. Trends in Glycoscience and Glycotechnology. 22, 119-140 (2010).
  31. Yasomanee, J. P., Demchenko, A. V. From stereocontrolled glycosylation to expeditious oligosaccharide synthesis. Trends in Glycoscience and Glycotechnology. 25, 13-41 (2013).
  32. Nakamura, M., Fujita, S., Ogura, H. Synthesis of disaccharide nucleoside derivatives of 3-deoxy-ᴅ-glycero-ᴅ-galacto-2-nonulosonic acid (KDN). Chemical and Pharmaceutical Bulletin. 41, 21-25 (1993).
  33. Mikhailov, S. N., et al. Studies on disaccharide nucleoside synthesis. Mechanism of the formation of trisaccharide purine nucleosides. Nucleosides & Nucleotides. 18, 691-692 (1999).
  34. Lichtenthaler, F. W., Sanemitsu, Y., Nohara, T. Synthesis of 5'-O-glycosyl-ribo-nucleosides. Angewandte Chemie International Edition. 17, 772-774 (1978).
  35. Knapp, S., Gore, V. K. Synthesis of the shimofuridin nucleoside disaccharide. The Journal of Organic Chemistry. 61, 6744-6747 (1996).
  36. Zhang, Y., Knapp, S. Glycosylation of nucleosides. The Journal of Organic Chemistry. 81, 2228-2242 (2016).
  37. Xing, L., Niu, Q., Li, C. Practical glucosylations and mannosylations using anomeric benzoyloxy as a leaving group activated by sulfonium ion. ACS Omega. 2, 3698-3709 (2017).
  38. Aoki, S., et al. Synthesis of disaccharide nucleosides by the O-glycosylation of natural nucleosides with thioglycoside donors. Chemistry - An Asian Journal. 10, 740-751 (2015).
  39. Duggan, P. J., Tyndall, E. M. Boron acids as protective agents and catalysts in synthesis. Journal of the Chemical Society, Perkin Transactions 1. , 1325-1339 (2002).
  40. Method for preparation of 2'-O-alkylribonucleosides by regioselective alkylation of 2',3'-O-(arylboronylidene) ribonucleosides. JPN. Patent. 5, JP 2009/256335A (2009).
  41. Lee, D., Taylor, M. S. Borinic acid-catalyzed regioselective acylation of carbohydrate derivatives. Journal of the American Chemical Society. 133, 3724-3727 (2011).
  42. Gouliaras, C., Lee, D., Chan, L., Taylor, M. S. Regioselective activation of glycosyl acceptors by a diarylborinic acid-derived catalyst. Journal of the American Chemical Society. 133, 13926-13929 (2011).
  43. Satoh, H., Manabe, S. Design of chemical glycosyl donors: Does changing ring conformation influence selectivity/reactivity. Chemical Society Reviews. 42, 4297-4309 (2013).
  44. Liu, X., et al. 1,2-trans-1-Dihydroxyboryl benzyl S-glycoside as glycosyl donor. Carbohydrate Research. 398, 45-49 (2014).
  45. Kaji, E., et al. Thermodynamically controlled regioselective glycosylation of fully unprotected sugars through bis(boronate) intermediates. European Journal of Organic Chemistry. , 3536-3539 (2014).
  46. Nakagawa, A., Tanaka, M., Hanamura, S., Takahashi, D., Toshima, K. Regioselective and 1,2-cis-α-stereoselective glycosylation utilizing glycosyl-acceptor-derived boronic ester catalyst. Angewandte Chemie International Edition. 127, 11085-11089 (2015).
  47. Tanaka, M., Nashida, J., Takahashi, D., Toshima, K. Glycosyl-acceptor-derived borinic ester-promoted direct and β-stereoselective mannosylation with a 1,2-anhydromannose donor. Organic Letters. 18, 2288-2291 (2016).
  48. Nishi, N., Nashida, J., Kaji, E., Takahashi, D., Toshima, K. Regio- and stereoselective β-mannosylation using a boronic acid catalyst and its application in the synthesis of a tetrasaccharide repeating unit of lipopolysaccharide derived from E. Coli O75. Chemical Communications. 53, 3018-3021 (2017).
  49. Mancini, R. S., Leea, J. B., Taylor, M. S. Boronic esters as protective groups in carbohydrate chemistry: Processes for acylation, silylation and alkylation of glycoside-derived boronates. Organic & Biomolecular Chemistry. 15, 132-143 (2017).
  50. Mancini, R. S., Lee, J. B., Taylor, M. S. Sequential functionalizations of carbohydrates enabled by boronic esters as switchable protective/activating groups. The Journal of Organic Chemistry. 82, 8777-8791 (2017).
  51. Someya, H., Itoh, T., Aoki, S. Synthesis of disaccharide nucleosides utilizing the temporary protection of the 2',3'-cis-diol of ribonucleosides by a boronic ester. Molecules. 22, 1650(2017).
  52. Lemanski, G., Ziegler, T. Synthesis of 4-O-ᴅ-mannopyranosyl-α-ᴅ-glucopyranosides by intramolecular glycosylation of 6-O-tethered mannosyl donors. Tetrahedron. 56, 563-579 (2000).
  53. Liu, G., Zhang, X., Xing, G. A general method for N-glycosylation of nucleobases promoted by (p-Tol)2SO/Tf2O with thioglycoside as donor. Chemical Communications. 51, 12803-12806 (2015).
  54. Zhu, X. -F., Williams, H. J., Scott, A. I. An improved transient method for the synthesis of N-benzoylated nucleosides. Synthetic Communications. 33, 1233-1243 (2003).
  55. Eisenführ, A., et al. A ribozyme with michaelase activity: Synthesis of the substrate precursors. Bioorganic & Medicinal Chemistry. 11, 235-249 (2003).
  56. Samuels, E. R., McNary, J., Aguilar, M., Awad, A. M. Effective synthesis of 3'-deoxy-3'-azido nucleosides for antiviral and antisense ribonucleic guanidine (RNG) applications. Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids. 32, 109-123 (2013).
  57. France, R. R., Rees, N. V., Wadhawan, J. D., Fairbanks, A. J., Compton, R. G. Selective activation of glycosyl donors utilising electrochemical techniques: a study of the thermodynamic oxidation potentials of a range of chalcoglycosides. Organic & Biomolecular Chemistry. 2, 2188-2194 (2004).
  58. Wunderlich, C. H., et al. Synthesis of (6-13C)pyrimidine nucleotides as spin-labels for RNA dynamics. Journal of the American Chemical Society. 134, 7558-7569 (2012).
  59. Abraham, R. C., et al. Conjugates of COL-1 monoclonal antibody and β-ᴅ-galactosidase can specifically kill tumor cells by generation of 5-fluorouridine from the prodrug β-ᴅ-galactosyl-5-fluorouridine. Cellular Biophysics. 24, 127-133 (1994).
  60. Huang, X., Huang, L., Wang, H., Ye, X. -S. Iterative one-pot synthesis of oligosaccharides. Angewandte Chemie International Edition. 43, 5221-5224 (2004).
  61. Verma, V. P., Wang, C. -C. Highly stereoselective glycosyl-chloride-mediated synthesis of 2-deoxyglucosides. Chemistry - A European Journal. 19, 846-851 (2013).
  62. Martínez-Aguirre, M. A., Villamil-Ramos, R., Guerrero-Alvarez, J. A., Yatsimirsky, A. K. Substituent effects and pH profiles for stability constants of arylboronic acid diol esters. The Journal of Organic Chemistry. 78, 4674-4684 (2013).
  63. Wulff, G., Röhle, G. Results and problems of O-glycoside synthesis. Angewandte Chemie International Edition. 13, 157-170 (1974).
  64. Demchenko, A., Stauch, T., Boons, G. -J. Solvent and other effects on the stereoselectivity of thioglycoside glycosidations. Synlett. , 818-820 (1997).
  65. Welch, C. J., Bazin, H., Heikkilä, J., Chattopadhyaya, J. Synthesis of C-5 and N-3 arenesulfenyl uridines. Preparation and properties of a new class of uracil protecting group. Acta Chemica Scandinavica. 39, 203-212 (1985).
  66. Tam, P. -H., Lowary, T. L. Synthesis of deoxy and methoxy analogs of octyl α-ᴅ-mannopyranosyl-(1→6)-α-ᴅ-mannopyranoside as probes for mycobacterial lipoarabinomannan biosynthesis. Carbohydrate Research. 342, 1741-1772 (2007).
  67. Yalpani, M., Boeseb, R. The structure of amine adducts of triorganylboroxines. Chemische Berichte. 116, 3347-3358 (1983).
  68. McKinley, N. F., O'Shea, D. F. Efficient synthesis of aryl vinyl ethers exploiting 2,4,6-trivinylcyclotriboroxane as a vinylboronic acid equivalent. The Journal of Organic Chemistry. 69, 5087-5092 (2004).
  69. Iovine, P. M., Fletcher, M. N., Lin, S. Condensation of arylboroxine structures on Lewis basic copolymers as a noncovalent strategy toward polymer functionalization. Macromolecules. 39, 6324-6326 (2006).
  70. Chen, T. -B., Huzak, M., Macura, S., Vuk-Pavlović, S. Somatostatin analogue octreotide modulates metabolism and effects of 5-fluorouracil and 5-fluorouridine in human colon cancer spheroids. Cancer Letters. 86, 41-51 (1994).
  71. Agudo, R., et al. Molecular characterization of a dual inhibitory and mutagenic activity of 5-fluorouridine triphosphate on viral RNA synthesis. Implications for lethal mutagenesis. Journal of Molecular Biology. 382, 652-666 (2008).
  72. Kirienko, D. R., Revtovich, A. V., Kirienko, N. V. A high-content, phenotypic screen identifies fluorouridine as an inhibitor of pyoverdine biosynthesis and Pseudomonas aeruginosa virulence. mSphere. 1, 00217(2016).
  73. Wu, Q., Xia, A., Lin, X. Synthesis of monosaccharide derivatives and polymeric prodrugs of 5-fluorouridine via two-step enzymatic or chemo-enzymatic highly regioselective strategy. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 54, 76-82 (2008).
  74. Brusa, P., et al. In vitro and in vivo antitumor activity of immunoconjugates prepared by linking 5-fluorouridine to antiadenocarcinoma monoclonal antibody. Il Farmaco. 52, 71-81 (1997).
  75. Ozaki, S., et al. 5-Fluorouracil derivatives XX.: Synthesis and antitumor activity of 5'-O.-unsaturated acyl-5-fluorouridines. Chemical and Pharmaceutical Bulletin. 38, 3164-3166 (1990).
  76. Martino, M. M., Jolimaitre, P., Martino, R. The prodrugs of 5-fluorouracil. Current Medicinal Chemistry. Anti-Cancer Agents. 2, 267-310 (2002).

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