Article de méthode

Différence de potentiel nasale pour quantifier le Transport des ions Trans épithélial chez la souris

DOI :

10.3791/57934

⸱

4 juillet 2018

 , 
1Louvain Center for Toxicology and Applied Pharmacology (LTAP), Institut de Recherche Expérimentale et Clinique (IREC), Université Catholique de Louvain

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons ici un protocole permettant de mesurer la différence de potentiel nasale chez la souris. L’essai quantifie la fonction des transporteurs ioniques transmembranaires tels que le régulateur de la conductance transmembranaire de la fibrose kystique et le canal sodium épithélial. Il est utile d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements de la fibrose kystique.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le test de différence potentielle nasale a été utilisé depuis près de trois décennies pour aider dans le diagnostic de fibrose kystique (FK). Il s’est avéré utile dans les cas d’atténué, formes oligo - ou mono-symptomatique des FC généralement diagnostiquée plus tard dans la vie et de troubles liés au CF par exemple l’absence bilatérale congénitale des canaux déférents, pancréatite chronique idiopathique, allergique l’aspergillose broncho-pulmonaire et dilatation des bronches. Dans les paramètres cliniques et précliniques, le test a été utilisé comme un biomarqueur de quantifier les réponses aux stratégies thérapeutiques ciblées pour adapter CF. le test d’une souris est un défi et peut entraîner une mortalité associée. Cet article décrit la profondeur adéquate de l’anesthésie nécessaire pour maintenir un cathéter nasal in situ pour la perfusion continue. Il énumère les mesures pour éviter la broncho-aspiration de solutions perfusés dans le nez. Il décrit également les soins aux animaux à la fin de l’essai, y compris l’administration d’une combinaison d’antidotes des médicaments anesthésiques, menant à inverser rapidement l’anesthésie avec une récupération complète des animaux. Des données représentatives provenant d’un CF et une souris sauvage montrent que le critère discriminatoire entre FC et non-CF. Au total, le protocole décrit ici permet des mesures fiables de l’état fonctionnel des transporteurs de chlorure et de sodium trans épithélial spontanément des souris de respiration, ainsi que plusieurs essais chez le même animal tout en réduisant les liées aux tests mortalité.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Depuis près de trois décennies, des mesures de différence (DP) potentiels électriques ont été utilisés pour évaluer l’état fonctionnel des transporteurs ioniques transmembranaires exprimée à la muqueuse nasale, comme représentant du distal airways1. Comme une dynamique multipas test2,3, nasal PD permettant une dissection fonctionnelle de la Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) et l’activité de sodium épithélial de canal (ENaC), tous deux localisés dans les membranes apicales de les cellules épithéliales et exercer un rôle important dans l’hydratation de surface des voies aériennes. L’application clinique majeure de l’essai de PD nasale est d’aider au diagnostic des FC, la maladie génétique mortelle plus courante dans les populations caucasiennes avec une fréquence moyenne de 1 sur 2 500 naissances dans les pays européens. Le test s’est avéré bien utile dans le diagnostic des formes oligo - ou mono-symptomatique atténué, FC généralement diagnostiquée plus tard dans la vie et de troubles liés au CF par exemple l’absence bilatérale congénitale des canaux déférents, pancréatite chronique idiopathique, allergique l’aspergillose broncho-pulmonaire et bronchectasie4. Plus récemment, clinometric évaluation de la modulation thérapeutique de la CFTR base défaut5,6,7,8,9,10,11 ,12,13,14,15,16 a eu recours à la nasale PD dans les essais cliniques de nouvelles thérapies CF. Dans le paramètre préclinique, l’essai a été adaptée à la souris17 pour permettre l’enquête de la bioactivité des nouveaux CF cible thérapies18,19,20,21. Chez les souris, la technique est délicate, basé sur des différences anatomiques espèces liées à la taille de la région nasale entre les rongeurs et les humains et principalement sur le rôle essentiel des inputs sensoriels de la région de nasofacial chez les rongeurs. Elle exige des opérateurs formés et qualifiés, les équipements dédiés et les fournitures.

CF est une affection multisystémique des glandes exocrines, dans lequel une maladie respiratoire chronique domine le tableau clinique. La maladie est causée par des mutations du gène codant l’adénosine monophosphate cyclique (AMPc)-régis CFTR chlorure canal22. A ce jour, plus de 2 000 CFTR mutations ont été identifiées23. Le plus commun mutation24,25, dans près de 90 % des allèles CF, correspond à une suppression de la phénylalanine en position 508 de la chaîne polypeptidique de la protéine (F508del-CFTR). La protéine CFTR est un canal chlorure de conductance petit purement ohmique. Il y a aussi des preuves considérables que CFTR régule d’autres mécanismes de transport, en particulier, ENaC26,27. Transport de l’électrolyte défectueux, y compris réduite conductance de chlorure CFTR-dépendante et conductance accrue du sodium ENaC-dépendant, est une caractéristique des épithéliums CF. L’ancien vice se traduit par une repolarisation réduite ou supprimée en réponse à la fois un efflux de chlorure favorisant gradient électrochimique et ajout de l’isoprénaline (un agoniste β-adrénergique qui augmente l’AMPc intracellulaire) ou la forskoline (une adénylate cyclase agoniste non approuvé pour l’usage clinique). Le défaut de ce dernier se traduit par une hyperpolarisation basale de la muqueuse nasale (une duree plus négative) et une réponse accrue à l’amiloride, un diurétique qui bloque l’ENaC28.

Modèles de souris CF ont été fréquemment utilisés dans la recherche de CF et ont été inestimables dans la pathologie de la CF de dissection. De nos jours, au moins quinze modèles ont été décrits29, dont trois sont homozygotes pour les plus cliniquement pertinentes F508del mutation30,31,32. Un de ces trois souches30, développé à l’Université Erasmus de Rotterdam, a été utilisé pendant près de 20 ans dans le laboratoire Université catholique de Louvain (UCL). Le Cftrtm1Eur modèle30 s’est avéré pour être très utile pour étudier la physiopathologie multiviscérale de maladie CF et de tester l’efficacité de nouvelles stratégies thérapeutiques18,19,20, 21. Plusieurs problèmes peuvent survenir au cours ou au début après (< 24h) le test de PD nasal chez les souris. Dans cet article, nous décrivons la profondeur adéquate de l’anesthésie nécessaire pour garder un cathéter nasal in situ pour perfusion continue et les mesures pour éviter la broncho-aspiration de solutions perfusés dans le nez. Les soins aux animaux à la fin de l’essai estégalement également décrite, notamment l’administration d’une combinaison d’antidotes des médicaments anesthésiques, menant à inverser rapidement l’anesthésie avec une récupération complète des animaux. Au total, ces procédures permettent des mesures fiables en spontanément respiration souris, réduction de la mortalité liées aux tests et recommencer l’essai chez le même animal. Des données représentatives provenant de l’essai de PD nasale dans un CF et une souris de type sauvage sont montrées et discutées.

Le protocole d’essai des PD nasal murin est signalé en trois sessions : évaluation et la gestion avant, pendant et après l’essai. Dans l’évaluation de pré-test et la gestion, le protocole de préparation du cathéter double lumière nasale et des solutions pour perfusion nasale continue est décrit en détail. Au cours de l’évaluation et des portions de la gestion de l’essai, expérimental et la manipulation de la souris est minutieusement disséqué. Enfin, gestion de l’animal à la fin de l’essai est décrite afin d’améliorer la récupération complète animale.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les études et les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique pour la recherche sur les animaux de l’UCL (2017/UCL/MD/015) et en accord avec le règlement de la Communauté européenne pour l’utilisation des animaux en recherche (CEE n° 86/609). Les enquêteurs sont qualifiés pour l’expérimentation animale suite à la Directive 2010/63/UE du Parlement européen et du Conseil du 22 septembre 2010 relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques.

1. pré-tester Assessment and Management

  1. Préparer le cathéter nasal double lumière.
    Remarque : Une sonde nasale est faite comme un tube capillaire de double lumière, une lumière étant utilisé pour la perfusion continue de solutions, et l’autre comme une mesure de canal.
    1. Chauffer la partie centrale d’une pièce, environ 20 cm de long, du tube en polyéthylène (2,0 mm de diamètre intérieur ; 3,0 mm de diamètre extérieur ; Figure 1 un) dans la flamme d’un brûleur à gaz jusqu'à ce qu’il est assez mou pour tirer (10-15 s).
    2. Séparer les deux extrémités pour obtenir un tube capillaire très mince de longueur appropriée (~ 15 cm) et de diamètre extérieur (~0.1 mm) pour la sonde nasale (Figure 1b).
    3. Nettoyer et dégraisser les deux ces capillaires avec de l’éthanol pur, se joindre à eux avec du ruban adhésif (Figure 1c) et coller à l’aide de colle cyanoacrylate.
    4. Coupez l’excédent de longueur des sondes avec une lame de rasoir ou un scalpel pour obtenir une longueur optimale du cathéter double lumière d’environ 8 cm (Figure 1d).
    5. Injecter de l’eau à travers les deux lumières pour vérifier qu’ils sont perméables.
    6. Apposer une marque à une distance de 5 mm de l’extrémité.
      Remarque : La sonde est insérée jusqu'à la marque dans la narine, afin que toutes les mesures sont effectuées sur le même site à l’intérieur de la cavité nasale.
    7. Stocker le cathéter double lumière dans une zone sèche.
      Remarque : On utilisé 6 - 10 fois si convenablement nettoyées immédiatement après l’essai.
  2. Préparer le mélange de crème.
    1. Mélanger délicatement la crème de l’électrolyte et 3M KCl solution saturée dans un rapport de 1:1 (volume/volume), en évitant la formation de minuscules bulles d’air.
      Remarque : Le mélange pour crème est utilisé pour construire les ponts d’électrode pour la mesure et la référence des électrodes Ag/AgCl, tel qu’illustré à la Figure 1.

figure-protocol-1
Figure 1 : Des sondes avec des électrodes et des ponts. La figure illustre le tube de polyéthylène avant (a) et après chauffage et tirant (b), la bande reliant les deux parties capillaires (c) du cathéter double lumière (d), les raccords de tube de silicone (e) et les électrodes (f). Pour une clarté d’image, les connecteurs n’ont pas été remplis avec le mélange pour crème. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Étiquette de solutionDescription de la solution
ASolution saline tamponnée basale
BSans chlorure solution saline tamponnée
C10-2 M amiloride solution mère
DSolution mère de la forskoline 10-3 M

Tableau 1 : Solution de Stock pour le test de PD nasale chez les souris.

SelmMPoids moléculaireg/L
Chlorure de sodium (NaCl)13558.447 889
Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2.2H2O)2.251470,331
Hexahydrate de chlorure de magnésium (MgCl2.6H2O)1.2203,30,244
Phosphate dipotassique (K2HPO4)2.4174,20,418
Phosphate monopotassique (KH2PO4)0,4136.10,054

Tableau 2 : Composition basale de la solution saline (solution stock A) tamponnée.

  1. Préparer les solutions.
    1. Préparer les quatre solutions requises pour le protocole expérimental (tableau 1).
      1. Préparer la solution tampon basale (solution mère A ; Le tableau 2) et la solution tampon sans chlorure (solution mère B ; Le tableau 3) en mélangeant les sels dans l’eau pure à la température ambiante. Ajuster le pH à 7,4 (gamme 7.0-7.6) à l’aide de NaOH N 1 pour élever le pH, 1 N HCl à pH plus bas. Vérifier l’osmolarité de la solution (275 mOsm/L).
      2. Stocker dans des bouteilles de verre étiquetées à 4 ° C pour 3 mois ou congelées dans des bouteilles en plastique jusqu'à 6 mois.
      3. Préparer la solution d’amiloride 10-2 M (solution mère C) en ajoutant 26,6 mg de chlorhydrate d’amiloride à 10 mL d’eau pure. Chauffer le mélange pendant 5 à 10 minutes à 70 ° C. Comme l’amiloride est sensible à la lumière, garder la solution C dans un récipient sombre. Étiqueter le contenant et conserver à 4 ° C pendant 3 mois.
      4. Préparer la solution de la forskoline M 10-3 (solution mère D) en ajoutant 10 mg de forskoline à 24,36 mL d’eau pure. Étiquette de 0,1 ml de la solution mère de la forskoline et conserver à-20 ° C jusqu'à 6 mois.
  2. Préparer des solutions fraîches A1, B1 et B2 (tableau 4).
    1. Préparer une solution fraîche A1 (solution saline tamponnée basale plus 10-4 M amiloride) en obtenant 10 mL de solution saline basale (solution stock A) et en ajoutant 0,1 mL de solution d’amiloride-2 M 10 (solution mère C). Étiqueter le contenant et l’utiliser dans les 24 heures de préparation.
    2. Préparer une solution fraîche B1 (chlorure tamponnée solution plus 10-4 M amiloride) en obtenant 10 mL de solution saline tamponnée d’expression sans chlorure (solution mère B) et en ajoutant 0,1 mL de solution d’amiloride-2 M 10 (solution mère C). Étiqueter le contenant et l’utiliser dans les 24 heures de préparation.
    3. Préparer une solution fraîche B2 (solution saline tamponnée sans chlorure plus 10-4 M amiloride et 10-5 M la forskoline) en obtenant 10 mL de solution saline tamponnée d’expression sans chlorure (solution mère B) et en ajoutant 0,1 mL de 10-2 M l’amiloride solution (solution mère C) et 0,1 mL de solution de la forskoline 10-3 M (solution mère D). Étiqueter le contenant et l’utiliser dans les 2 heures de préparation.
SelmMPoids moléculaireg/L
Gluconate de sodium (sel monosodique)135218.129 444
Gluconate de calcium (anhydre poudre)2.2430.40,947
Heptahydrate de sulfate de magnésium (MgCl2.6H2O)1.2246,50,296
Phosphate dipotassique (K2HPO4)2.4174,20,418
Phosphate monopotassique (KH2PO4)0,4136.10,054

Tableau 3 : Composition de sans chlorure solution (solution mère B) tamponnée.

figure-protocol-2
Figure 2 : Position de la souris pendant la perfusion de la muqueuse nasale. La figure illustre le coussin chauffant (un), le voltmètre (b), l’électrode de référence inséré dans l’espace sous-cutané dans une patte arrière (c), (d) et proximale du distales (e) prises de la pompe péristaltique, l’oreiller (f), et le lit de feuille (g). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

2. évaluation et la gestion pendant l’essai

  1. Préparer le montage expérimental.
    1. Pour prévenir l’hypothermie pendant et après le test, utilisez deux coussins chauffants, maintenus à température physiologique, un pour la configuration de mesure (18,8 x 37,5 cm ; Figure 2 un) et l’autre (15,5 x 15,5 cm) pour la zone dans laquelle l’animal sera placé pour la récupération à la fin de l’essai.
    2. Allumez l’ordinateur chargé avec le logiciel de capture de données connecté à l’impédance d’entrée élevée de mémoire données (> 1012Ω) et une résolution élevée (0,1 mV) voltmètre (Figure 2b).
    3. Connecter les électrodes du voltmètre. Connecter l’électrode de mesure positive à la sonde nasale et l’électrode de référence négative au cathéter inséré dans l’espace sous-cutané dans un membre postérieur, tel qu’illustré en Figure 2c.
    4. Tremper les pointes des électrodes dans le mélange de crème. Vérifiez la valeur de décalage initial d’électrode. Rejeter les électrodes si la valeur est supérieure à (±) 2 mV (idéalement 0 mV).
    5. Mettre en marche la pompe péristaltique et insérer le tube de la pompe en position, comme illustré à la Figure 2.
    6. Raccorder la sortie proximale du tube de la pompe dans le flacon contenant la solution retenue pour perfusion nasale (Figure 2d). Raccorder la sortie distale du tube de la pompe à la lumière de perfusion du cathéter nasal (Figure 2e).
    7. Remplir une lumière du cathéter nasal avec mélange d’électrolytes crème grâce à un embout de pipette de 10 µL. Adapter le cathéter à un connecteur de tube de silicone (Figure 1e), remplissez le connecteur avec le mélange de crème et insérer l’électrode positive dans le connecteur (Figure 1f). Vérifiez la valeur de décalage de pont électrode mesure. Rejeter les ponts si la valeur est supérieure à (±) 2 mV (idéalement 0 mV).
    8. Remplir la deuxième lumière du cathéter nasal de la solution fraîche A1. Tremper l’extrémité du cathéter nasal dans le flacon contenant la solution inverse d’a. la direction de la pompe péristaltique pour remplir une longueur du cathéter nasal correspondant à 10 s de perfusion.
      Remarque : Ceci permet d’enregistrer les valeurs basales de PD pour 10 s avant d’appliquer l’amiloride. Tremper l’extrémité du cathéter nasal dans le mélange pour crème à l’intérieur du connecteur de l’électrode de référence (Figure 1).
  2. Commencer à manipuler la souris.
    1. Enregistrer le poids de la souris pour calculer la dose exacte d’anesthésiques à injecter par voie intrapéritonéale (ip)17.
    2. À l’aide d’une aiguille 26G (0,45 x 10 mm), injecter une prémédication par voie intrapéritonéale pour promouvoir l’induction de l’anesthésie : une dose fixe de 50 µL de midazolam 5 mg/mL. Attendre 5 min.
    3. Préparer le mélange anesthésique (fentanyl, médétomidine, dropéridol à la concentration finale de 0,05, 0,40 et 20 mg/kg de poids corporel de respectivement et clonidine à une dose fixe de 0,375 µg) permettant la profondeur optimale et stable de l’anesthésie (stade III, plan 2)17 . Injecter le volume du mélange anesthésique par voie intrapéritonéale et ensuite injecter le volume de la clonidine.
      Remarque : Après 15 min, la souris doit être endormie et l’anesthésie peut durer pendant au moins 30 min.
    4. Plier une feuille d’absorber le tissu pour faire un 3 cm large « oreiller » (Figure 2f) qui couvre la partie supérieure du coussin chauffant (Figure 2a) comme support pour la tête de souris.
    5. Couvrir le coussin chauffant avec une feuille d’absorber des tissus (« drap de lit » ; Figure 2 g). Posez la souris sur son dos sur le coussin chauffant. Ruban adhésif sur les membres et la queue (Figure 2).
    6. Insérer le cathéter intraveineux de référence (Figure 1g) dans l’espace sous-cutané d’un membre postérieur. Retirer l’aiguille et adapter le connecteur de tube de silicone (Figure 1e, 2C).
    7. Remplissez le cathéter et le connecteur avec la crème, mélanger et placer l’électrode négative dans le connecteur (Figure 1f).
    8. Fixer le cathéter et l’électrode avec du ruban comme nécessaire afin d’éviter tout déplacement. Après le placement de l’électrode de référence et de ponts, vérifiez la valeur de décalage de pont électrode mesure à nouveau en trempant l’extrémité du cathéter nasal dans le mélange de crème électrode à l’intérieur du connecteur du cathéter IV. Enregistrer la valeur de décalage finale stable (idéalement moins de (±) 2 mV).
    9. Fixer la souris oreilles avec du ruban de « doux » sur le pad de la chaleur dans un espace libre entre les deux morceaux d’absorber des tissus (« oreiller » (Figure 2,f) et « drap de lit » ; Figure 2g). Difficulté vibrisses (les poils raides qui poussent près des narines) sans toucher les yeux.
    10. Pour absorber le liquide de la cavité buccale, passer la langue sur le côté (Figure 3a) et insérez une mèche pointue de papier filtre (le « pipe » ; Figure 3 b) environ 1 cm dans la bouche. Pour absorber le liquide en cours d’exécution par la narine perfusée, placez un deuxième morceau de papier filtre (le « mouchoir » ; Figure 3 c) qui s’est tenue à la pointe du nez.
    11. Vérifier une valeur du contrôle positif du potentiel épithélial en plaçant l’extrémité du cathéter nasal en contact avec l’intérieur de la bouche.
      Remarque : La lecture doit être stable et varie entre -10 mV et -20 mV.
    12. Maintenant avec une pince fine et sous bon éclairage direct, introduire délicatement la sonde nasale dans une narine jusqu'à 4 - 6 mm du nez astuce.
      Remarque : Le cathéter nasal de PD se trouve dans la milieu concha nasale à la position qui donne la ligne de base stable maximale PD valeur17,20.
    13. 5 min après l’injection des médicaments anesthésiques, inclinez doucement le coussin chauffant de 30 ° avec la tête d’animal vers le bas. Contrôler la valeur maximale de PD basale.
    14. Quand il est stable sur une période d’environ 30 s, début perfusant la muqueuse nasale, à un taux constant de 10 µL / min, avec les 4 solutions tamponnées (A, A1, B1, B2) en succession. Perfuse la première solution (point 1.3.1.1) pendant 10 s et chaque solution suivante (point 1.4) pendant 5 min ou jusqu'à ce qu’une valeur stable a été atteint. Arrêter perfusant la forskoline (B2), lorsque la réponse de la forskoline transitoire commence à descendre.
    15. Sélectionnez un intervalle de 1 s pour l’enregistrement des données. Démarrer l’enregistrement de données au moment de commencer la perfusion. Afficher les données en fonction du temps sur l’écran de l’ordinateur.
    16. Saisie arrêt à la fin de la perfusion de solution B2. Enregistrer les données dans un fichier de feuille de calcul.
    17. Données correctes en soustrayant la valeur de décalage finale.

figure-protocol-3
Figure 3 : Position de la souris sur le coussin chauffant avec le cathéter nasal et les papiers filtres en place. La figure illustre la langue mises sur le côté (a), le tube (b) et le mouchoir (c). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

3. après le test Assessment and Management

  1. Relâchez le bouton de la souris du coussin chauffant.
  2. Moucher la souris avec le « drap » (Figure 2g).
  3. Injecter par voie intrapéritonéale le mélange anesthésique antagoniste composé d’une dose fixe (4 µg) de naloxone, un antagoniste compétitif de la morphine et Atipamézole, un antidote spécifique médétomidine (2 mg/kg de poids corporel).
  4. Posez la souris sur le petit coussin chauffant dans la zone de récupération jusqu'à la guérison complète, qui est habituellement observée après 1 à 2 h.
    Remarque : Dans le laboratoire de l’UCL, environ 10 % mortalité, principalement liée aux bronchoaspiration de solutions perfusés dans les fosses nasales pendant l’essai, on observe quel que soit le sexe ou le génotype.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Afin d’illustrer les anomalies de transport ionique caractéristique dans les FC, nasale PD mesures ont été effectuées selon le protocole décrit ci-dessus chez une souris F508del-CF et à un contrôle de type sauvage du fond génétique de la colonie de Bruxelles de FVB/129 CFTRtm1Eur souris30. Ce modèle cliniquement pertinent, abritent les plus courantes et un des plus graves F508del-CFTR mutation23,24

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le but de cet article est de décrire un protocole adéquat pour mesurer des PD nasale sous perfusion continue de solutions spontanément respiration souris pour un laps de temps requis pour contrôler l’intégrité des transporteurs ioniques, principalement CFTR et ENaC. Toutes les étapes du protocole ont été soigneusement optimisés afin d’assurer la récupération complète animale et de bonne qualité et de données reproductibles. En particuliers, critiques des étapes sont anesthésie évaluation et la gestion et position animale...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs remercient Prof. J. Lebacq pour l’édition critique du manuscrit. CFTRtm1Eur (souris homozygotes de F508del-CFTR (FVB/129) ont été élaborées par le MC Erasmus, Rotterdam, aux Pays-Bas, avec l’appui de l’Action de Coordination européenne Communauté économique européenne pour la recherche en mucoviscidose EU FP6 LHHM-CT-2005-018932.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube en polyéthylène Portex  ;Smiths Medical, Hythe, Kent, Angleterre CT21 6JLPortex 800/100/500 ; 2,0 mm de diamètre intérieur, 3,0 mmde diamètre extérieurpour préparer des tubes capillaires pour sonde nasale
Crème d’électrodeParker, Fairfield, NJ, États-UnisCrème Reduxpour construire des ponts d’électrodes
Électrodes Ag/AgClBiomédical, Clinton Township, MI, États-UnisJNS BNT131-1,0électrodes de mesure et de référence
Chlorhydrate d’amilorideSigma, St Louis, MI, États-UnisA7410pour préparer des solutions
forskolinSigma, St Louis, MI, USAF6886pour préparer des solutions de perfusion
Knick Portamess voltmètreElektronisch Me&beta ; gerä ; te, Berlin, AllemagnePortavo 904 pHpour mesurer la différence de potentiel
Paraly SW 112 Logiciel  ;Elektronisch Me&beta ; gerä ; te, Berlin, AllemagneLe logiciel Paraly SW112pour capturer les données de différence de potentiel
midazolam  ;Mylan, Hoeilaart, BelgiqueDormicum 15mg/3mlpour servir d’anesthésique prémédication
fentanylJanssen Cilag, Berchem, BelgiqueFentanyl-Janssen 0,05 mg/mlpour servir de médicament anesthésique
médétomidineOrion Pharma, Espoo, FinlandeDomitor 1 mg/mlpour servir de médicament anesthésique
droperidol  ;Janssen  ; Cilag, Berchem, BelgiqueDéhydrobenzpéridol 2,5 mg/mlpour servir de médicament anesthésique
clonidine  ;Boehringer Ingelheim Pharma KG, Ingelheim am Rhein, AllemagneCatapressan 0,15 mg/ml,médicament anesthésique
Cathéter IVBecton Dickinson, Sandy, UT, États-Unis24 GA x 0,75 IN, BD Insyte-Wpour construire des ponts d’électrodes
pinces  ;Outils de science fine, Heidelberg, AllemagneDumont #5, Outils de science finepour placer le cathéter nasal
naloxone  ;Braun Medical, Bruxelles, BelgiqueNarcan, 0,4 mg/mlpour servir d’antagoniste anesthésique
atipamezole  ;Zoetis, Bloomberg, BelgiqueAntisedan, 5 mg/mlpour servir d’antidote spécifique à la médétomédine.
Coussins chauffants  ;Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA18,8x37,5 cm ; 15,5x15,5 cmpour éviter l’hypothermie pendant et après l’essai
Pompe péristaltique P1GE Life Sciences, Uppsala, Suède18111091pour perfuser des solutions dans le nez de souris
colle cyanoacrylateLoctite, Henkel, Dü ; sseldorf, Allemagne  ;super colle 3pour coller ensemble deux tubes capillaires sp ; pour sonde nasale
NaClSigma, St Louis, MI, USARES0926S-A7Pharma-Grade, USP
CaCl2.2H2OSigma, St Louis, MI, USAM7304Pharma-Grade, USP
MgCl2.6H2OSigma, St Louis, MI, USA1551128Pharma-Grade, USP
K2HPO4Sigma, St Louis, MI, USA1551139Pharma-Grade, USP
Na gluconateSigma, St Louis, MI, USAS2054Pharma-Grade, USP
Ca gluconateSigma, St Louis, MI, USAC8231Pharma-Grade, USP
MgSO4.7H2OSigma, St Louis, MI, USARES0089M-A7Pharma-Grade, USP
BD needle  ;Becton Dickinson, Franklin Lakes, États-UnisBD 26G (0,45 x 10 mm)injection intrapéritonéale
de perfusion pour servir de référence de

Références

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