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Article de méthode

Transfert d’embryon et vitrification d’embryons au stade optimal de l’embryon dans le modèle Rabbit

13K vues

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DOI :

10.3791/58055

⸱

16 mai 2019

 ,  ,  , 
1Departament of Animal Science, Institute for Animal Science and Technology (ICTA), Universitat Politècnica de València (UPV), 2Animal Technology and Research Center (CITA), Instituto Valenciano de Investigaciones Agrarias (IVIA)

Dans cet article

Résumé

Les techniques de procréation assistée (ARTs) sont en évaluation continue pour améliorer les résultats et réduire les risques associés. Ce manuscrit décrit une procédure de transfert d’embryons mini-invasive avec un protocole de cryoconservation efficace qui permet l’utilisation de lapins comme modèle animal idéal de reproduction humaine.

Résumé

Les techniques de reproduction assistée (art), telles que la culture d’embryons in vitro ou la cryopréservation des embryons, affectent les schémas de développement naturel avec des conséquences périnatales et postnatales. Pour garantir l’innocuité des applications ART, des études sur des modèles animaux sont nécessaires. En outre, dans un dernier temps, les études sur le développement embryonnaire exigent une évaluation de leur capacité à développer des descendants sains à terme. Ici, le transfert d’embryon vers l’utérus est indispensable pour réaliser toute expérience liée aux ARTs.

Le lapin a été utilisé comme organisme modèle pour étudier la reproduction des mammifères depuis plus d’un siècle. En plus de sa proximité phylogénétique avec l’espèce humaine et sa petite taille et son faible coût d’entretien, il a des caractéristiques de reproduction importantes telles que l’ovulation induite, une chronologie du développement embryonnaire précoce semblable à l’homme et une courte gestation qui nous permettent d’étudier facilement les conséquences de l’application ART. De plus, les ARTs (comme l’injection intracytoplasmique de spermatozoïdes, la culture d’embryons ou la cryopréservation) sont appliqués avec une efficacité appropriée chez cette espèce.

En utilisant la technique de transfert d’embryon laparoscopique et le protocole de cryoconservation présenté dans cet article, nous décrivons 1) Comment transférer des embryons par une technique facile, minimalement invasive et 2) un protocole efficace pour le stockage à long terme du lapin d’embryons pour fournir des capacités logistiques flexibles et la capacité de transporter l’échantillon. Les résultats obtenus après le transfert d’embryons de lapins à différents stades de développement indiquent que la morula est le stade idéal pour la récupération et le transfert d’embryons de lapins. Ainsi, un transfert d’embryon oviducte est exigé, justifiant la procédure chirurgicale. En outre, les morulas de lapin sont vitrifiés avec succès et transférés par voie laparoscopique, prouvant l’efficacité des techniques décrites.

Introduction

Dans le but de contourner l’infertilité humaine ou d’améliorer la diffusion du bétail de haute valeur génétique et de préserver les ressources génétiques animales, un ensemble de techniques appelées collectivement les technologies de reproduction assistée, telles que la superovulation, dans la fécondation vitro, la culture embryonnaire ou la cryoconservation ont été développées1,2. Actuellement, des traitements hormonaux sont donnés pour stimuler les ovaires et produire un grand nombre de follicules ovariens antraux1. Les ovocytes recueillis à partir de ces follicules peuvent être mûris, fécondés et développés in vitro jusqu’à ce qu’ils soient cryopréservés ou transférés aux mères porteuses3. Cependant, pendant ces traitements, les gamètes et les zygotes sont exposés à une série de processus non physiologiques qui pourraient nécessiter une adaptation embryonnaire pour survivre dans ces conditions4,5. Cette adaptation est possible en raison de la plasticité embryonnaire précoce, qui permet des changements d’embryon dans l’expression génique et la programmation du développement6. Cependant, ces modifications peuvent influencer les stades ultérieurs du développement embryonnaire jusqu’à l’âge adulte, et il est maintenant largement admis que les méthodes, le timing, la procédure de cryoconservation ou les conditions de culture montrent des résultats différents sur le destin embryonnaire7 , 8. par conséquent, pour élucider les effets induits spécifiques des ARTs, l’utilisation de modèles animaux bien caractérisés est inévitable.

La première naissance vivante documentée résultant du transfert d’embryons de mammifères a eu lieu en 18909. Aujourd’hui, le transfert d’embryons (ET) à une femelle porteuse est une étape cruciale dans l’étude des effets induits par l’ART pendant la préimplantation sur les stades ultérieurs de développement de l’embryon10. Les techniques de l’ET dépendent de la taille et de la structure anatomique de chaque animal. Dans le cas des modèles animaux de grande taille, il a été possible d’effectuer des ET par des techniques de l’ET non chirurgicales transcervicales, mais dans les espèces de plus petite taille, le cathétérisme du col de l’utérus est plus complexe et les techniques chirurgicales sont fréquemment utilisées11. Cependant, l’ET chirurgicale peut provoquer une hémorragie qui pourrait nuire au développement de l’implantation et de l’embryon, car le sang peut envahir la lumière utérine, causant la mort de l’embryon10. Les techniques transcervicales et non chirurgicales sont toujours appliquées chez les humains, les babouins, les bovins, les porcs et les souris12,13,14,15,16,17, mais chirurgicaux Les Ets sont toujours utilisés dans des espèces comme les chèvres, les moutons ou d’autres animaux qui présentent des difficultés supplémentaires10,18,19,20,21, comme les lapins (deux des cervices indépendants) ou des souris (de petite taille). Néanmoins, les méthodes de transfert chirurgical tendent à être graduellement remplacées par des méthodes moins invasives. L’endoscopie a été utilisée pour transférer des embryons, par exemple, chez les lapins, les porcs et les petits ruminants18,19,20. Ces méthodes d’endoscopie minimalement invasives peuvent être utilisées pour transférer des embryons dans l’ampoule par l’intermédiaire de l’infundibulum, qui est essentiel chez les lapins et a démontré des effets bénéfiques chez certaines espèces20. Ceci est basé sur l’importance du dialogue correct entre l’embryon et la mère pendant les stades précoces de l’embryon dans l’oviducte. Comme mentionné ci-dessus, le remodelage de l’embryon qui a lieu chez les lapins pendant la migration de l’embryon à travers l’oviducte est essentiel pour obtenir des embryons capables d’implanter22,23.

Les modèles animaux de grande taille, comme les bovins, sont intéressants parce que les caractéristiques biochimiques et préimplantatoires sont similaires à celles de l’espèce humaine24. Cependant, les grands animaux sont trop coûteux à utiliser dans les essais préliminaires, et les rongeurs sont considérés comme un modèle idéal (76% des organismes modèles sont des rongeurs) pour la recherche en laboratoire25. Néanmoins, le modèle de lapin offre quelques avantages par rapport aux rongeurs dans les études de reproduction, car certains processus biologiques de reproduction exposés par les humains sont plus semblables chez les lapins que chez les souris. Les humains et les lapins présentent une activation du génome embryonnaire similaire, la gastrulation et la structure du placenta hémochorial. En outre, l’utilisation de lapins, il est possible de connaître le moment exact de la fécondation et les stades de la grossesse en raison de leur ovulation induite25. Les cycles de vie de lapin sont courts, achevant la gestation en 31 jours et atteignant la puberté à environ 4-5 mois; l’animal est facile à manipuler en raison de son comportement docile et non-agressif, et son entretien est très économique par rapport aux frais des animaux plus grands. En outre, il est crucial de mentionner que les lapins ont un utérus duplex avec deux Cervixes indépendants11,25. Cela place le lapin dans une position préférentielle, car les embryons des différents groupes expérimentaux peuvent être transférés dans le même animal, mais dans une corne utérine différente. Cela nous permet de comparer les deux effets expérimentaux, réduisant ainsi le facteur maternel des résultats.

Aujourd’hui, les méthodes ET non chirurgicales ne sont pas utilisées chez le lapin. Certaines études réalisées à la fin des années 90 à l’aide d’une technique transcervicale et ont entraîné des taux de livraison faibles variant de 5,5% à 20,0%11,26 versus 50-65% par des méthodes chirurgicales, dont la procédure de laparoscopie décrite par Besenfelder et Brem18. Les faibles taux de réussite de ces méthodes non chirurgicales chez les lapins coïncident avec l’absence de remodelage embryonnaire nécessaire dans l’oviducte, ce qui est évité dans l’HE transcervicale. Ici, nous décrivons une procédure de l’HE laparoscopique efficace ET peu invasive utilisant des lapins comme organisme modèle. Cette technique fournit un modèle pour de nouvelles recherches sur la reproduction chez les grands animaux et les humains.

Étant donné que les lapins ont un créneau horaire particulièrement étroit pour l’implantation d’embryons, l’ET chez cette espèce exige un degré élevé de synchronie entre le stade de développement de l’embryon à et et l’état physiologique du receveur27. Dans certains cas, après un traitement reproductif qui ralentit le développement de l’embryon (comme la culture in vitro ) ou modifie la réceptivité de l’endomètre (comme les traitements de la superovulation), il n’y a pas de synchronie entre l’embryon et l’utérus maternel. Ces situations peuvent affecter négativement les résultats. Pour répondre dans ces contextes, nous décrivons un protocole efficace de vitrification de la morula de lapin qui nous permet de suspendre, d’organiser et de reprendre les expériences. Ce processus est logistiquement souhaitable pour les études de reproduction et nous donne la capacité de stockage à long terme des embryons, permettant leur transport. La procédure laparoscopique et les stratégies de cryoconservation permettent une meilleure planification des études avec moins d’animaux. Ainsi, notre méthodologie offre des avantages hygiéniques et économiques et est conforme au concept de 3Rs (remplacement, réduction et raffinement) de la recherche animale avec l’objectif déclaré d’améliorer le traitement humain des animaux expérimentaux. Ainsi, avec ces méthodes, les lapins constituent un organisme modèle idéal pour les essais de reproduction in vivo .

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales utilisées dans cette étude ont été effectuées conformément à la directive 2010/63/UE CEE pour les expérimentations animales et examinées et approuvées par le Comité d’éthique pour l’expérimentation des animaux de l’Universitat Politècnica de València, Espagne (code de recherche: 2015/VSC/PEA/00170). XGD, FMJ, MPVC et JSV détiennent un certificat d’autorisation délivré par l’administration gouvernementale valencienne pour expérimenter sur les animaux. XGD est autorisé à superviser in situ le bien-être et le soin des animaux pendant l’expérimentation.

1. transfert d’embryons

  1. Préparation des femelles bénéficiaires
    1. N’utiliser que des femelles sexuellement matures (> 4,5 mois).
    2. Une semaine avant ET, adaptez les femelles à un régime de 16 h de lumière/8 h d’obscurité pour initier la croissance folliculaire et améliorer la réceptivité féminine.
    3. Sélectionnez les femelles bénéficiaires, en observant la turgidité et la couleur de la vulve. Si la vulve est turgide et rougeâtre, la femelle est réceptive.
    4. Induire Pseudo (ovulation) par une seule injection intramusculaire de 1 μg d’acétate de buserelin (analogue synthétique de l’hormone libérant la gonadotrophine), quel que soit le poids corporel.
      NOTE: normalement, 0,8 μg est une dose appropriée pour l’induction de l’ovulation chez les lapins de taille moyenne (4-5 kg), donc 1 μg garantit généralement l’ovulation.
    5. Induire l’ovulation autant de jours à l’avance que l’âge des embryons à transférer (par exemple, 70-72 h avant la morula fraîche ET).
  2. Anesthésie et analgésie
    1. Peser le lapin et charger les anesthésiques et les analgésiques suivants.
      1. Dans une seringue de 1 mL avec une aiguille de 30G: charger la xylazine (5mg/kg) et le chlorhydrate de buprénorphine (0,03 mg/kg). Dans une autre seringue de 1 mL avec une aiguille périraniale de 23G, charger le chlorhydrate de kétamine (35 mg/kg).
    2. Tenez le lapin et injectez le mélange de xylazine-buprénorphine par voie intramusculaire.
    3. Insérez l’aiguille périrânienne avec de la kétamine dans la veine auriculaire marginale, en introduisant lentement tout le contenu de la seringue par voie intraveineuse.
    4. Fixez l’aiguille et laissez-la insérée tout au long des étapes restantes pour administrer plus d’anesthésie si nécessaire.
    5. Laisser le lapin dans la cage (propre et sans autres animaux) sur une scène chaude.
    6. Une fois inconscient, appliquez la pommade oculaire pour éviter la sécheresse de l’œil et vérifier l’absence du palpébral Freflex.
      NOTE: ce protocole fournit un plan d’anesthésie chirurgicale pour un minimum de 30 min. Si un temps plus long est nécessaire, injecter des doses supplémentaires avec la moitié de la quantité de chlorhydrate de kétamine décrite dans 1.2.1 après 30 min.
    7. Surveillez la profondeur de l’anesthésie en vérifiant le réflexe de pédale et le mouvement respiratoire. Les changements dans le modèle respiratoire à un taux irrégulier et plus rapide indiquent la perte du plan approprié de l’anesthésie.
    8. Surveillez la couleur des muqueuses (yeux, lèvres, etc.), la fréquence respiratoire (30-60 respirations par minute), la fréquence cardiaque (120-325 battements par minute) et la température rectale (38-39,6 ° c).
    9. Huit heures avant le transfert, retenir la nourriture des animaux pour éviter la plus grande taille et l’activité de l’intestin jusqu’à ce que le processus ET est terminé. Laissez libre accès à l’eau.
  3. Préparation d’embryons
    1. Réchauffer le support de manipulation d’embryons à 25 ° c: milieu de base (BM), composé de la solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) complétée par 0,2% (p/v) d’albumine sérique bovine.
    2. Travailler sous un stéréomicroscope, rincer les embryons frais ou décongelés (étape 2) avec BM.
    3. En utilisant des gants stériles, fixez un cathéter épidural 17G correctement configuré à une seringue de 1 mL.
    4. Aspirer 1 cm de BM dans le cathéter, suivi d’une petite bulle d’air.
    5. Aspirer 5-7embryons dans un volume de 10 μL de BM, suivi d’une autre petite bulle d’air.
    6. Terminer le chargement du cathéter en aspirant 1 cm de BM.
  4. Transfert d’embryons
    1. Considérez l’utilisation de gants, de robe et de masque stériles pour assurer un environnement aseptique.
    2. Stériliser les instruments chirurgicaux, nettoyer les surfaces où la chirurgie sera effectuée, et essuyez-les avec 70% d’éthanol.
    3. Effectuer l’anesthésie comme indiqué précédemment (étape 1,2), la vérification de la perte de réflexes.
    4. Rasez la fourrure de l’abdomen ventrale avec un rasoir électrique.
    5. Préparez l’abdomen ventrale de façon aseptique.
      1. Nettoyez la zone chirurgicale et enlevez les poils restants. Laver la zone chirurgicale avec un savon au gluconate de chlorhexidine. Désinfecter la zone avec la solution de chlorhexidine et l’éthanol 96 º (3 fois).
    6. Placez l’animal sur une table chirurgicale chaude, dans la position de Trendelenburg (la tête vers le bas à 45 °) pour s’assurer que l’estomac et les intestins sont situés crânien. Considérez l’évacuation de la vessie si elle est turgide. Si des viscères sont endommagés dans le processus, l’animal peut mourir. Il est donc important de les faire correctement localisés (figure 1).
    7. Couvrez la zone à l’aide d’une serviette stérile, avec un trou (fenestration) exposant la zone rasée, pour séparer le site chirurgical de toute zone contaminante potentielle.
    8. Insérer un trocart endoscopique de 5 cm dans la cavité abdominale, 2 cm caudale au processus xiphoïde, et insuffler à travers lui la cavité péritonéale avec un insufflateur mécanique régulant la pression.
      NOTE: la pression intra-abdominale doit être de 8-12 mmHg avec CO2 (figure 1a).
    9. Insérez la caméra endoscope à travers le trocart endoscopique (figure 1b).
      Note: Identifiez le tractus reproducteur, en déterminant l’État et la position de l’infundibulum et de l’ampoule avant et pour faciliter les prochaines étapes.
    10. Insérer l’aiguille épidurale de 17 G dans la région inguinale entre 2-3 cm de l’intérieur (figure 1b).
    11. Identifiez l’entrée de l’infundibulum (figure 2a, 2b).
    12. Insérez le cathéter chargé (étape 1,3) à travers l’aiguille épidurale dans l’abdomen (figure 1c).
    13. Localiser l’oviducte et insérer 1-2 cm du cathéter épidural à travers l’infundibulum de l’ampoule (figure 2a-2C). Ne pas progresser très loin dans l’oviducte pour éviter les dommages et les hémorragies.
    14. Relâcher les embryons dans l’oviducte en appuyant doucement sur le piston de la seringue couplé au cathéter (figure 2D-2F). Les deux bulles d’air doivent sortir du cathéter.
    15. Retirer le cathéter juste après la libération des embryons.
    16. Rincer le cathéter, aspirer et relâcher le fluide manipulateur pour vérifier l’absence des embryons et confirmer leur transfert réussi.
    17. Répétez les étapes 1.4.11 à 1.4.16 de l’autre côté de l’utérus, si désiré.
    18. Retirez l’aiguille épidurale et l’appareil photo endoscope.
    19. Relâchez CO2 à travers le trocar endoscopique. Si l’excès de gaz reste dans l’abdomen de l’animal, il aura de la douleur et de l’inconfort.
    20. Retirer le trotre endoscopique de la cavité abdominale. Enlevez la serviette chirurgicale.
    21. Arrêtez l’anesthésie.
    22. Nettoyez l’incision faite par le trocart avec une solution de chlorhexidine. Fermez l’incision faite par le trocart avec un aluminium micronisé et un pansement en plastique.
  5. Soins postopératoires
    1. Traiter les animaux avec des antibiotiques: 10 mg/kg d’enrofloxacine, sous-cutanée, tous les 24-h pendant 5 jours.
    2. Administrer des analgésiques: chlorhydrate de buprénorphine (0,03 mg/kg), par voie intramusculaire, chaque 12 heures pendant 3 jours; Méloxicam (0,2 mg/kg), par voie sous-cutanée, tous les 24-h pendant 3 jours.
    3. Surveillez les animaux pendant au moins 30 min après la chirurgie (selon l’animal et la dose d’anesthésie utilisée) en veillant à ce qu’ils récupèrent leurs conditions physiologiques.
    4. Identifiez le receveur (p. ex., tatouage d’oreille) et les animaux domestiques individuellement dans une cage propre avec l’état environnemental approprié.

figure-protocol-1
Figure 1: transfert d’embryon laparoscopique assisté par laparoscopie (vue externe). A) insertion du trocart endoscopique (un port). B) insertion de la caméra endoscopique et de l’aiguille épidurale (flèche noire). C) insertion du cathéter de transfert d’embryon (flèche blanche) à travers l’aiguille épidurale. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

figure-protocol-2
Figure 2: transfert d’embryon laparoscopique assisté par laparoscopie (vue interne). A: Insertion du cathéter à travers l’aiguille épidurale dans la zone abdominale. L’astérisque indique l’infundibulum. B, C, D: Le cathéter chargé avec les embryons est inséré dans la région d’ampoule à travers l’infundibulum. E, F: Libération des embryons, confirmée par la visualisation d’un oviduct gonflé. Ce chiffre a été adapté de Marco-Jiménez et coll. 38 veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

2. vitrification et réchauffement embryonnaires

  1. Effectuer toutes les manipulations à température ambiante (environ 22 ° c) pour réduire la toxicité de la solution de vitrification à des températures plus chaudes.
    Remarque: les embryons peuvent être déplacés à l’aide de la pipette automatique 0,1-2 μL dans ce protocole, mais d’autres dispositifs similaires pour déplacer les embryons faisant glisser le volume minimum peuvent convenir.
  2. Vitrifiez les embryons dans une procédure d’addition en deux étapes:
    1. Placer les embryons pendant 2 minutes dans une solution équilibrante composée de 10% (v/v) d’éthylène glycol et de 10% (v/v) de diméthyl sulfoxyde dissous dans BM.
    2. Déplacer les embryons (à partir de l’étape 2.2.1) pendant 1 minute dans une solution de vitrification consistant en 20% (v/v) d’éthylène glycol et 20% (v/v) de diméthyl sulfoxyde dissous dans BM.
  3. Chargez les embryons dans un 125 μL de plastique (qui contient une extrémité fermée avec un bouchon de coton et un extrême ouvert). Le processus est schématisé dans la figure 3.
    1. Coupler l’extrémité fermée de 0,125 μL ministraw avec le microdistributeur approprié (p. ex. Captroll III®).
    2. Aspirate BM jusqu’à 1/3 de la longueur de la paille, suite à une petite bulle d’air.
    3. Aspirer les embryons dans un volume de 40 μL de solution de vitrification, suivi d’une autre petite bulle d’air.
    4. Aspirate BM jusqu’à ce que la première fraction liquide (étape 2.3.2) atteigne le coton.
    5. Fermez l’extrémité ouverte avec une prise de paille.
  4. Effectuer l’étape 2.2.2 alors que l’étape 2,3 est en cours pour s’assurer qu’il ne s’écoule pas plus d’une minute, ce qui serait toxique pour les embryons.
  5. Plonger le ministraw directement dans l’azote liquide pour obtenir la vitrification.
  6. Stockez le ministraw dans un Dewar pour l’azote pour le temps désiré.
  7. Décongeler les embryons en une seule étape.
    1. Placer le ministraw horizontalement à 10 cm de la vapeur d’azote liquide pour 20-30 s.
    2. Lorsque le processus de cristallisation commence à l’intérieur du ministraw, immerger le ministraw dans un bain d’eau à 25 ° c pour 10-15 s.
    3. Retirez le bouchon ministraw et coupez le bouchon en coton.
    4. Avec un microdistributeur couplé, expulser tout le contenu du ministraw dans une assiette contenant 0,33 M de saccharose à 25 ° c en BM pendant 5 minutes.
      Remarque: cette étape doit être effectuée rapidement afin de réduire l’exposition de l’embryon à la solution de vitrification.
    5. Déplacez les embryons vers une nouvelle plaque contenant une solution BM pendant 5 min.
    6. Ne considérez que les embryons non endommagés (avec le manteau de mucine intact et la zona pellucida) pour continuer avec l’ET.
      NOTE: tenir compte du fait que, dans les embryons décongelés, les transferts asynchrones (p. ex., 60-62 h dans les transferts de morula) peuvent améliorer les résultats en permettant une resynchronisation entre l’embryon et l’endomètre maternel.

figure-protocol-3
Figure 3: schématisation de la paille correctement chargée. A) BM fait référence à l’embryon manipulant les milieux utilisés pendant la vitrification. Les embryons doivent être chargés dans une solution de vitrification. B) aspect macroscopique de la paille chargée avec un détail magnifié de la position de l’embryon. Ce dispositif de grand volume nous permet de vitrifier un grand nombre d’embryons, contrairement aux appareils de volume minimum. En outre, la manipulation de cet appareil est plus facile par rapport aux dispositifs de volume minimum, tandis que les résultats sont similaires chez les lapins41. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Résultats

Le transfert laparoscopique mini-invasif d’embryons frais ou vitrifiés place le lapin parmi les meilleurs animaux modèles pour les études de reproduction. Le tableau 1 présente les résultats de l’HE fraîche à différents stades de développement (figure 4) des embryons transférés. Le taux de survie à la naissance (pourcentage d’embryons ayant entraîné un chiot) a prouvé l’efficacité de la technique laparoscopique décrite dans cet article. Les v...

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Discussion

Depuis le premier cas de naissance en direct documenté d’embryons transférés9, cette technique et l’espèce de lapin sont devenues cruciales dans les études de reproduction. En outre, les études de recherche sur les embryons impliquant la manipulation, la production, la cryopréservation, etc. exigent comme dernière étape l’évaluation de la capacité embryonnaire pour générer une progéniture saine à long terme. Par conséquent, la technique de transfert d’embryon est indispensable

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été appuyé par des fonds du ministère de l’Economie et de la compétitivité de l’Espagne (AGL2017-85162-C2-1-R) et du programme de recherche Generalitat Valenciana (PrometeoII 2014/036). Version texte anglaise révisée par N. MacOwan English Language Service

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Albumine sérique bovine (BSA)VWR332
Chlorhydrate de buprénorphineAlvet Escartí ;626À commander par un vétérinaire agréé.
Buserelin AcétateSigma AldrichB3303
Savon au digluconate de clorethexidineAlvet Escartí ;0265DCCJ500B
Solution de digluconate de clorhexidineAlvet Escartí ;0265DCCA500B
CO2Air Liquide99921CO2 N48.
Incubateur CO2Fisherscientifique 15385194
Dimethyl SulfoxideSigma AldrichW387509
Dulbecco' s solution saline tamponnée au phosphate (DPBS)Sigma AldrichD5773Sans chlorure de calcium.
Rasoir électriqueOster Golden A5078005-140-002
Caméra endoscopeOptomic Spain S.AOP-714
Trocart endoscope avec valve en siliconeKarl Storz Endoscopia Ibé ; rica S.A.30114GKModèle de trocart léger.
EnrofloxacineAlvet Escartí ;9993046À commander par un vétérinaire agréé.
Aiguille Epicraneal 23GAlvet Escartí ;514056353Des aiguilles plus petites peuvent également être utilisées.
Cathéter épiduralVygon corporate187.10
Aiguille périduraleVygon corporate187.10
Ethylene GlycolSigma Aldrich102466-M
Pommade oculaireAlvet Escartí ;5273
Chlorhydrate de kétamineAlvet Escartí ;184À commander par un vétérinaire agréé.
Appareil de laparoscopieKarl Storz Endoscopia Ibé ; rica S.A.26003 AAHopkins® ; Laparoscope, laparoscope à vision droite de 0 mm, longueur de 30 cm, canal de travail de 5 mm.
Source lumineuseOptomic Spain S.AFibrolux 250
Azote liquideAir LiquideP1505XXX
Insufflateur mécanique de CO2Karl Storz Endoscopia Ibé ; rica S.A.Endoflateur® ;
MeloxicamAlvet Escartí ;9993501À commander par un vétérinaire agréé.
Boîtes de Pétri, 35 mmSigma AldrichCLS430165-500EA
Pansement plastique (Nobecutan)IBORmedica7140028
Paille en plastique 0,25 mLIMV - technologies6431
Povidone solution iodureAlvet Escartí ;02656DPYS500S
CiseauxROBOZRS-5880N’importe quel petit ciseau droit en acier de qualité chirurgicale ordinaire fera l’affaire.
Tube en silicone pour insufflateurKarl Storz Endoscopia Ibé ; rica S.A.
StéréomicroscopeLeicaMZ16FIl existe des options moins chères telles que Leica MZ8 ou Nikon SMZ-10 ou SMZ-2B, pour n’en nommer que quelques-unes.
Gants stérilesAlvet Escartí ;087GL010075
Blouse stérileAlvet Escartí ;
Masque stérileAlvet Escartí ;058B15924B
Bouchon de pailleIMV - technologies6431
SaccharoseSigma AldrichS7903
Seringue, 1 mLFisher scientific11750425
seringue, 5 mLFisher scientific11773313
Sonde urinaireIMV - technologies17722
Bain d’eauRAYPABAE-4
XylazineAlvet Escartí ;525225À commander par un vétérinaire agréé.
LapinsUniversität Politè ; cnica de Valè ; nciaLigne AD’autres lignées maternelles, telles que la ligne V ou la ligne HP, peuvent être utilisées.
2040004012261501

Références

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