Method Article

Fracture appareil Design et optimisation de protocoles pour les Fractures fermées-stabilisé chez les rongeurs

DOI:

10.3791/58186

⸱

August 14th, 2018

 ,  ,  , 
1College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 2Department of Orthopaedic Surgery, University of Michigan Medical School, 3Lymann Briggs College, Michigan State University, 4College of Engineering, Michigan State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’objectif du protocole est d’optimiser les paramètres de génération de fracture pour produire des fractures cohérentes. Ce protocole représente les variations de la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les animaux. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La génération fiable conforme fractures stabilisée dans des modèles animaux est essentielle pour comprendre la biologie de la régénération osseuse et le développement de dispositifs et thérapeutiques. Cependant, modèles de lésion disponibles sont minées par incompatibilité entraînant gaspillage animaux, ressources et données imparfaites. Pour remédier à ce problème de l’hétérogénéité de la fracture, le but de la méthode décrite ici consiste à optimiser les paramètres de génération de fracture spécifiques à chaque animal et céder un emplacement compatible fracture et modèle. Ce protocole tient compte des variations dans la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les souches de souris et peut être adaptée pour générer des fractures cohérents chez d’autres espèces, comme le rat. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite. Par rapport aux techniques actuelles de fracture stabilisée, le protocole d’optimisation et de la nouvelle fracture appareil démontre leur cohérence accrue en modes stabilisés fracture et emplacements. À l’aide d’optimisé les paramètres spécifiques au type de l’échantillon, les augmentations de protocole décrit la précision des traumatismes induits, minimisant l’hétérogénéité de fracture généralement observée dans les procédures de génération de fracture fermée.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Recherche sur la guérison des fractures est nécessaire pour régler un problème clinique et économique important. Chaque année plus 12 millions de fractures sont traités dans les États-Unis1, coûtant $ 80 milliards par année2. La probabilité d’un homme ou une femme souffrant une rupture dans leur vie est de 25 % et 44 %, respectivement3. Problèmes liés à la guérison des fractures sont censés augmenter avec comorbidités accrues que la population vieillira. Pour étudier et résoudre ce problème, des modèles robustes de génération de la fracture et de stabilisation sont nécessaires. Les modèles de rongeurs sont idéales à cet effet. Ils fournissent la pertinence clinique et peuvent être modifiés aux conditions spécifiques de l’adresse(p. ex., plusieurs blessures, fractures ouvertes, fermées, ischémiques et infectés). En plus de reproduire les scénarios cliniques, modèles animaux de fracture sont importantes pour comprendre la biologie osseuse et développement thérapeutiques et dispositifs. Cependant, les tentatives pour étudier les différences entre les interventions peuvent être compliqués par la variabilité introduite par génération de fracture incompatible. Ainsi, générant constamment fermés et reproductibles des fractures chez les modèles animaux est essentiel au domaine de la recherche de l’appareil locomoteur.

Malgré la maîtrise correctement pour l’hétérogénéité potentielle de sujet en s’assurant que le fond génétique appropriée, sexe, âge et les conditions environnementales, la production de lésions osseuses cohérent ayant une pertinence clinique est une variable importante affectant reproductibilité qui doit être contrôlée. Des comparaisons statistiques à l’aide de fractures incompatibles sont truffés de bruit expérimentales et une forte variabilité4; en outre, variabilité de la fracture peut entraîner la mort animale inutile en raison de la nécessité d’augmenter la taille de l’échantillon ou la nécessité d’euthanasier les animaux souffrant de fractures comminutives ou malposition. Le but de la méthode décrite ici est d’optimiser les paramètres de génération de fracture qui sont spécifiques aux types d’échantillons et céder un emplacement compatible fracture et modèle.

Les modèles actuels de génération de fracture entrent dans deux grandes catégories, chacune avec leurs propres forces et faiblesses. Modèles de fracture ouverte (ostéotomie) subir une intervention chirurgicale pour exposer l’OS, après quoi une fracture est induite par couper l’os ou affaiblissant et puis manuellement casser5,6,7,8. Les avantages de cette méthode sont la visualisation directe de la site de la fracture et un emplacement de fracture plus uniforme et le modèle. Toutefois, la pertinence physiologique et clinique de l’approche et le mécanisme de la lésion sont limitées. En outre, les méthodes ouvertes de génération de fracture nécessitent une approche chirurgicale et fermeture avec une longue période au cours de laquelle les rongeurs sont exposés à un risque accru de contamination.

Techniques fermées régler bon nombre des limites de la technique ouverte. Techniques fermées produisent des fractures à l’aide d’un traumatisme contondant application externe qui induit un dommage à l’os et les tissus environnants, plus semblables à celles observées dans les lésions cliniques humaines. La méthode la plus courante a été décrite par Bonnarens et Einhorn en 1984,9. Ils ont décrit une guillotine pondérée utilisée pour transmettre un traumatisme contondant pour briser l’OS sans causer des blessures sur la peau externe. Cette méthode a été largement adoptée pour étudier l’effet de la génétique10,11, la thérapie pharmacologique12,13,14,15, mécanique16, 17et physiologie18,19,20 sur OS guérison chez les souris et les rats. Tandis que l’avantage des méthodes fermées est physiologiquement pertinents fractures, rigueur et reproductibilité expérimentale sont limitées par l’hétérogénéité de la fracture. La génération de fracture incompatible entraîne une différenciation entre les groupes limitée, aux échantillons perdus et une augmentation chez les animaux nécessaires à la réalisation de signification statistique.

Contrôle de la variabilité dans la génération de la fracture et la stabilisation est indispensable pour produire des résultats significatifs. Afin de bien étudier la biologie de la réparation de la fracture, un modèle simple et robuste de rupture est nécessaire. Le modèle devrait être traduisible d’espèces de rongeurs, types d’OS (fémur ou du tibia, par exemple) et à travers les antécédents génétiques souris variable et a provoqué des mutations. En outre, la procédure idéale devrait être techniquement simple et produire des résultats cohérents. À l’hétérogénéité d’adresse de fracture, la méthode décrite ici est la construction d’un appareil de fracture bien contrôlées qui peut alors servir à optimiser les paramètres et générer des fractures constamment fermées peu importe l’âge, le sexe ou le génotype.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole a été développé pour s’assurer que les animaux n’est pas utilisés inutilement et est épargnés toutes douleurs inutiles et détresse ; elle adhère à toutes les lois fédérales, étatiques, les et institutionnels et les lignes directrices régissant la recherche sur les animaux. Le protocole a été élaboré sous la direction d’un laboratoire de l’Université-large programme de médecine des animaux réalisé par des vétérinaires spécialisé en médecine animaux de laboratoire. Le protocole a été examiné et approuvé par le Comité de l’emploi (IACUC) et d’institutionnels animalier.

1. Construction de la tour fracture

Remarque : Toutes les pièces sont répertoriés dans la section matériel (Table des matières). Dessins techniques détaillés sont fournis pour les pièces usinées et imprimés 3D aux Figures complémentaires 1-12. Les dessins techniques de sous-assemblage incluent les détails de fixation pour toutes les pièces montées (complémentaire Figures 1, 2, 7 et 9).

  1. Sous-ensemble de soutien
    Remarque : Un dessin technique du sous-ensemble de la prise en charge, voir supplémentaire Figure 1.
    1. Fixez le Support de faisceau--Section de mâchoire au milieu de la Poutre de soutien--Section horizontale.
    2. Fixez le Support de faisceau--1 verticale sur la surface supérieure de Poutre Support--Section de mâchoire, 2 dans le Support de faisceau--Section horizontale.
    3. Fixez le Support de faisceau--2 Vertical sur la surface supérieure de Poutre de soutien--Section horizontale au milieu (7 à partir de la fin).
    4. Fixer la poutre, Support--plaque de monter jusqu'à la fin de Support de faisceau--1 Vertical et Poutre Support--2 Vertical. La fin de support de la plaque devrait être alignée sur l’arrière du Support de faisceau--2 Vertical.
  2. Sous-ensemble de RAM
    Remarque : Pour un dessin technique du sous-assemblage ram, voir complémentaire Figure 2.
    1. Machine du bloc arrêter et le bloc Guide supplémentaire Figure 3; la tige Ram supplémentaire Figure 4; l' alignement des vis (Figure5 supplémentaire) ; et la plaque de montage (supplémentaires Figure 6).
    2. Fixez la Plaque de montage de la Poutre Support--plaque de montage du soutien sous-assemblage.
    3. Dans l’ordre suivant, faites glisser le premier Portant le manchon linéaire; le Guide de bloc; la seconde Portant le manchon linéaire; et bloc arrêter sur la Ram de la tige. Fixer les guides et les blocs à la Plaque de montage.
    4. Fixer trois écrous de ⅜ composant logiciel enfichable sur la partie filetée de la Tige de Ram. On doit être à égalité avec l’extrémité de la tige pour s’engager avec l’électro-aimant. Les 2 autres serviront pour ajuster la profondeur de la fracture.
    5. Aligner le bosquet dans la Ram Rod faire face vers l’avant et insérer la Vis d’alignement dans le trou fileté du Bloc Guide.
  3. Sous-ensemble de l’aimant
    Remarque : Un dessin technique du sous-assemblage aimant, voir complémentaire Figure 7.
    1. L' électro-aimant mène au fil de soudure (la polarité n’est pas un facteur pour le fonctionnement de l’électro-aimant). Laisser assez de longueur atteindre le sol, où le dispositif de rupture sera positionné. Attaches d’usage ou d’une autre forme d’attachement à souligner soulager le câble.
    2. L' Alimentationde fin de bande et connectez-le à la Pédale. Enfin, connectez le fil à la Pédale dans une configuration « off » (normalement ouvert). Tester le circuit afin de s’assurer que l' électro-aimant est allumé lorsque la personne n’appuie sur la Pédale de commande . Cela va tenir le piston vers le haut avant la rupture.
    3. Imprimer Mount Magnet (complémentaire Figures 8 a et 8 b) à l’aide d’un dispositif de fabrication additive, ou usiner la pièce en aluminium.
    4. Fixez l' électro-aimant à l' Aimant de la monture.
    5. Fixer 2 supports d’angle sur le Support de faisceau--aimant.
    6. Dans l’ordre suivant, visser Tige aimant dans le haut de la page Support de coin et ajouter un ¼-dans l’écrou ; Mount Magnet; deux ¼-écrous ; et le bas Support de coin. Fixez l’ensemble avec deux ¼-écrous à chaque extrémité.
  4. Ensemble complet
    Remarque : Pour un dessin technique de l’assemblage complet, voir supplémentaires Figure 9.
    1. Fixez le Sous-ensemble de l’aimant sur la surface supérieure de la poutre, Support--plaque de montage.
    2. Ajuster l’alignement du Faisceau soutien--aimant pour l’aimant s’engage avec la tige, de la Ram.
      Remarque : Si la tige ne libère pas lorsque la pédale est enfoncée, réduire la surface de contact entre l’électro-aimant et la tige en déplaçant le Faisceau soutien--aimant.
    3. La machine les supports pied mâchoire (complémentaire Figure 10).
    4. Fixer les deux Supports de jambe mâchoire à la Poutre Support--Section de mâchoire. Une fois redescendue, la pointe de la ram est à égale distance de chaque mâchoire.
    5. Placez la Fracture de la plate-forme (Figures complémentaires 11 a et 11 b) au-dessus de la mâchoire.
    6. Imprimer le Gabarit de positionnement Fracture (chiffres supplémentaires 12 a et 12 b) et la Jauge de Pin Jig (chiffres supplémentaire 13 a et 13 b) à l’aide d’un dispositif de fabrication additive, ou machine la pièces en aluminium.
      Remarque : Les dimensions de la gabarits seront calculées dans les étapes d’optimisation détaillées à l’étape 2.
    7. Fixez le gabarit de positionnement de Fracture à la Fracture de la plate-forme.
    8. Confirmer que la profondeur de l’impact peut être réglée à l’aide des écrous deux arrêt sur la Ram de la tige.
    9. Confirmer que la vitesse de l’impact peut être ajustée en déplaçant l' Aimant Mont haut et en bas.
    10. Confirmer que la largeur de la fracture peut être ajustée en déplaçant la Mâchoire de jambe de supports plus près ou plus loin de la Ram de la tige.

2. fracture optimisation

  1. Emplacement de la fracture
    1. Obtenir des radiographies de la branche (fémur ou du tibia) à être fracturé dans un échantillon représentatif de 5 animaux euthanasiés.
      Remarque : L’échantillon doit correspondre aux spécimens, qui seront utilisés dans le protocole expérimental basé sur l’âge, le génotype et le sexe. Même si le protocole final n'exige qu’un membre fracturé, on servira les deux branches de l’échantillon.
    2. Placer la branche tangentielle pour le faisceau de rayons x d’acquérir vues true-latéral et antérieur/postérieur à l’OS. Place un objet de dimension connue sur le plan de l’imagerie pour disposer d’une échelle pour analyse.
    3. Remarque : Si l’imagerie fémurs, vérifiez que la jambe est en extension complète, où le fémur est dans le même plan axial que le tibia.
    4. Marquer le désiré emplacement de la fracture sur la radiographie de la branche être fracturé (Figure 1A - ligne en pointillés). Mesurer de l’articulation du calcanéum-tibial au niveau de la rupture nette (Figure 1A). Calculer la longueur de rupture moyenne (FL) pour tous les échantillons d’essais. Mesurez la distance entre l’encoche bicondylienne pour les fractures du fémur.
  2. Gabarit de positionnement de fracture
    1. Mesurez la distance entre la surface extérieure d’un appui enclume au centre de l’impact de la guillotine (CGI) (Figure 2). Soustraire le CGI de la FL, décrit à l’étape 2.1.4, pour calculer la profondeur de gabarit de positionnement fracture (JD). Machine ou impression 3D un canal en forme de U avec une hauteur et une largeur égale à l’enclume et d’une profondeur égale à la JD (Figure 3A). Un exemple de dessin technique et le fichier CAO sont inclus dans chiffres supplémentaires 12 a et 12 b.
      Remarque : Lorsque le membre est placé dans le gabarit, la face dorsale du pied devrait se situer contre la surface plus éloignées de l’impact de la guillotine. Modifier le canal en forme de U si l’espace supplémentaire est requis pour la branche.
    2. Positionner l’échantillon dans l’appareil de fracture en position couchée pour les fractures du fémur ou en décubitus dorsal pour fractures tibia (Figure 4). Appuyez sur la face dorsale du pied contre l’extrémité de la gigue de la fracture-positionnement. Actionner manuellement la guillotine jusqu'à ce que les fractures de la branche. Obtenir une radiographie du membre fracturé pour confirmer l’emplacement jig de taille et de la fracture (Figure 2B).
    3. Augmenter JD si l’emplacement de la fracture est trop distale sur l’OS, ou diminuer JD si l’emplacement de la fracture est trop proximale sur l’OS.
  3. Stabilisation des paramètres du pin
    1. Longueur d’axe : À l’aide de radiographies obtenues à l’étape 2.1, mesurez la longueur de branche (LL) du plateau tibial au niveau de la malléole postérieure pour les fractures du tibia, ou l’encoche bicondylienne à grand trochanter pour les fractures du fémur. Multipliez la longueur de l’OS par 0,9 pour calculer la longueur de la goupille (PL) (Figures 1 a et 3 b).
    2. Pin largeur : À l’aide de radiographies obtenues à l’étape 2.1, mesurer le diamètre minimal médullaire (MD) dans le membre fracturé (Figure 1A). Sélectionnez une aiguille avec une jauge d’environ équivalente à une longueur et le diamètre médullaire plus de 1,5 x PL.
      Remarque : Une taille approximative de broche pour une souris C57BL/6J de 14 semaines est 22 G, 1½ dans et 27 G, 1¼ dans pour le fémur et le tibia, respectivement.
  4. Jauge de coupe de pin
    1. 2.4.1. machine ou impression 3D une jauge d’une longueur égale à PL moins la longueur de l’aiguille (CGL) (Figure 3B; Supplémentaire Figures 13 a et 13 b). Une extrémité devrait avoir un surplomb se reposer contre le moyeu de l’aiguille et l’autre doit indiquer où la broche doit être coupée. Un exemple de dessin technique et le fichier CAO sont inclus dans chiffres supplémentaire 13 a et 13 b.
  5. Stabilisation de fracture tige intramédullaire
    1. Les spécimens d’essai non fracturée à l’étape 2.1 enlever les poils avec une tondeuse électrique ou la crème dépilatoire de milieu tibia au milieu du fémur, exposant ainsi l’articulation du genou.
    2. Enclouage du tibia: Insérez l’aiguille percutanée latérale du ligament rotulien. Rétracter le ligament patellaire médiale et alignez la pointe de l’aiguille à l’axe du tibia. À l’aide d’une requête d’alésage, doucement violer le plateau tibial et guider l’aiguille vers le bas de la cavité médullaire.
    3. Épinglage de fémur: Insérez l’aiguille percutanée latérale du ligament rotulien. Rétracter le ligament patellaire médiale et alignez la pointe de l’aiguille à l’axe du fémur dans l’encoche bicondylienne. À l’aide d’une requête d’alésage, doucement violation de la surface articulaire de l’échancrure bicondylienne et guider l’aiguille vers le bas de la cavité médullaire.
    4. À l’aide de la jauge fabriquée à l’étape 2.4, alésez jusqu'à ce que l’aiguille exposée est égale à la longueur entre repères. Retirer l’aiguille afin de fournir assez de place (environ 3 mm) pour couper l’aiguille au niveau indiqué par la jauge.
      Remarque : N’oubliez pas de tenir l’extrémité proximale (en plastique) de l’aiguille lors de la coupe, donc il ne devienne pas un projectile dangereux.
    5. Sertir 0,3 mm de l’extrémité distale de la tige à l’aide d’un cutter NIP et puis couper la tige au niveau de la jauge. Enfoncer la goupille à la surface articulaire à l’aide d’une tige de diamètre 1,5 x plus grand que le diamètre de l’aiguille.
      NOTE : Sertissage empêche la rotation de l’aiguille et la migration en augmentant le contact de l’aiguille d’os.
    6. Obtenir des radiographies pour confirmer l’aiguille s’étend sur la longueur du canal médullaire du membre et ne dépasse pas de l’extrémité proximale ou distale (Figure 1C).
  6. Profondeur de l’impact
    1. À l’aide de radiographies obtenues à l’étape 2.1, mesurer le diamètre du cortex au niveau de la fracture désirée (Figure 1A). Calculer le diamètre moyen cortical (CD) pour tous les échantillons d’essais.
    2. Positionner un échantillon du procès épinglé à l’étape 2.5 dans le dispositif de rupture avec le gabarit de positionnement de fracture fabriqué à l’étape 2.2. Reposer la ram de l’impact sur le membre blessé.
      Remarque : Ne pas laisser la ram de laisser tomber ; l’OS devraient rester intact pendant cette étape d’optimisation.
    3. Appliquer la force assez bas sur la ram pour compresser les tissus mous, mais pas de fracture des os. Régler la profondeur de l’impact (ID) à 0,75 x CD (Figure 2).
      NOTE : La profondeur de l’impact idéal est 0,5 x CD lorsque la fracture d’un OS sans n’importe quel tissu doux. À l’aide de comptes de 0,75 pour la compression des tissus mous supplémentaire.
  7. Largeur de l’enclume
    1. Définissez la largeur de l’enclume (AW) à 0,4 cm pour le tibia de souris ou le fémur (Figure 2).
      Remarque : Une largeur plus large est recommandée pour les plus gros spécimens comme le rat.
  8. Poids de la RAM
    1. Un poids minimum de 250 g est recommandé pour les spécimens murins.
      NOTE : Poids supplémentaire peut être vissé sur la ram pour les plus gros spécimens (Figure 2).
  9. Vitesse d’impact
    1. Régler la hauteur de chute (DH) à 2 cm (Figure 2). Positionner le piston dans sa position de départ en le connectant à l’électro-aimant activé.
    2. Placez une branche du procès dans l’appareil de fracture. Appuyez sur la face dorsale du pied contre le gabarit de positionnement de fracture fabriqué à l’étape 2.2. Appuyer brièvement sur la pédale pour libérer la ram et les remettre ensuite à sa position de départ.
    3. Radiographie de la branche du procès impactée. Analyser la branche toute pièce justificative d’une fracture (Figure 1D).
      Remarque : Ceci peut être subtile lorsque vous utilisez des vitesses faibles avec une profondeur d’impact contrôlé.
    4. Si aucune rupture n’est générée, répétez les étapes 2.9.1 - 2.9.3 et augmenter la hauteur de chute de 2 cm.
    5. Si une fracture est générée, enregistrer la hauteur de chute et le multiplier par 1,1. Il s’agit de la nouvelle DH.
    6. À l’aide de la DH de l’étape 2.9.5, fracturer le prochain membre du procès.
    7. Si aucune rupture n’est générée, répétez les étapes 2.9.1 - 2.9.6 et augmenter la hauteur de chute de 2 cm.
    8. Si une fracture est générés, répéter étapes 2.9.6 - 2.9.7 jusqu'à ce que tous les échantillons de test sont utilisés. Enregistrer la finale DH et tous les paramètres (FL, CGI, JD, PL, MD, PS, CGL, CD, ID, AWet RW) de l’optimisation. Enregistrer des spécimens du procès âge, sexe, génotype et poids.

3. génération de Fracture fermé-stabilisé

  1. Mise en place
    1. Stériliser tous les équipements et instruments par autoclave, immersion chaude perle ou leur équivalent.
    2. Placer un élément chauffant sur la table d’opération chirurgicale et affectez-lui la température optimale. Couvrir l’élément d’un champ chirurgical. Préparer 3 x 3 à2 de drapage chirurgical avec un cercle de 0,75 à découper dans le milieu.
    3. Confirmez le réglage de la tour de fracture avant chaque essai (Figure 2). Affectez l’ID, AW, RWet DH les valeurs dérivées de la protocole d’optimisation spécifique pour le sexe, l’âge et le génotype de l’échantillon à étudier.
    4. Pesez et consignez le poids de l’animal.
  2. Chirurgie
    1. Endormir adéquatement la souris à l’aide d’anesthésiques inhalants (isoflurane : 4-5 % pour l’induction ; 1 à 2 % pour l’entretien) ou un autre protocole d’anesthésie de laboratoire. Le taux respiratoire doit être 55-100 respirations/min. L’animal ne doit pas être sensible à une pincée d’orteil des membres postérieurs.
    2. Administrer la première dose de l’analgésie postopératoire de buprénorphine (0,1 mg/kg par voie sous-cutanée).
    3. Appliquer oculaire lubrification pour éviter le dessèchement cornéenne.
    4. Enlever les poils de l’animal avec une tondeuse électrique du milieu tibia au milieu du fémur, exposant ainsi l’articulation du genou. Nettoyer le site de l’excès de cheveux à l’aide de ruban adhésif non réactif. Préparer le site épinglage avec un humide imbibé avec 70 % EtOH. Répéter au besoin pour retirer tous les poils de la zone de l’incision.
    5. Préparer et nettoyer la zone épinglage avec autres écouvillons de povidone-iode et 70 % EtOH. Deux séquences alternatives écouvillon permet d’assurer la stérilité.
    6. Un drap est ensuite placé autour du site chirurgical après que la peau a été l’objet d’une désinfection appropriée.
    7. Épinglez la branche à être fracturé en utilisant le protocole indiqué au point 2.5. Acquérir des radiographies pour confirmer le code pin s’étend sur la longueur du canal médullaire, mais ne dépasse pas de l’extrémité proximale ou distale.
    8. Allumez l’électro-aimant et connecter le bélier d’impact pour le placer dans la position de départ.
    9. Positionner l’échantillon dans l’appareil de fracture en le plaçant dans une position couchée pour les fractures du fémur ou dans une position couchée pour les fractures du tibia. La branche épinglée doit être placée sur les enclumes et dans le gabarit de positionnement de rupture avec la face dorsale du pied contre l’extérieur du gabarit.
    10. Tout en appuyant sur le pied d’une main et veiller à ce que seulement la branche est dans l’impact de ram zone cible, appuyer brièvement sur la pédale pour libérer la ram. Remplacer la ram dans la position de départ.
    11. Acquérir des radiographies et de confirmer la nature et la localisation de la fracture.
  3. Gestion postopératoire
    1. Surveiller l’animal toutes les 15 min pendant sa convalescence de l’anesthésie jusqu'à ce que l’animal est conscient, peuvent maintenir décubitus sternal et est ambulatoire. Confirmer que l’animal est capable de se déplacer sur une période de 72 h.
    2. Maison individuelle l’animal jusqu'à ce qu’il a complètement récupéré.
    3. Maintenir une analgésie sur une période de 48 h avec la buprénorphine (0,1 mg/kg par voie sous-cutanée) administré toutes les 12 h.
    4. Surveiller et enregistrer l’état de santé de l’animal par jour pendant 7-10 d ou jusqu'à ce que l’euthanasie.
  4. Analyse après fracture
    1. Mesure FL, PL, CD, MD et le motif de rupture. Enregistrer les mesures dans un fichier de données principal.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La guillotine précédemment utilisée dans notre laboratoire a été élaborée en 2004 et était fondée sur les modèles publiés par Einhorn21. Le design ne permettaient pas d’ajustements à adéquatement tenir compte des différences dans la morphologie osseuse et ne permettaient pas un positionnement reproductible du membre. En outre, l’appareil précédent requis deux personnes pour le faire fonctionner. Par conséquent, nous avons conçu et construit un nouvel appareil de fr...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole d’optimisation et de génération de fracture fournit aux chercheurs avec une méthode efficace pour dériver au paramètres de fracture et effectuer une procédure peu invasive, qui produit des fractures précises, répétables et transversales. En outre, ce protocole établit un ensemble commun de paramètres de génération de fracture, qui favorise la cohérence de la méthode parmi les chercheurs. Ces paramètres permettront la création d’une base de données commune de fracture d’établir des normes de fracture basés su...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La recherche rapportée dans cette publication a été financée par le National Institute of Arthritis et troubles musculo-squelettiques et les maladies de la peau de la National Institutes of Health, en vertu de l’attribution numéro F30AR071201 et R01AR066028.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sous-ensemble de supportSupplémentaire Figure 1
Poutre, support--Section de mâchoire  ;80/201003 x 9.00w/ #7042 à A, C, dans la poutre d’extrémité gauche
, support--Section horizontale80/201002 x 14.00
Poutre, support--Vertical 180/201050 x 10.50  ;avec #7042 à l’extrémité gauche et à l’extrémité droite
Poutre, support--Vertical 280/201010 x 10.50  ;avec #7042 à D, B à l’extrémité gauche et A à l’extrémité droite
Poutre, support--Montage sur plaque80/201030 x 8.00  ;avec #7036 à l’extrémité gauche
Poutre, support--Aimant80/201010 x 13.50  ;avec #7042 à A, C, à l’extrémité droite
Ancrages (3)80/203392
Ancrage double (3)80/203091
Assemblage de boulons (6)80/2033861/4-20 x 3/8
Vis d’assemblage à tête ronde (6)80/2036041/4-20 x 3/4
"Sous-ensemble de vérinSupplémentaire Figure 2
Bloc, ButéeFigure 3
guide,Figure 3personnalisé
, tige, bélier,Figure 4 supplémentairepersonnalisée
vis d’alignementFigure 5 supplémentairepersonnalisée
, plaque, montageSupplementary Figure 6
roulement à douille linéaire Figure 6 (2)McMaster-Carr8649T2
Écrou hexagonal (3)McMaster-Carr92673A1253/8-16
Vis d’assemblage à six pans creuse (8)McMaster-Carr92196A1084/40 x 3/8 po
(6)McMaster-Carr92196A0324/40 x 1 1/8
po (1)McMaster-Carr92196A267  ;10/32 3/8 po
Magnet SubassemblySupplementary Figure 7
Mount, MagnetCustomSupplementary Figure 8
AlimentationMcMaster-Carr70235K23
Pédale de commandeMcMaster-Carr7376K2
ÉlectroaimantMcMaster-Carr5698K111
Fil - 10 piedsMcMaster-Carr9936K12
Tige, aimantMcMaster-Carr95412A566Tige filetée 1/4 » x support d’angle de 7
(6)80/204108
Vis d’assemblage à six pans CAN (1)McMaster-Carr92196A70510/32 1 1/4
Écrou hexagonal (4)McMaster-Carr92673A1131/4-20 UNC
Complete AssemblySupport supplémentaire Figure 9
, mâchoire de jambe (2)personnaliséeFigure 10
, fracturepersonnalisée11
Gabarit, positionnement-fracturepersonnalisée12
Autre
Cutter à goupillesFournitures et matériel médicaux150S
NeedlesSigmaZ192430, Z192376  ;23g x 1.5 » - fémur de souris, 27g x 1.25 » - tibia de souris
" Bloc supplémentaire personnalisé , supplémentaire , , Custom , Vis d’assemblage à six pans CAN Vis d’assemblage à six pans CAN  »  » Plate-forme supplémentaire Figure supplémentaire Figure supplémentaire

References

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