Nous présentons ici un protocole au calcium image de signalisation dans les populations de types de cellules individuelles à la jonction neuromusculaire murine.
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Article de méthode
Ex Vivo Imagerie du Calcium cellulaire spécifique de signalisation à la Synapse Tripartite du diaphragme souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’activité électrique des cellules dans les tissus peut être surveillée par des techniques électrophysiologiques, mais ceux-ci sont généralement limités à l’analyse des cellules individuelles. Puisqu’une augmentation du calcium intracellulaire (Ca2 +) dans le cytosol se produit souvent en raison de l’activité électrique, ou en réponse à une myriade d’autres stimuli, ce processus peut être surveillé par l’imagerie de cellules chargé avec fluorescentes sensibles au calcium colorants. Toutefois, il est difficile d’imager cette réponse en un type de cellule individuelle au sein de tissus entiers parce que ces colorants sont repris par tous les types de cellules dans les tissus. En revanche, les indicateurs de calcium génétiquement encodé (GECIs) peuvent être exprimées par un type de cellule individuelle et sont fluorescents en réponse à une augmentation du Ca intracellulaire2 +, ce qui permet l’imagerie de Ca2 + signalisation des populations entières de types de cellules individuelles. Ici, nous appliquons l’utilisation du GECIs GCaMP3/6 à la jonction neuromusculaire de la souris, une synapse tripartite entre les motoneurones du muscle squelettique et terminal/périsynaptique les cellules de Schwann. Nous démontrent l’utilité de cette technique dans les préparations de tissu classique ex vivo . À l’aide d’un diviseur optique, nous réalisons l’imagerie double longueur d’onde des signaux dynamiques de Ca2 + et une étiquette statique de la jonction neuromusculaire (NMJ) dans une approche qui pourrait être facilement adaptée pour surveiller deux GECI spécifiques des cellules ou tension génétiquement encodée indicateurs (GEVI) simultanément. Finalement, nous discutons les routines utilisées pour capturer des cartes spatiales de l’intensité de la fluorescence. Ensemble, ces techniques optiques, transgéniques et analytiques peuvent être utilisées pour étudier l’activité biologique des sous-populations de cellules distinctes à la NMJ dans une grande variété de contextes.
Introduction
Le NMJ, comme toutes les synapses, se compose de trois éléments : une terminaison présynaptique dérivé d’un neurone, une cellule de neurone postsynaptique/effecteurs, et un périsynaptique glial cell1,2. Alors que les aspects fondamentaux de la transmission synaptique étaient tout d’abord montrés à cette synapse3, beaucoup d’aspects de ce processus demeure inconnus, en partie en raison de l’expression des molécules de mêmes par les éléments cellulaires distincts de cette synapse. Par exemple, des récepteurs pour les séquences de nucléotides puriques adénine ATP et l’acétylcholine (ACh), qui sont conjointement libérées par les neurones moteurs à la NMJ vertébré, sont exprimés par muscle, les cellules de Schwann et les neurones moteurs, ce qui complique l’interprétation de le quelconque effet fonctionnel exercée par ces substances (p. ex., libération des transmetteurs ou réponse, génération de la force musculaire)4. En outre, bien que les composants tripartites de la NMJ sont simples par rapport à, par exemple, les neurones du système nerveux central qui présentent souvent des entrées synaptiques multiples, si les motoneurones, les cellules musculaires ou des cellules de Schwann varient en réponse à des stimuli basé sur leur intrinsèque hétérogénéité (p. ex., dérivation embryonnaire, sous-type de fibre, morphologie) n’est pas claire. Afin de répondre à chacune de ces questions, il serait avantageux de suivre simultanément la réponse de plusieurs cellules dans un seul élément synaptique, ainsi que piste, en même temps, une telle réponse dans un des autres éléments distincts. Les stratégies conventionnelles utilisant des teintures chimiques pour mesurer la signalisation calcique ne peut pas atteindre ces deux buts, car appliqué au bain de teinture est repris par plusieurs types de cellules après application sur tissu, et utilisable uniquement dans les cellules chargées de colorant pour visualiser individuels ou de petites cohortes de cellules. Ici, utilisant des souris transgéniques exprimant GECIs conçu pour mesurer la signalisation calcique spécifique des cellules, ainsi que l’imagerie spécifique et logiciels outils5, nous montrer la première de ces deux objectifs généraux et discuter comment l’ajout de nouveaux outils transgéniques permettrait d’atteindre le second. Cette technique sera utile pour tous ceux intéressés par le suivi dynamique du calcium ou autres cellulaires observables d’événements de signalisation par l’intermédiaire de capteurs optiques gène codé dans plusieurs populations de cellules en même temps.
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Protocole
L’élevage et les expériences ont été effectuées conformément au instituts nationaux de santé Guide pour les soins et utilisation des animaux de laboratoire et l’IACUC à l’Université du Nevada.
1. préparation des diaphragmes et des nerfs phréniques chez des souris transgéniques
- Acheter souris transgéniques et des amorces au génotype de ces souris.
Remarque : Les amorces sont répertoriés sur la page « Informations » pour chacun de ces souris.- Reproduire une souris 3 - to 6-month-old exprimant une copie de l’approprié transgéniques/knock-in allèle de Cre-pilote et zéro copies de l’allèle de GCaMP3/6 conditionnelle avec une deuxième souris du même âge exprimant un ou deux exemplaires de conditionnel GCaMP3 / 6 allèle et zéro copies de l’allèle de Cre-pilote.
- Génotype les chiots et marque ceux qui ont des Cre et conditionnelle GCaMP3/6 allèles — ceux-ci seront appellera dorénavant des souris double-transgéniques (p. ex., Myf5-Cre, GCaMP3 conditionnelle)6.
Remarque : De cette façon, toutes les données dérivent de souris exprimant une seule copie du Cre et conditionnelle GCaMP3/6 allèles. Ceci est particulièrement important lors de l’ajout dans les autres souris mutantes (p. ex., coups de grâce) à ces croisements.
- Quand les souris double-transgéniques sont de l’âge approprié (par exemple, un jour après la naissance 0 ou 5 [P0 ou P5] ou adultes), euthanasier les souris en les décapitant avec des ciseaux (pour les souris plus jeunes que P10) ou en les plaçant dans une chambre d’inhalation isoflurane — lorsqu’ils sont n’est plus recevable à pincer la queue avec une paire de pinces, ils sont prêts pour le sacrifice.
- Sacrifier l’animal par décapitation avec une paire de ciseaux.
- Section transversalement à travers l’animal entier juste en dessous du foie et juste au-dessus du cœur et des poumons avec des ciseaux iridectomie.
- Loin de disséquer le foie, le cœur et les poumons, en prenant soin de maintenir une longueur du nerf phrénique qui est suffisamment long pour être aspiré par une électrode d’aspiration (c.-à-d., 1-2 cm).
Remarque : Le nerf phrénique gauche peut être identifié comme un morceau blanc de tissu qui s’introduit dans la partie médiale du diaphragme gauche. Il ne doit pas être coupé lorsque vous retirez les poumons. Le nerf phrénique droit s’exécute dans un morceau de carénage qui contient la veine cave supérieure et est plus mince et plus blanc que la veine cave. Ensemble, ils ont tous deux pénètrent le diaphragme droit médial. - Plus loin, enlever la cage thoracique et la colonne vertébrale, à l’exception de la crête mince autour de la membrane.
- Placer le diaphragme et l’échantillon du nerf phrénique dans un tube à centrifuger avec une solution de Krebs-Ringer avec 594-αBTX de 1 µg/mL pendant 10 min dans l’obscurité.
Note : Cette concentration de 594-αBTX étiquettes récepteurs ACh (ACHaRS) sans bloquer leur fonction (observation personnelle).
2. la stimulation et l’enregistrement des potentiels d’Action musculaires
- À l’aide d’épingles à minutien, immobiliser le diaphragme en épinglant sur un plat de 6 cm recouvertes de silicone gel diélectrique et rempli de ~ 8 mL de solution de Ringer-Krebs oxygénée et placez-la sur la platine du microscope. Perfuse le diaphragme avec une solution plus Krebs-Ringer (8 mL/min) pendant 30 min.
Remarque : Il rince l’indépendant 594-αBTX, ainsi que s’équilibre les tissus après dissection. - Faire une électrode d’aspiration selon les méthodes établies7.
- Un grossissement X 4, à l’aide d’un micromanipulateur, déplacez l’électrode d’aspiration sur le nerf phrénique gauche et appliquer la succion en tirant le Canon d’une seringue de 5 mL relié à la tuyauterie qui est attachée à l’électrode d’aspiration.
Remarque : Lorsqu’il est dessiné avec succès dans l’électrode d’aspiration, le nerf phrénique est bien tendu. Allumez le stimulateur et stimuler le phrénique nerf en faisant basculer le Manuel commutateur 1 x. - Veiller à ce que le diaphragme se contracte en réponse à la stimulation de 1 Hz en examinant visuellement il avec éclairage de fond clair. Si ce n’est pas le cas, ajuster la tension en tournant le bouton de tension progressivement pour atteindre une impulsion supramaximal, qui peut être vérifiée par un examen visuel de la contraction musculaire. Si elle est toujours pas visible, souffler le nerf avec la seringue et tenter d’établir nouveau en appliquant d’aspiration.
- Un grossissement X 4, à l’aide d’un micromanipulateur, déplacez l’électrode d’aspiration sur le nerf phrénique gauche et appliquer la succion en tirant le Canon d’une seringue de 5 mL relié à la tuyauterie qui est attachée à l’électrode d’aspiration.
- Arrêter la perfusion et ajoutez la myosine du muscle spécifique inhibiteur BHC6 ou canal sodique voltage-dépendant antagoniste µ-conotoxine8 à une concentration finale de 100 µM.
- Pour faire 100 µM BHC, distribuer 4 µL de stock de 200 mM dans le DMSO et il predilute dans 1 mL de solution de Ringer-Krebs.
- Retirer le plat de 1 mL de solution de Ringer-Krebs.
- Ajouter le BHC dilué, au plat.
Remarque : Cette dilution permet d’éviter l’induction par le DMSO non dilué de réponse fluorescente non transitoires dans les cellules exprimant le GCaMP3. - Attendre 30 min, puis, tournez sur la perfusion de solution fraîche de Krebs-sonnerie pendant 20-30 min.
- Préparer l’électrode d’enregistrement.
- Porter des gants, placer un verre de borosilicate l’avec un diamètre extérieur (OD) de 1 mm et 0,4 mm de diamètre intérieur (ID) dans une de micropipettes et serrer les cadrans pour bloquer en position. Fermer la porte de l’extracteur.
- À l’aide d’un extracteur P-97, programmer le paramètre suivant : chaleur à 900, tirez à 120, vitesse à 75 fois à 250, pression à 500 et pas de boucles supplémentaires.
Remarque : Resistance (R) est mesurée à l’aide de contrôles de logiciels de l’amplificateur : le logiciel d’acquisition de données confirme la résistance en résolvant la formule V = IR Le contrôleur logiciel passe un courant connu (I) (typiquement 1 nA) par le biais de l’électrode et mesure la variation de tension (V), nous permettant ainsi de résoudre pour R. - Pour les membranes embryonnaires, veiller à ce que la résistance est près de 60 MΩ et pour les plus âgés membranes, 10-20 MΩ. Charger l’électrode d’enregistrement avec 3M KCl.
- À un grossissement de 10 X, abaisser l’électrode dans le muscle, à l’aide d’un micromanipulateur deuxième sur le côté opposé de la scène comme une électrode de stimulation.
- À l’aide de logiciels d’acquisition de données électrophysiologiques, attendez jusqu'à ce que le potentiel membranaire de repos varie de 0 à -65 mV ou ci-dessous.
- Stimuler à 1 Hz et vérifier la présence d’un potentiel d’action musculaire en recherchant un grand potentiel qui présente un dépassement modeste (potentiel qui s’élève au-dessus de 0 mV quand il commence à -65 mV ou ci-dessous). Ne confondez pas l’artefact de la stimulation avec un potentiel d’action.
Remarque : Les potentiels sont beaucoup plus longues en durée (~ 5 ms) que les artefacts de stimulation.
3. imagerie de Fluorescence de l’échantillon
- Grossissement de 20 X, repérez la plaque d’extrémité bande au centre du muscle en recherchant NMJ 594-αBTX – étiquetés sous excitation lumineuse vert/jaune (550 nm). Passer à l’excitation lumineuse bleue (470 nm) à l’image Ca2 + réponses dans le muscle, neurone moteur ou les cellules de Schwann.
- Si vous le souhaitez, mettre en place le séparateur d’image avec filtres passe-bande et un filtre dichroïque de single-edge pour l’imagerie à double longueur d’onde.
- Afin de calculer la fluorescence maximale (Fmax) exposée par GCaMP3/6-exprimant le tissu, ajouter 12 µL 3M de chlorure de potassium (KCl) dans les préparations de diaphragme6.
- Réaliser des expériences avec la barre de luminosité sur la barre de recherche table fixée à 110 % du niveau auquel le tissu GCaMP3/6-exprimant pièces saturation au grossissement de 20 X, sans binning en réponse au KCl.
- Enregistrer à 20 images par seconde pas manquer aucun événement rapide.
- Stimuler avec 1-45 s de 20-40 Hz de stimulation nerveuse en livrant un train d’impulsions à l’aide de l’électrode d’aspiration ou ajouter agonistes pharmacologiques par application de bain ou en perfusion et recueillir fluorescent Ca2 + réponses dynamiques dans le sous-type d’une cellule ainsi que le signal NMJ statique 594-αBTX.
Remarque : Si souris tissu-spécifique de rouge ou rouge sombre GECI ou GEVI seront disponibles pour une utilisation à la NMJ, ils peuvent servir à recueillir deux signaux dynamiques reflétant deux éléments cellulaires distincts à la NMJ. - Lorsque les expériences d’imagerie ou électrophysiologiques sont finis parce que les résultats escomptés ont été atteints, perfuse l’eau à travers les lignes de perfusion et aspirer l’eau 2 x - 3 x par le biais de l’électrode d’aspiration pour s’assurer que les sels ne construisent pas vers le haut.
4. exportation et analyse des données par une carte d’intensité de Fluorescence de l’écart-type (SDiu16)
- Enregistrez des séquences d’images enregistrées comme piles TIFF 16 bits et de les charger dans le système d’analyse données d’imagerie désiré pour l’analyse.
- Dans le menu du logiciel 8D fichier, sélectionnez Image pile d’intérêt et cliquez pour charger.
- Une fois que la vidéo se charge, parcourir le temps d’identifier une section qui n’exerce aucune activité cellulaire fluorescente.
Remarque : Cette région servira à créer un échantillon de fond. - Maintenez MAJ enfoncée et cliquez pour tirer une région de la zone d’intérêt (ROI) dans la zone identifiée comme la zone de prélèvement de fond.
- Après avoir créé la zone, appuyez sur la barre d’espace pour générer une parcelle du changement de l’activité de fond.
- Faites un clic droit de la trace et sélectionnez l’option assorties de présenter l’option Vider le ROI sous forme de texte pour faire la trace dans un fichier de texte coordonnées xy.
- Une fois que la vidéo se charge, parcourir le temps d’identifier une section qui n’exerce aucune activité cellulaire fluorescente.
- Pour en revenir à la vidéo d’intérêt, Renumériser pour identifier la zone de temps où l’activité d’intérêt se produit.
- En utilisant le bouton central de la souris, sélectionnez cette région de temps dans la boîte jaune.
- Faites un clic droit sur la vidéo et sélectionnez Pile OPS , puis Stat carte option 5.
Remarque : Cela va générer une carte d’écart-type (carte SD) dans la fenêtre de gauche. - Cliquez sur la carte SD et ensuite sur le ] la touche x 19 à appliquer le plan de chaleur de couleur appropriée.
- Faites un clic droit de la carte SD et sélectionnez STM charger et enregistrer, qui présentera l’option Enregistrer stm comme tiff pour enregistrer la carte SD.
- Ensuite, appuyez sur la [ clé 19 x pour revenir à une carte de couleur en niveaux de gris.
- Appuyez sur C , puis D à mettre en place des outils de cartographie de la densité. En utilisant le bouton gauche de la souris et le bouton de la souris du centre, ajustez le seuil pour y inclure toute activité fluorescente indiquée sur la carte SD.
- Appuyez sur C pour fermer les outils densité tout en conservant les paramètres de seuil.
- Avec le bouton droit de la carte SD et sélectionnez les particules STM , puis Trouver PTCLS.
Remarque : Ceci permettra d’identifier des cellules individuelles exprimant l’activité fluorescente. - Faites un clic droit de la carte SD une fois de plus, puis sélectionnez Créer des ROIs de particules.
Remarque : Cela va superposer les cellules sélectionnées sur la vidéo originale d’intérêt. - Tout en maintenant Shift, faites un clic droit sur l’un de la particule maintenant identifié ROIs sur la vidéo originale.
- Sélectionnez marqueur ROI et mesure Int au ROI.
Remarque : Cela génèrera les parcelles individuelles activité fluorescent pour chaque ROI identifié dans la vidéo d’intérêt. Ceux-ci peuvent être sauvés par un clic droit sur l’un d'entre eux et sélectionnant assortis, suivies d’un ROI Dump sous forme de texte.
- Pour logique détaillée de ces opérations, veuillez consulter le fichier de code source9.
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Résultats
Plusieurs exemples de changements d’intensité de fluorescence, médiées par l’augmentation du Ca intracellulaire2 + dans les types de cellules déterminées de la NMJ, montrent l’utilité de cette approche. Ces résultats sont présentés sous forme de cartes d’intensité spatiale de fluorescence, qui fournissent la localisation des cellules ayant répondu au questionnaire, ainsi que l’intensité de leurs réponses, ce qui permet l’évaluation de combien les cellules réagissent et combien ...
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Discussion
Nous fournissons ici quelques exemples de mesure Ca2 + réponses dans certaines cellules dans le tissu neuromusculaire intact, à l’aide de souris exprimant le GECI. Pour réaliser ces expériences, il est impératif de ne pas blesser le nerf phrénique au cours de la dissection. Pour image réponses Ca2 + dans les cellules de Schwann à haute ou basse puissance (c'est-à-dire, 20 X ou 60 X), il est nécessaire d’utiliser le BHC ou µ-conotoxine au mouvement du bloc. Pour l’imagerie de la faible puiss...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été soutenu avec des fonds des National Institutes of Health (NIH) GM103554 et GM110767 à (T.W.G.) et le National Center for Research Resources 5P20RR018751 et le National Institute of General Medical Sciences 8P 20 GM103513 (pour G.W.H.).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Souris Myf5-Cre | Jax | #007893 | Stimule l’expression des cellules musculaires dès E136 |
| Wnt1-Cre | souris Jax | #003829 | Stimule l’expression dans toutes ; Cellules de Schwann à E13 mais pas à P209 |
| Sox10-Cre | souris Jax | #025807 | Stimule l’expression des cellules de Schwann à des âges plus avancés |
| Souris GCaMP3 conditionnelles | Jax | #029043 | Exprime GCaMP3 de manière spécifique à la cellule |
| Souris GCaMP6f conditionnelles | Jax | #024105 | Exprime GCaMP6f de manière spécifique à la cellule |
| BHC (3-(N-butylethanimidoyl)-4-hydroxy-2H-chromen-2-one) | Hit2Lead | #5102862 | Bloque la myosine musculaire squelettique mais pas la neurotransmission6 |
| CF594-&alpha ;-BTX | Biotium | #00007 | Marque les grappes de récepteurs de l’acétylcholine aux |
| peptides | µ ;-conotoxine GIIIb | #CONO20-01000 | Blocs Nav1.4 voltage-dependent sodium channel8 |
| Gel diélectrique de silicone ; alias Sylgard | Ellswoth Adhesives | # Sil Dielec Gel .9KG ; | Permet l’immobilisation du diaphragme par des broches minutiennes |
| Broches minutieuses (0,1 mm de diamètre) | Fine Science Tools | 26002-10 | Immobilise le diaphragme sur le gel diélectrique de silicone |
| Microscope droit Eclipse FN1 ; | Nikon | MBA74100 | Permet la mise en scène et l’observation de l’échantillon |
| Plate-forme de microscope fixe de base avec traducteur manuel de microscope XY ; | Autom8 | MXMScr | Permet le déplacement de l’échantillon |
| Micromanipulateur manuel. | Narishige | M-152 | Contient des électrodes d’enregistrement et de stimulation |
| Amplificateur à microélectrodes ; | Molecular Devices | Axoclamp 900A | Permet l’enregistrement électrophysiologique intracellulaire à électrodes pointues |
| Système d’acquisition de données à faible bruit | Molecular Devices | Digidata 1550 ; | Permet l’acquisition de données électrophysiologiques |
| Système d’analyse de données à microélectrodes | Dispositifs moléculaires | PCLAMP 10 Standard | Effectue une analyse de données électrophysiologiques |
| Stimulateur à ondes carrées | Herbe | S48 | Stimule le nerf pour exciter le muscle |
| Unité d’isolation de stimulus | Herbe | PSIU6 | Réduit les artefacts de stimulation |
| Filaments borosilicatés, diamètre extérieur de 1,0 mm, diamètre intérieur de 0,5 mm. | Sutter | FG-GBF100-50-15 | Empale et enregistre les potentiels musculaires évoqués par les nerfs Filaments |
| borosilicatés, diamètre extérieur de 1,5 mm, diamètre intérieur de 1,17 mm ; | Sutter | BF150-117-15 | Allongé et utilisé pour l’électrode d’aspiration |
| Extracteur de micropipette | Sutter | P-97 ; | Tire et prépare les électrodes d’enregistrement |
| Caméra cMOS rétroéclairée de 1200 x 1200 pixels ; | Photometrics | Prime 95b | Caméra sensible qui permet une imagerie haute résolution et haute vitesse |
| Source lumineuse | Lumencor | Spectra X | Fournit un éclairage à partir de LED pour l’observation de la fluorescence |
| . Objectifs fluorescents à immersion dans l’eau corrigés à l’infini, D.E. 2 mm | Nikon | CFI60 | Fournit de longues distances de travail pour la visualisation de l’échantillon |
| Illuminateur à fibre optique avec lampe halogène | Sumita | LS-DWL-N | Fournit un éclairage pour l’observation en fond clair |
| W-View Gemini Image Splitter ; | Hamamatsu | A12801-01 | projette 1 paire d’images à double longueur d’onde séparées par un dichroïque à une seule caméra |
| Filtres passe-bande monobande ; (512/25-25 et 630/92-25) ; | SemRock | FF01-512/25-25 ; FF01-630/92-25 | Permet l’imagerie bi-bande |
| 560 nm Séparateur de faisceau dichroïque à bord unique | Sem Rock | FF560-FDi01-25x36 | Miroir dichroïque qui sépare les faisceaux de lumière pour permettre une imagerie à double longueur d’onde |
| Système d’acquisition de données d’imagerie | Nikon | NIS Elements - MQS31000 | Permet l’acquisition de données d’imagerie |
| Module de contrôle de longueur d’onde | Module MQS41220 | Nikon pour les données d’imagerie acqusiition | |
| Module matériel de répartiteur d’émissions ; | Nikon | MQS41410 | Module pour l’acquisition de données d’imagerie |
| Système d’analyse de données d’imagerie | NA | Volumétrie 8D5, Fiji | Permet l’analyse de l’intensité de fluorescence et d’autres données d’imagerie |
Références
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- Fatt, P., Katz, B. An analysis of the end-plate potential recorded with an intracellular electrode. Journal of Physiology. 115 (3), 320-370 (1951).
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- Hong, S. J., Chang, C. C. Use of geographutoxin II (mu-conotoxin) for the study of neuromuscular transmission in mouse. British Journal of Pharmacology. 97 (3), 934-940 (1989).
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Réimpressions et autorisations
