Article de méthode

Dépistage des génotypes de coton pour la résistance au nématode reniforme

DOI :

10.3791/58577

⸱

2 mai 2019

 , 
1Crop Genetics Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, un protocole est présenté pour le criblage non destructif soudifieux rapide des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. Le protocole consiste à examiner visuellement les racines des semis de coton infectés par les nématodes afin de déterminer la réponse à l'infection. La pousse végétative de chaque plante est ensuite propagée pour récupérer les plantes pour la production de semences.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un protocole de dépistage rapide du nématode reniforme non destructif (Rotylenchulus reniformis) est nécessaire pour le développement de variétés de coton résistant(Gossypium hirsutum)afin d'améliorer la gestion du nématode. La plupart des protocoles consistent à extraire des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire du coton ou à mettre en pot le sol pour déterminer la densité de population ou le taux de reproduction. Ces approches prennent généralement beaucoup de temps et un petit nombre de génotypes sont évalués. Une approche alternative est décrite ici dans laquelle le système racinaire est visuellement examiné pour l'infection de nématode. Le protocole consiste à inoculer les semis de coton 7 jours après la plantation avec des nématodes vermiformes et à déterminer le nombre de femelles attachées au système racinaire 28 jours après l'inoculation. Les données sont exprimées comme le nombre de femelles par gramme de poids frais des racines pour s'ajuster à la variation de la croissance des racines. Le protocole fournit une excellente méthode pour évaluer la résistance hôte-plante associée à la capacité du nématode d'établir un site d'infection; cependant, la résistance qui entrave la reproduction des nématodes n'est pas évaluée. Comme avec d'autres protocoles de criblage, la variation est généralement observée dans l'infection de nématode parmi les génotypes individuels à l'intérieur et entre les expériences. Les données sont présentées pour illustrer l'éventail des variations observées à l'aide du protocole. Pour s'adapter à cette variation, des génotypes témoins sont inclus dans les expériences. Néanmoins, le protocole fournit une méthode simple et rapide pour évaluer la résistance hôte-plante. Le protocole a été utilisé avec succès pour identifier les adhésions résistantes du G. arboreum germplasm collection et évaluer les populations de ségrégation de plus de 300 individus pour déterminer la génétique de la résistance. Une méthode de propagation végétative pour la récupération des plantes pour la reproduction de résistance a également été développée. Après l'enlèvement du système racinaire pour l'évaluation des nématodes, la pousse végétative est replantée pour permettre le développement d'un nouveau système racinaire. Plus de 95 % des pousses développent généralement un nouveau système racinaire dont les plantes atteignent leur maturité.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rotylenchulus reniformis (Linford et Oliveira), communément appelé nématode reniforme, est l'une des principales espèces de nématodes parasites présentes dans les sols du sud-est des États-Unis1,2,3. Le nématode est un semi-endoparasite obligatoire et sédentaire nécessitant une plante hôte pour terminer son cycle de vie2,4. Les nématodes femelles préadultes vermiformes pénètrent dans le système racinaire hôte pour établir un site d'alimentation dans la stèle2,3. Au fur et à mesure que le nématode se nourrit et mûrit, la partie postérieure qui reste à l'extérieur de la racine hôte gonflera lors de la production d'œufs, formant une forme rénale caractéristique (figure 1). Rotylenchulus reniformis est capable de se nourrir du système racinaire de plus de 300 espèces végétales, dont le coton4. Le coton upland (Gossypium hirsutum L.) est largement cultivé dans le sud-est des États-Unis, mais l'absence de R. les variétés résistantes au reniformis entravent la gestion du nématode2,3. Des stratégies de gestion telles que le traitement du nématicide et la rotation avec des espèces de cultures non hôtes ont été utilisées pour réduire la Rdu sol. densités de population de reniformis 5,6, mais les pertes de rendement de coton de graine peuvent généralement varier de 1 à 5%2. Symptômes de R. l'infection de reniformis peut inclure le retard de croissance deplante, la croissance supprimée de racine, les insuffisances nutritionnelles, l'avortement de fruit, et la maturité retardée 2. Cependant, les symptômes peuvent ne pas être apparents en raison de l'uniformité des symptômes à travers le champ ; par conséquent, les approches d'évaluation de la R. l'infection de reniformis sont nécessaires pour identifier et développer les variétés résistantes de coton upland. Évaluation de r. la résistance de reniformis dans le coton est considérée difficile7,parce que le système racinaire infecté peut sembler normal même si la plante peut montrer des symptômes d'infection8.

Un protocole efficace de dépistage des nématodes est nécessaire pour l'identification de r. adhésions résistantes de la collection de germplasme de coton, et pour la détermination de la génétique de résistance pour ces adhésions. Un tel protocole facilitera le transfert des gènes de résistance vers le coton upland. Diverses méthodes de bio-analyse ont été utilisées pour évaluer R. infection à reniformis en coton8,9,10,11,12,13,14,15. En général, deux approches principales ont été utilisées pour l'identification de r. génotypes de coton résistants aux reniformis. L'approche la plus fréquemment utilisée consiste à extraire des œufs et/ou des nématodes vermiformes à partir de plantes infectées ou du sol8,11,12,14,15. La méthodologie générale de cette approche consiste à planter des graines pour les génotypes de coton individuels dans des pots séparés, permettant aux semis de se développer pendant 7 à 14 jours, en inocérant les semis en ajoutant un mélange d'étapes vermiformes de R. reniformis au sol, et permettant aux nématodes d'infecter le système racinaire pendant 30 à 60 jours. Ensuite, les nématodes vermiformes et/ou les œufs sont extraits du système racinaire infecté de chaque plante ou du sol de mise en pot. Le nombre de nématodes ou d'œufs extraits est alors déterminé pour estimer la densité de population et le taux de reproduction, qui sont comparés aux génotypes témoins afin d'identifier les génotypes résistants.

Une autre approche, telle qu'elle est décrite ici, consiste à examiner au microscope le système racinaire du coton qui a été infecté par des nématodes pour déterminer le nombre de nématodes femelles parasitant les racines10,16. Comme d'autres approches, les génotypes de coton sont plantés dans des pots séparés et inoculés avec des nématodes vermiformes environ 7 jours après la plantation. Dans les 30 jours suivant l'inoculation, le système racinaire est retiré des plantes individuelles et le sol est rincé des racines. Ensuite, les nématodes attachés au système racinaire sont tachés de colorant alimentaire rouge17, et les racines sont examinées au microscope pour déterminer le nombre de sites d'infection avec des génotypes de coton résistants (identifiés en fonction du nombre de nématodes par gramme de racine) par rapport à un contrôle sensible16. Cette deuxième approche présente l'avantage d'augmenter le débit en réduisant le nombre de jours requis pour l'évaluation et en augmentant le nombre de génotypes individuels évalués dans une seule expérience. Les méthodes de dépistage qui évaluent la densité de population ou le taux de reproduction prennent souvent plus de temps que celles basées sur les observations visuelles des signes d'infection7. Cependant, l'une des limites de cette approche est que la résistance des plantes hôtes qui entrave la reproduction des nématodes, telle qu'elle est déterminée par la production d'œufs, n'est pas évaluée13.

Protocoles de dépistage pour R. La résistance au reniformis détruit souvent le système racinaire lors de l'évaluation7 et implique que la pousse végétative soit jetée. Pour surmonter cette limitation, une méthode de propagation végétative a été développée pour permettre la récupération des plantes pour la production de semences18. Après l'enlèvement du système racinaire pour l'évaluation des nématodes, la pousse végétative est plantée dans le sol de mise en pot pour permettre au système racinaire de repousser. Cette méthode a de larges applications pour la plupart des R. protocoles de dépistage reniformis. Une méthode simple et rapide de propagation végétative est d'une importance cruciale pour la reproduction R. variétés de coton upland résistantes aux reniformis, où la récupération de la progéniture est nécessaire pour faire progresser les génotypes résistants à la prochaine génération.

Un protocole est présenté pour le criblage à grande échelle des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. L'objectif est de développer une méthode de dépistage non destructive simple et rapide pour évaluer les populations de reproduction du coton pour la résistance aux nématodes afin d'aider à l'élevage de variétés de coton résistantes des terres des terres. À l'aide de ce protocole, les données sont généralement obtenues dans les 35 jours, avec plus de 300 génotypes évalués en une seule expérience. Les données sont présentées pour les génotypes résistants et sensibles pour illustrer la variation couramment observée à l'aide de ces méthodes.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Maintenir une source de R. reniformis (en) Inoculum

  1. Remplir les pots d'argile en terre cuite (15 cm de diamètre, 13,5 cm de hauteur) avec un mélange pasteurisé à la vapeur de limon sablonneux en 1 partie et de sable en 2 parties. Plantez une variété de tomate sensible (socopersicon) dans chaque pot et placez les pots dans une serre.
    REMARQUE : D'autres variétés végétales sensibles comme le coton peuvent être utilisées à la place de la tomate.
  2. Inoculer les plants de tomates avec des nématodes reniformes vermiformes (voir l'étape 3.3). Maintenir les plantes dans la serre à une température d'environ 28 oC.

2. Planter des génotypes de coton pour R. reniformis (en) Évaluation de la résistance

  1. Préparer le sol en combinant du sable fin en 2 parties avec du loam sablonneux en 1 partie prélevé sur le terrain.
  2. Pasteuriser à la vapeur le mélange de sol pour s'assurer que le sol est exempt de nématodes et d'agents pathogènes végétaux transmis par le sol.
  3. Ajouter le mélange de sol dans des pots en plastique conique (4 cm de diamètre, 21 cm de hauteur). Avant de remplir les pots, placez une boule de coton dans le fond du pot pour éviter la perte de sol. Remplir partiellement les pots de terre à environ 2 cm du sommet.
  4. Préparer un pieu en plastique pour chaque pot pour désigner le génotype à planter.
  5. Graines végétales des génotypes de coton sélectionnés pour évaluation.
    1. Plantez une seule graine dans chaque pot pour l'évaluation des populations de ségrégation, dans laquelle chaque graine représente un génotype unique.
    2. Pour les variétés de coton ou les accessions au germplasme, plantez 2 à 3 graines dans un seul pot pour assurer la germination d'au moins une plante avec les autres semis retirés des pots avant l'inoculation du nématode.
      Remarque : Alternativement, les graines peuvent germer de 24 à 72 h avant la plantation afin de minimiser le nombre de pots avec des graines non viables.
  6. Plantez des graines de génotypes de contrôle résistants et sensibles sélectionnés.
    Remarque : Les génotypes témoins sont reproduits 5 à 10 fois pour évaluer les variations naturelles inhérentes à la méthodologie de dépistage.
  7. Remplir les pots de terre supplémentaire pour couvrir la graine dans chaque pot.
  8. Placez les pots dans la chambre de croissance. Maintenir une température constante de 28 oC, une température de l'air ambiant, pour la chambre de croissance. Fournir un éclairage artificiel avec un mélange de lampes fluorescentes et à incandescence avec une photopériode de 16 h.
  9. Placez les émetteurs d'eau dans chaque pot et arrosez les pots deux fois par jour à l'aide d'un système d'arrosage automatique. Ajustez le système d'arrosage pour fournir de l'eau supplémentaire à mesure que la plante grandit.

3. Inoculation de nématode des plantes de coton et préparation des échantillons de racines

  1. Extrait des nématodes reniformes vermiformes maintenus sur les plants de tomates sensibles (voir étape 1) à l'aide de l'élutriation19 et de la flottation centrifuge20 méthodologies la veille de l'inoculation. Conserver les nématodes extraits à 4 oC.
    REMARQUE : L'extraction d'entonnoir de Baermann21 est une méthode alternative pour l'extraction de nématode.
  2. Déterminez le nombre de nématodes extraits en comptant le nombre de nématodes dans un sous-échantillon de 100 L et préparez une suspension de 1 000 nématodes/mL dans l'eau du robinet pour les inoculations.
  3. Inoculer les semis de coton 7 d après la plantation avec la suspension au nématode. Créer une petite dépression dans le sol à côté de la plante, et pipette 1 ml de la suspension de nématode reniforme dans la dépression.
  4. Retirer les plantes des pots 28 d après l'inoculation pour l'évaluation des nématodes.
    REMARQUE : À ce stade, les plantes mesurent environ 15 cm de haut et 4 à 6 feuilles complètement élargies.
    1. Retirer la plupart des feuilles entièrement élargies des plantes à l'aide de ciseaux avant d'enlever les plantes des pots.
    2. Pour retirer les plantes des pots, presser le pot et faire glisser le sol dans la main.
    3. Enlevez délicatement le sol des racines en agitant le système racinaire dans l'eau du robinet dans un récipient de 10 L. Rincer brièvement le système racinaire dans un récipient d'eau du robinet propre.
    4. Retirer le système racinaire de la plante à environ 1 cm sous la ligne de sol à l'aide de ciseaux.
  5. Placez le système racinaire dans un contenant de spécimens en plastique, non stérile et jetable de 120 ml, ainsi que le pieu en plastique du pot utilisé pour l'identification.
    REMARQUE : Plusieurs échantillons sont traités avant de passer à l'étape 3.7. Passez à l'étape 4 pour la propagation végétative de la pousse de la plante.
  6. Préparer une solution de 12,5 % (v/v) de colorant alimentaire rouge17 dans l'eau du robinet pour tacher les nématodes attachés au système racinaire.
  7. Ajouter environ 30 ml de la solution de colorant alimentaire rouge à l'échantillon de racine dans le récipient de spécimen pour couvrir complètement le système racinaire.
  8. Placer le contenant dans un four à micro-ondes et chauffer l'échantillon de racines jusqu'à ce que la solution de coloration commence à bouillir. Retirer l'échantillon du four à micro-ondes et laisser refroidir l'échantillon à température ambiante.
  9. Décanter la solution de colorant alimentaire rouge de l'échantillon de racine et ajouter environ 100 ml d'eau du robinet au récipient du spécimen pour enlever l'excès de tache. Placer le couvercle sur le contenant du spécimen et conserver l'échantillon dans un réfrigérateur à 4 oC. Passez à l'étape 5 pour l'évaluation de l'infection des racines.
    REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause ici avant de passer à l'étape 5.

4. Propagation végétative pour récupérer des plantes pour la production de semences

  1. Placer une boule de coton dans le fond d'un pot en plastique conique (voir l'étape 2.3) et remplir partiellement le pot de récipient de pot de mousse de tourbe. Ensuite, placez la pousse végétative dans le pot et ajoutez fermement les supports de mise en pot pour remplir le pot. Placez un nouveau pieu en plastique étiqueté dans chaque pot pour désigner le génotype de coton.
  2. Placer le plateau de pots dans un récipient en plastique (73,6 cm de longueur x 45,7 cm de largeur x 15,2 cm de hauteur) avec de l'eau et arroser brièvement les plantes pour humidifier le support de mise en pot. Placer les pots dans une chambre de croissance à température constante de 28 oC à l'aide d'une photopériode de 16 h. Ajouter de l'eau supplémentaire au contenant en plastique au besoin pour maintenir l'humidité du sol.
  3. Transplanter les plantes dans de plus grands pots pour la production de graines après environ 30 d. Remplir partiellement un pot en plastique de 6 L avec des supports de mise en pot (voir l'étape 4.1), retirer la plante du petit pot, placer la plante dans le pot de 6 L, et fermement ajouter des supports de mise en pot pour remplir le pot.
  4. Placer les plantes dans une serre et ajouter de l'eau pour humidifier le support de mise en pot. Maintenir la température dans la serre à environ 28 oC (l'éclairage artificiel n'est pas nécessaire).
    1. Plantes d'eau à la main au besoin pendant environ 30 d.
    2. Lorsqu'environ 75 % des plantes ont besoin d'arrosage quotidien, arroser les plantes quotidiennement à l'aide d'un système d'arrosage automatique. Ajuster le système d'arrosage automatique à l'eau plus fréquemment au besoin pour la croissance des plantes.
    3. Ajouter environ 10 g d'engrais à libération lente dans chaque pot avant le début de l'initiation florale.
  5. Récoltez les plantes à maturité et traitez les échantillons de graines de coton pour obtenir des graines en temps d'évaluation.
    1. Pour récolter les graines de coton, retirer le coton des bolls ouverts sur la plante à la main et le placer dans un sac en papier étiqueté. Les graines sont attachées aux fibres de coton, qui sont enlevées dans les étapes suivantes.
    2. Retirer les fibres de la fibre de fibre de fibre de fibre use des échantillons de graines à l'aide d'un gin de laboratoire à 10 scies.
    3. Retirer les fibres de fuzz des échantillons de graines à l'aide d'acide sulfurique concentré. Neutraliser les échantillons de graines dans une solution de 15 % (v/v) de carbonate de sodium, rincer les échantillons à l'eau du robinet et sécher les échantillons dans un séchoir à air forcé.
    4. Placer les échantillons de semences dans des enveloppes étiquetées pour les entreposer.

5. Évaluation de R. reniformis (en) Infection des racines

  1. Retirez l'échantillon de racine du contenant du spécimen et comptez le nombre de nématodes femelles attachés au système racinaire à l'aide d'un stéréomicroscope (grossissement 20X).
    REMARQUE : Seuls les nématodes reniformes femelles sont capables d'infecter les racines des plantes.
  2. Placer le système racinaire sur du papier absorbant pendant environ 10 min pour éliminer l'excès d'humidité. Peser le système racinaire pour déterminer le poids des racines fraîches.
  3. Entrez le nombre de nématodes et les données sur le poids des racines fraîches dans un programme de feuilles de calcul de l'ordinateur et calculez le nombre de femelles par gramme de racine.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rotylenchulus reniformis infection du système racinaire pour deux variétés est présenté dans la figure 1. Relativement moins de nématodes reniformes femelles sont en mesure d'établir un site d'alimentation pour le génotype de coton résistant par rapport au génotype sensible. La variation de la croissance des racines est courante entre les adhésions, comme l'illustre la figure 2. Cette variation mesurée par le poids des r...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un protocole de dépistage efficace est nécessaire pour 1) l'identification de R. génotypes de coton résistants aux reniformis afin d'évaluer la génétique de la résistance et 2) l'élevage de variétés résistantes. La plupart des protocoles évaluent R. densités de population de reniformis ou taux de reproduction en extrayant des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire de coton ou du sol de miseenpot 8,11,...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été financée par le Département de l'agriculture des États-Unis, Le Service de recherche agricole. La mention des noms commerciaux et des produits commerciaux dans cet article a pour but uniquement de fournir des renseignements précis et n'implique pas de recommandations ou d'approbations de la part du ministère de l'Agriculture des États-Unis. L'USDA est un fournisseur et un employeur de l'égalité des chances. Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à déclarer. L'assistance technique a été fournie par Kristi Jordan.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Ray Leach Cone-tainerStuewe and Sons Inc.SC10U
Plateau cone-tainerStuewe and Sons Inc.RL98
Poncerdiverses
boules de cotondivers
pouces étiquettes de plantes (4 po L x 5/8 po l)Pylon PlaticsL-4-WToute marque ou fournisseur est acceptable.
Contenants d’échantillons de 4 ozFisher Scientific16-320-731Toute marque ou fournisseur est acceptable.
Colorant alimentaire rougeMcCormick & Co., Inc.
1 mL Pointes de pipettedivers Récipient de
10 Ldiversseaux peu coûteux fonctionnent bien.
Pots de 6 LNursery Supplies Inc.Poly-Tainer-Can No2AToute marque ou fournisseur est acceptable. Des pots de différentes tailles peuvent être utilisés
Milieu de rempotageSun Gro HorticultureMetro-Mix 360Toute marque ou fournisseur est acceptable.
EngraisEverris NA Inc.Osmocote PlusToute marque ou fournisseur est acceptable.
Récipient en plastique (73,6 cm L x 45,7 cm L x 15,2 cm P)Rubbermaid3O29  ;Toute marque ou fournisseur est acceptable.
pylônes 4

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
  2. Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
  3. Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
  4. Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
  5. Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
  6. Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
  7. Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
  8. Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
  9. Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
  10. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
  11. Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
  12. Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
  13. Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
  14. Usery, S. R. Jr, Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
  15. Yik, C. -P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
  16. Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
  17. Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
  18. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
  19. Byrd, D. W. Jr, et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
  20. Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692(1964).
  21. Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
  22. Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
  23. Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

D pistage des n matodesanalyse de l infection racinairer sistance des plantes h tess lection assist e par marqueursvaluation du syst me racinairecomptage des n matodes femellespropagation v g tativeinoculation de n matodes

Articles connexes