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Article de méthode

Un dosage de Transport rhodopsine par analyse de l’imagerie de haute teneur

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DOI :

10.3791/58703

⸱

16 janvier 2019

 ,  , 
1Department of Ophthalmology, University of Pittsburgh, 2McGowan Institute for Regenerative Medicine, University of Pittsburgh

Dans cet article

Résumé

Ici, nous avons décrit une méthode d’imagerie de haute teneur pour quantifier le transport des mutants de rhodopsine associée à une rétinite pigmentaire. Une analyse de notation d’onde multiples a été utilisée pour quantifier la protéine rhodopsin sur la surface de la cellule ou dans la cellule entière.

Résumé

Des mutations de rhodopsine pourrait conduisent à la mort de photorécepteur de tige qui se manifeste comme autosomique dominante rétinite pigmentaire (RP), un progressif aveuglante de maladie qui n’a pas de traitement efficace. Nous émettons l’hypothèse que la cytotoxicité du mutant rhodopsine mal repliées peut être atténuée en stabilisant pharmacologiquement la protéine mutante rhodopsine. La mutation de P23H, parmi les autres mutations de rhodopsine de classe II, code pour une protéine mutante rhodopsine structurellement instable qui s’accumule dans le réticulum endoplasmique (re), alors que la rhodopsine de type sauvage est transporté vers la membrane plasmique dans mammifères cellules. Précédemment, nous avons effectué un écran axée sur la luminescence de haut débit (HTS) et identifié un groupe de chaperons pharmacologiques qui a sauvé le transport de la rhodopsine P23H d’ER à la membrane plasmique. Ici, en utilisant une méthode d’immunomarquage suivie d’une analyse d’imagerie de haute teneur, nous avons mesuré la quantité de protéines mutantes rhodopsine dans la cellule entière et sur la membrane plasmique. Cette méthode est instructive et efficace pour identifier le vrais succès des faux positifs suite HTS En outre, l’analyse d’image haute teneur nous a permis de quantifier plusieurs paramètres d’une expérience unique pour évaluer les propriétés pharmacologiques de chaque composé. À l’aide de ce test, nous avons analysé l’effet de 11 différents composés vers six mutants de rhodopsine RP associé, obtention d’un profil pharmacologique 2D pour une compréhension quantitative et qualitative sur la stabilité structurelle de ces mutants rhodopsine et l’efficacité de différents composés vers ces mutants.

Introduction

Repliement est impliqué dans la dystrophie musculaire, dégénérescence neuronale, ainsi que des maladies aveuglantes, y compris une rétinite pigmentaire (RP)1. RP est une dégénérescence rétinienne héréditaire et progressive associée à des mutations dans plus de 60 gènes affectant la fonction et l’homéostasie des photorécepteurs de la tige ou les épithéliums pigmenté rétinien (RPE)2,3. Aucun traitement efficace n’est actuellement disponible pour RP. Les mutations de rhodopsine représentent environ 25-30 % d’autosomique dominante (ad) cas RP. Parmi les plus de 150 rhodopsine mutations4 (Human Gene Mutation Database, http:/ www.hgmd.cf.ac.uk/), les mutations de la classe II causent l’instabilité structurelle de la protéine de la rhodopsine qui contribue à la mort de photorécepteur de tige et vision perte5,6,7,8. Le P23H est la mutation de la rhodopsine plus fréquente en Amérique du Nord, qui est aussi un exemple typique de la classe II rhodopsine mutations9,10. En raison de son instabilité structurelle inhérente, la rhodopsine mal repliée s’accumule dans le réticulum endoplasmique (re) dans les cellules de mammifères, alors que la rhodopsine de type sauvage est situé sur la membrane plasmique5. La rhodopsine mal repliée P23H expositions mutant dominant négative cytotoxicité qui ne résulte pas de SIM1, mais est liée à l’activation d’ER associés voie de dégradation des protéines et l’organisation du segment externe tige interrompu. Pour atténuer le stress de cellules photoréceptrices tige, une stratégie consiste à stabiliser le pliage native de la rhodopsine mutant à l’aide d’un chaperon pharmacologique.

Pour atteindre cet objectif, nous avons réalisé un écran de haut débit basés sur les cellules (EMD)11,12,13 à l’aide d’une analyse de complémentation de fragment de β-galactosidase à quantifier le mutant de rhodopsine P23H transporté sur le plasma membrane. Le protocole simple et robuste de ce test HTS nous a permis d’explorer les activités d’environ 79 000 petites molécules pour chaque écran. Toutefois, parce que ce dosage HTS lit les signaux de luminescence, faux positifs, y compris les inhibiteurs de la β-gal, composés colorés ou cytotoxiques sont inclus dans la liste de résultats en attente d’être identifiés par une analyse secondaire.

L’immunomarquage traditionnel et méthodes d’imagerie de fluorescence ont été utilisés pour les années d’étudier le transport de la rhodopsine dans les cellules de mammifères5,14,15,16. Cependant, ces méthodes conventionnelles ne peuvent servir à quantifier les effets pharmacologiques des composés de plus de 10 vers le transport de la rhodopsine, parce qu’une analyse d’imagerie fiable requiert un grand nombre d’images prises dans des conditions très cohérente, qui est pas amendables par les méthodes d’imagerie conventionnelles. Ici, nous avons développé un protocole d’imagerie de haute teneur immunostaining basé comme test secondaire pour quantifier le transport de surface cellulaire de rhodopsine mal repliées mutants11,13,17. Pour étiqueter rhodopsine sur la membrane plasmique, nous avons sauté l’étape de la perméabilisation de la membrane cellulaire et immunomarquage des mutants de la rhodopsine par un anticorps monoclonal anti-rhodopsine de (B6-30) reconnaissant l’épitope N-terminale de la rhodopsine du côté extracellulaire de la cellule membrane18. Pour visualiser la rhodopsine mutant dans la cellule entière, nous fondue rhodopsine avec la protéine de fluorescence de Vénus. De quantifier les intensités de fluorescence dans les canaux de fluorescence différents, nous sommes en mesure d’obtenir plusieurs paramètres d’une expérience unique dont l’intensité totale rhodopsine dans la cellule entière, sur la surface de la cellule et le ratio de fluorescence de rhodopsine sur la surface de la cellule à celle de la cellule entière. En appliquant cette méthode pour stabiliser les cellules exprimant un total de six mutants rhodopsine mal repliées, nous pouvons générer un profil pharmacologique de plusieurs petites molécules chaperons vers ces mutants. Dans ce protocole, toutes les cellules sont immunocolorées dans une plaque 384 puits et photographié à l’aide d’un système automatisé d’imagerie sous condition d’imagerie très cohérent. Une analyse de l’image est effectuée pour chaque puits, contenant des images de plus de 600 cellules pour réduire la variation due à l’hétérogénéité des cellules avec des variables de niveau d’expression de forme et de la protéine cellulaire. Le flux de travail de ce protocole est résumée dans la Figure 1. L’avantage de cette méthode est que nous obtenons images haute résolution ainsi que multiparamétriques quantifications de l’analyse axée sur l’image. En général, le présent protocole peut être modifié et appliqué pour quantifier le transport d’une protéine de membrane mal repliées d’intérêt.

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Protocole

Remarque : La rhodopsine transport dosage.

1. préparation et la Culture de cellules

  1. Faire revivre cryoconservés U2OS stables cellules exprimant le type sauvage (WT) ou les protéines de fusion de rhodopsine-Vénus souris mutante. Décongeler les cellules à 37 ° C jusqu'à ce que seulement petits cristaux de glace sont laissés dans le flacon.
    Remarque : Les cellules U2OS sont utilisés dans le présent protocole parce qu’il n’y a aucune lignée de cellules photoréceptrices disponibles pour des études in vitro et la biosynthèse des cils de la rhodopsine est régulée par des mécanismes moléculaires similaires dans les cellules de mammifères. En outre, les cellules U2OS attachent fermement vers le bas de la plaque et ont grands corps cellulaires, donc elles sont idéales pour l’analyse de transport de la rhodopsine. Sept U2OS cellules stables exprimant la WT, T4R, P23H, P53R, C110Y, D190N et P267L des mutants de rhodopsine sont utilisés ici à titre d’exemple pour montrer la qualité et la fiabilité du test. Des cellules stables exprimant les autres mutants de la rhodopsine ou d’autres protéines de la membrane peuvent être utilisés, selon l’objectif de l’essai. Cellules stables exprimant la rhodopsine humaine peuvent être utilisés dans ce test si elles sont disponibles. La rhodopsine souris a été utilisé ici, car les souris et les protéines humaines rhodopsine partagent 95 % d’homologie, et les composés identifiés par cet essai sera testée in vivo utilisant un modèle de souris PACA transportant la rhodopsine P23H mutation8. Les cellules stables ont été produites comme décrit plus haut19. Le WT et les transcriptions de la rhodopsine mutant ont été quantifiées par q-PCR et les clones de cellules stables exprimant des niveaux similaires de WT et transcriptions de rhodopsine mutant ont été sélectionnés pour ce test. L’expression des protéines de la rhodopsine a été confirmée par immunoblot et immunostaining. Le passage de cellules utilisées dans ce test doit être inférieur à 20.
  2. Transférer chaque lignée de cellules dans un tube conique 15 mL contenant 10 mL de milieu de croissance (taux de glycémie élevé Dulbecco modifié de Eagle medium (DMEM) avec 10 % sérum fœtal (SVF) et 5 µg/mL Plasmocin).
  3. Centrifuger le tube à 200 g pendant 5 min. jeter le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire avec 5 mL de milieu de culture cellulaire pour chaque lignée cellulaire. Transférer chaque ligne de suspension cellulaire dans une boite de culture de tissus de 60 mm et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2.
  4. Repiquer les cellules lorsque le plat de vitroplants atteint 90 % confluence comme décrit dans référence12.

2. ensemencement de cellules à 5 000 cellules / puits

Remarque : Exécutez les procédures suivantes dans une hotte de culture de tissus.

  1. Traiter la plaque avec poly-lysine.
    1. Un jour avant d’ensemencer les cellules, traiter un mur noir et clair plaque 384 puits avec 20 µL/puits de la solution de poly-lysine pendant 30 min.
    2. Aspirer le liquide et permettre à tous les puits à sec pour 1 h. Replacez le couvercle de la plaque et stocker la plaque à 4 ° C durant la nuit pour l’ensemencement de la cellule.
  2. Préparer la suspension cellulaire.
    1. La culture de chaque lignée cellulaire dans un milieu de croissance dans un plat de vitroplants de 100 mm jusqu’au confluent de 90 %.
    2. Lavez chaque plat avec du sérum physiologique tamponné au phosphate (PBS) et détacher les cellules avec 1 mL de 0.05 % trypsine à 37 ° C.
    3. Remettre en suspension dans chaque ligne de cellules dans 10 mL de milieu (haute-glucose DMEM avec 10 % FBS, 100 unités/mL de pénicilline et la streptomycine 100 μg/mL).
    4. Compter les cellules et diluer chaque lignée de cellules à 1,25 x 105 cellules/mL avec le milieu.
  3. Les cellules des graines.
    1. Utiliser une pipette multicanaux électronique ou un distributeur automatique de réactif pour distribuer 40 µL/puits de la suspension cellulaire à trois colonnes par lignée cellulaire et remplissage colonnes 1-21 de la plaque 384 puits (Figure 2).
    2. Ajouter 40 µL/puits de U2OS (P23H-rhodopsine-Venus) à colonnes 22-23 et 40 µL/puits de U2OS (rhodopsine-Venus) à colonne 24, comme témoins.
    3. Centrifuger la plaque à 300 x g pendant 30 s pour faire tomber toutes les cellules vers le bas de la plaque 384 puits.
      Remarque : Évitez les chocs physiques à la plaque après l’ensemencement de la cellule. Dans le cas contraire, les cellules seront écrasées à un coin de chaque puits et la plaque ne sera pas adaptée pour l’imagerie de haute teneur.
    4. Incuber les plaques 384 puits à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 3 h pour les cellules d’attacher au fond de la plaque.

3. traiter les cellules avec des composés

  1. Générer une carte de la plaque avec les conditions de traitement tel qu’illustré à la Figure 2.
  2. Préparer 300 µL de 5 x solutions de travail de jusqu'à 15 composés dans une plaque à 96 puits.
    1. Diluer le cps 1 à 15 avec le milieu à cinq reprises de leurs concentrations finales dans les puits A1 à G2 de le 96 puits sur plaque (Figure 2 a). Ajouter 300 µL de milieu en H2 bien.
      Remarque : La concentration finale de chaque composé est utilisée à la concentration la plus efficace pour sauver le transport de la rhodopsine P23H par le HTS12,13.
    2. Ajouter 100 µL / puits de 2 % de diméthyl sulfoxide (DMSO) et 25 µM 9 -cis-rétinal qui sont dilués dans le milieu à colonnes 11 et 12, respectivement. Ajouter 9 -cis-rétinien dans la pénombre.
  3. Ajout de 10 µL / puits de 5 x travaillant des solutions à la plaque 384 puits, cultivées avec les cellules (Figure 2 b).
    1. Une pipette multi-canaux électronique permet d’ajouter des composés 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13 et 15 pour les lignes A, C, E, G, I, K, M et O de colonnes 1 à 21 (Figure 2). Ajouter des composés 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14 et M pour les lignes B, D, F, H, J, L, N et P dans les colonnes 1 à 21.
    2. Ajouter 10 µL / puits de 2 % DMSO à colonnes 22 et 24. Ajouter 10 µL / puits de 25 µM 9 -cis-rétinien à colonne 23.
      NOTE : DMSO est utilisé comme un contrôle de véhicule, parce que tous les composés sont initialement dissous dans le DMSO comme des stocks. Colonne 22 contenant des cellules de DMSO traité exprimant le P23H rhodopsine est utilisée comme contrôle de 0 %. 9 -Cis-rétiniens cellules traitées exprimant la rhodopsine P23H est utilisée comme contrôle 100 %.
  4. Couvrir la plaque 384 puits avec du papier aluminium et incuber les plaques à 37 ° C pendant 24 h.

4. Immunostaining sans perméabilisation de la Membrane sur la tache de rhodopsine protéine à la Surface cellulaire.

Remarque : Évitez tout détergent dans le processus d’immunostaining ensemble pour préserver la membrane cellulaire.

  1. Préparer 4 % paraformaldéhyde (PFA) en diluant les 16 % PFA avec PBS dans un rapport 1:4 de volume sous une hotte chimique. Transférer les 4 % PFA dans un réservoir de réactif.
  2. Sortez la plaque 384 puits dans une pièce sombre avec une lumière rouge. Utilisez un aspirateur 8 canaux raccordée à une bouteille de collecte sous vide pour aspirer doucement le milieu. Utiliser une pipette multicanaux électronique pour ajouter 20 µL / puits de fraîchement préparés 4 % PFA à l’ensemble plaque 384 puits et incuber pendant 20 min à température ambiante. Pour éviter le détachement cellulaire, pointent toujours les conseils de l’aspirateur vers du même côté de chaque puits au cours des aspirations. Ne pas toucher la partie inférieure médiane de chaque puits. Lorsque vous prenez des images, sélectionnez les champs à éviter la région touchée par l’aspirateur. Pour plus de 10 minutes d’incubation, couvrir la plaque 384 puits avec son couvercle pour éviter l’évaporation.
    Remarque : Les cellules sont fixées dans une pièce sombre pour éviter le Photoblanchiment de l’isorhodopsin régénérée qui aura une incidence sur le résultat du contrôle 100 %. Après la fixation, la plaque 384 puits peut être souscrite sous une lumière normale.
  3. Utilisez un aspirateur 8 voies pour aspirer la PFA dans chaque puits et utilisez une pipette multi-canaux électronique pour ajouter 50 μL par puits de PBS. Répétez deux fois plus d’effectuer trois lavages avec du PBS.
    Attention : Les déchets liquide contenant PFA sont collecté dans une bouteille à capsule et doit être éliminé comme un déchet chimique dangereux après l’expérience.
  4. Bloquer les cellules en ajoutant 20 µL / puits de 5 % de sérum de chèvre à l’ensemble plaque 384 puits et incuber à température ambiante pendant 30 min.
  5. Aspirer le sérum de chèvre 5 % et ajouter 15 µL / puits de 20 µg mL-1 B6-30 anti-rhodopsine anticorps dans le sérum de chèvre de 1 % à lignes A à O. ajouter 15 µL / puits de 1 % de sérum de chèvre au rang P pour le groupe de contrôle seulement anticorps secondaires.
  6. Incuber les plaques 384 puits à température ambiante pendant 90 min ou à 4 ° C jusqu’au lendemain. Couvrir la plaque 384 puits avec du papier aluminium pour éviter le Photoblanchiment des fluorophores.
  7. Laver la plaque 3 fois avec 50 µL / puits de PBS.
  8. Aspirer les PBS et ajouter 15 µL / puits de 5 µg mL-1 chèvre Cy3 conjugué d’IgG anticorps anti-souris. Couvrir la plaque 384 puits avec du papier aluminium et incuber à température ambiante pendant 1 h ou à 4 ° C durant la nuit.
  9. Laver la plaque 3 fois avec 50 µL / puits de PBS. Ajouter 50 µL / puits de PBS contenant 1 µg mL-1 Hoechst 33342 pour colorer les noyaux à température ambiante pendant 15 min.
  10. Sceller la plaque 384 puits avec un film transparent avant de l’imagerie. Couvrir la plaque 384 puits avec du papier aluminium et conserver à 4 ° C pendant une semaine, si les images sont prises immédiatement.

5. l’imagerie.

Remarque : Cette procédure d’imagerie de haute teneur est adaptée au système d’imagerie répertorié dans la Table des matières. Procédures peuvent être différentes si vous utilisez d’autres systèmes d’imagerie de haute teneur.

  1. Retirez le couvercle et mettre la plaque 384 puits en l’imageur haute teneur avec A1 positionné dans le coin supérieur gauche de la plaque.
  2. Ouvrez le logiciel d’acquisition image pour définir les paramètres d’acquisition d’images.
    1. Ouvrez la fenêtre paramètres d’Acquisition plaque et créer nouveau réglage ou charger un fichier de configuration existant.
    2. Sélectionner l’objectif 20 x et mis en place pixel binning 2 donc la taille en pixels calibré est 0,80 x 0,80 µm. définir les lignes de balayage comme 2 000 et la taille de l’image (W x H) comme 1 000 x 1 000 pixels (800.00 x 800.00 µm) par site.
    3. Sélectionnez le type de plaque pour être photographié. Utilisez les informations fournies par le fabricant de la plaque 384 puits pour remplir les dimensions de la plaque.
    4. Sélectionnez les puits à être photographiée pour la plaque 384 puits.
    5. Sélectionnez les quatre sites à être photographié par puits. Éviter le côté de la bien touché par les embouts d’aspiration.
    6. Sélectionnez des lasers à excitation comme 405, 488 et 561 nm. Sélectionnez filtres d’émission pour les canaux DAPI, FITC et Texas Red. Optimiser la puissance du laser et des gains de chaque voie pour assurer la luminosité des images prises par les puits de contrôle positif sont inférieures au seuil de saturation.
    7. Sélectionnez les puits à puits focus pour l’autofocus. Sélectionnez le premier puits acquis comme l’initiale bien pour trouver des échantillons. Sur tous les sites de site autofocus.
    8. Sélectionnez les quatre moyennes par ligne pour chaque canal. Optimiser la valeur de Z-offset pour chaque canal.
    9. Test 2-3 puits dans les coins en diagonales de la plaque 384 puits pour s’assurer que les images sont sur la mise au point pour tous les puits testés, images de tous les sites / puits ont des cellules avec plus de 40 % confluence et intensités de fluorescence de tous les canaux sont environ la moitié saturée à 100 % puits de contrôle.
    10. Enregistrer la méthode d’acquisition de l’image.
  3. Exécutez la plaque entière. Regarder l’imageur jusqu'à ce qu’il termine à capturer des images de la première colonne de la plaque pour vérifier la qualité de l’image avant de quitter l’imageur. Retirez la plaque 384 puits et conserver à 4 ° C pour une utilisation future.
    Remarque : Selon le nombre de sites sélectionnés par les puits et les canaux de prise, il faut 40 min à 3 h pour finir une plaque 384 puits d’imagerie.

6. image Analysis.

  1. Extraire les données d’image à l’aide d’un logiciel d’analyse de haute teneur image. Sélectionnez l’un des puits de contrôle à 100 % (colonne 23) pour définir les paramètres.
  2. Sélectionner les Longueurs d’onde multiples cellule marquant comme la méthode d’analyse et de commencer à configurer les paramètres.
    1. Définir les noyaux à l’aide d’images de la chaîne DAPI. Obtenir un aperçu pour vous assurer que les formes de noyaux définis dans les sélectionnés bien cadre bien avec les images de noyaux.
    2. Définir la forme de cellule dans le chenal FITC où la rhodopsine-Vénus est imagé.
    3. Définir les zones de taches superficielles de cellules rhodopsine dans le chenal de Texas Red.
    4. Tester l’algorithme en cours dans 5 puits afin de déterminer si les paramètres sont optimisés. Enregistrer les paramètres et fermer la fenêtre de Configuration .
  3. Exécutez tous les puits avec la méthode d’analyse optimisée.
  4. L’exportation de Numéro d’objet comme le nombre de cellules intactes. Exporter l' Intensité moyenne du canal FITC comme intensité Rhodopsin-Venus (rhodopsine-Venus INT). Exporter l' Intensité moyenne du canal Texas Red comme l’intensité de la rhodopsine sur la surface de la cellule (rhodopsine INT sur la surface de la cellule).
  5. Ouvrez les données exportées dans un tableur. Diviser l’intensité de la rhodopsine sur la surface de la cellule par la rhodopsine-Vénus INT comme ratio de MEM-à-total. Calculer le Z'-facteurs pour chaque paramètre évaluer la qualité de l’analyse. Z′ = 1−3X (STDcontrôler 100 %+STDcontrol 0 %) / | Contrôle à 100 %−Mean0 % contrôle|.
    Remarque : Une Z'-facteur supérieur à 0 indique un dosage modéré suffisant pour un écran de haute teneur et un Z' facteur entre 0,5 et 1 suggère un dosage exceptionnel requis pour un écran de haut-débit20,21.
  6. Le logiciel permet de générer une carte de chaleur de deux couleurs pour chaque paramètre. Organiser le nom de lignées cellulaires sur l’axe des abscisses et les composés sur l’axe y.

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Résultats

Nous avons caractérisé le transport de la rhodopsine avec trois paramètres : l’intensité de la rhodopsine-Venus dans la cellule entière (rhodopsine-Venus INT), l’intensité de l’immunomarquage de la rhodopsine sur la membrane plasmique (rhodopsine INT sur la surface des cellules) et le ratio de rhodopsin tache sur la surface de la cellule à l’intensité de la rhodopsine-Venus dans la cellule entière (Ratio de MEM-Total). Un résultat représentatif de l’essai de transport rhodopsine est montr...

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Discussion

Ici, nous avons montré un test d’imagerie haute teneur utilisé pour caractériser les hits identifiés d’une HTS L’automatisation seule impliquée dans ces protocoles est l’imageur de haute teneur. L’immunomarquage et imagerie de fluorescence de la rhodopsine ont été utilisés couramment pour caractériser la localisation de la rhodopsine5,14,15,16. Cependant, la quantification des images prises par...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions le Dr Mark E. Schurdak et l’Université de Pittsburgh Drug Discovery Institute for fournissant l’imageur haute teneur et des formations initiales. Dr. Krzysztof Palczewski (Case Western Reserve University) a généreusement partagé le 4 1 et des anticorps anti-rhodopsine B630. Le plasmide contenant le cDNA de souris rhodopsin-Venus construire était partagé par m. Nevin Lambert (Université de Augusta). Ce travail a été soutenu par l’Institut National d’octroi de santé EY024992 YC et P30EY008098 de grant de l’Université de Pittsburgh Vision Research Core.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cellules U2OS (rhodopsine-Vénus)NANACellules stables générées à partir de cellules U2OS
Cellules U2OS (T4R-rhodopsin-Venus)NANACellules stables générées à partir de cellules U2OS
Cellules U2OS (P23H-rhodopsin-Venus) CellulesNANACellules stables générées à partir de cellules U2OS
Cellules U2OS (P53R-rhodopsin-Venus) NACellules stables générées à partir de cellules U2OS
Cellules U2OS (C110Y-rhodopsin-Venus)NANA Cellulesstables générées à partir de cellules U2OS
Cellules U2OS (D190N-rhodopsin-Venus) NANACellules stables générées à partir de cellules U2OS
U2OS (P267L-rhodopsin-Venus) CellulesNANACellules stables générées à partir de cellules U2OS
DMEM à haute teneur en glucoseGenesee Scientific25-500Avec L-Glutamine, sodium pyruvate
Sérum fœtal bovin (FBS)Gibco16140071Plasmocin Inactivé par la chaleur
InvivoGenant-mptRéactif d’élimination des mycoplasmes
Pénicilline-Streptomycine (100X)Gibco15140122100X solutions antibiotiques concentrées pour prévenir la contamination bactérienne des cultures cellulaires
Trypsine-EDTAGenesee Scientific25-5100,25 %, 1mM EDTA dans HBSS sans calcium et magnésium
Solution de poly-L-lysineSigma-AldrichP4707-50MLMol poids 70,000-150,000, 0,01 %, stérile-filtré, BioReagent, adapté à la culture cellulaire
CellCarrier-384 Ultra MicroplaquesPerkinElmer6057300Microplaques traitées à 384 puits de tissu avec des parois à puits noirs et un fond d’oléfine cyclique optiquement clair pour l’imagerie des cellules dans l’analyse
à haut contenuPlaque stérile à 96 puitsEppendorf30730119Culture tissulaire traitée avec couvercle à fond plat, stérile, exempte de pyrogènes détectables, de Rnase, de DNase et d’ADN.
Sailine tamponnée au phosphate non cytotoxique (PBS)InvitrogenAM962510 x tampon PBS, pH 7,4
DMSOSigma-AldrichD4540>99,5 %, culture cellulaire testée
9-cis-retinalSigma-AldrichR5754
Composés testésSelleckchem/Life Chemicals/Custom synthesizedNAcomposés ont été achetés auprès de différents fournisseurs ou synthétisé sur mesure
B6-30 anticorps anti-rhodopsineNovusNBP2-25160Don du Dr Krzysztof Palczewski
Cy3 conjugué chèvre anti-souris anticorps secondaireJackson ImmunoResearch Laboratories, Inc115-165-146
16 % paraformaldéhydeThermo Fisher Scientific28908Sans méthanol
10 % Sérum de chèvre normalThermo Fisher Scientific50062ZTampon de blocage
Hoechst 33342, TrihydrochInvitrogenH3570Solution de coloration nucléaire
Imageur à haut contenuDispositifs moléculairesImageXpressImageXpress® ; Système d’imagerie micro-confocal à haut contenu
Logiciel d’acquisition et d’analyse d’images à haut contenu MetaXpressDispositifs moléculaires Logicield’acquisition et d’analyse d’images à haut contenuMetaXpress
Pipette multicanaux (0,5-10 & micro ; L)Rainin17013802Pipette manuelle à 8 canaux, 0,5-10 & micro ; L
Pipette multicanaux (0,5-10cRainin17013805Pipette manuelle à 8 canaux, 20-200 & micro ; L
Pipette électronique multicanaux (10-200 &mu ; L)Thermo Scientific14-3879-56BTPipette électronique multicanal pour le pipetage de microplaques à 96 et 384 puits
Réservoir de réactifsGenesee Scientific28-125Réservoir de réactifs pour distribution de pippte multicanaux
Aspirateur à 8 canauxABC ScientificEV503Adaptateur en acier inoxydable à 8 canaux pour l’aspiration de liquides à partir de plaques à 96 ou 384 puits
Excel tableurMicrosoftExcel2016Le tableur pour l’analyse de données et la génération de cartes thermiques
Origin2018 Logiciel d’analyse de données scientifiques et de graphiquesOriginLabOrigin2018Le logiciel d’analyse de données pour générer les courbes dose-réponse
Les

Références

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