Article de méthode

L’exercice Supramaximal intensité hypoxique et évaluation de la fonction vasculaire chez la souris

DOI :

10.3791/58708

⸱

15 mars 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Angiology, Heart and Vessel Department, Lausanne University Hospital (CHUV), 2Institute of Sport Sciences, Faculty of Biology and Medicine, University of Lausanne, 3Neonatal Research Laboratory, Clinic of Neonatology, Department Woman-Mother-Child, Lausanne University Hospital

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formation intensive en hypoxie est un protocole qui a fait ses preuves pour induire des adaptations vasculaires potentiellement bénéfiques chez certains patients et d’améliorer des athlètes répètent capacité de sprint. Ici, nous avons testé la faisabilité des souris de formation à l’aide du protocole et d’identifier ces adaptations vasculaires utilisant ex vivo évaluation de la fonction vasculaire.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’entraînement est une stratégie importante pour le maintien de la santé et la prévention de nombreuses maladies chroniques. C’est la première ligne de traitement recommandée par les directives internationales pour les patients souffrant de maladies cardiovasculaires, plus précisément, inférieures maladies de l’artère extrémité, où la capacité de marche du patient est considérablement modifiée, affectant leur qualité de vie.

Traditionnellement, les faible exercice continu et entraînement par intervalles ont été utilisés. Récemment, supramaximal formation a également été montrée pour améliorer les performances des athlètes via des adaptations vasculaires, parmi d’autres mécanismes. La combinaison de ce type de formation avec hypoxie pourrait apporter un effet supplémentaire et/ou synergique, qui pourrait être intéressante pour certaines pathologies. Nous décrivons ici comment effectuer des séances de formation supramaximal intensité en hypoxie sur des souris saines à 150 % de leur vitesse maximale, en utilisant un tapis roulant motorisé et une zone hypoxique. Nous montrons aussi comment disséquer la souris afin de récupérer les organes d’intérêt, en particulier l’artère pulmonaire et l’aorte abdominale, l’artère iliaque. Enfin, nous montrons comment effectuer ex vivo évaluation de la fonction vasculaire sur les vaisseaux récupérée, à l’aide d’études de tension isométrique.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

En hypoxie, la diminution fraction inspirée d’oxygène (O2) conduit à une hypoxémie (baisse la pression artérielle en hypoxie) et une altération O2 transport capacité1. L’hypoxie aiguë induit une activité vasoconstrictrice sympathique accrue dirigée vers le muscle squelettique2 et une vasodilatation « compensatoire » opposée.

À intensité sous-maximale en hypoxie, cette vasodilatation « compensatoire », par rapport au même niveau d’exercice dans des conditions normoxiques, est bien établi3. Cette vasodilatation est essentielle pour assurer une circulation sanguine augmentée et le maintien (ou limiter l’altération) de l’apport d’oxygène aux muscles actifs. L’adénosine a été montré pour ne pas avoir un rôle indépendant dans cette réponse, alors que l’oxyde nitrique (NO) semble la principale source endothéliale puisque diminution significative de la vasodilatation augmentée a été rapporté avec l’oxyde nitrique synthase (NOS) inhibition lors hypoxique exercice4. Plusieurs autres substances vasoactives sont probablement jouer un rôle dans la vasodilatation compensatoire lors d’un exercice hypoxique.

Cet exercice hypoxique renforcée hyperémie est proportionnelle à la chute induite par l’hypoxie dans le contenu de2 O artériel et est plus grande que l’exercice intensité augmente, par exemple au cours de l’intense effort progressif en hypoxie.

La composante médiée par le NO de la vasodilatation compensatoire est réglée par des voies différentes, avec une intensité croissante du exercice3: si β-adrénergique récepteurs stimulés par aucun composant apparaît primordiale au cours de l’exercice hypoxique de faible intensité , la source d’aucune contribuant à dilatation compensatoire semble moins dépendante des mécanismes β-adrénergiques qu’augmente l’intensité de l’exercice. D’autres candidats pour ne stimuler aucune libération au cours de l’exercice hypoxique plus haute intensité, tels que l’ATP libéré des érythrocytes et/ou d’origine endothéliale des prostaglandines.

L’exercice Supramaximal en hypoxie (nommée formation sprint répété en hypoxie [RSH] dans la littérature de physiologie de l’exercice) est une récente formation méthode5 fournissant l’amélioration des performances dans les lecteurs de sport d’équipe ou de raquette. Cette méthode diffère de l’intervalle d’entraînement en hypoxie joué ou près de vitesse maximale6 (Vmax) puisque RSH effectué à intensité maximale mène à une perfusion de muscle grande et musculaire spécifique transcriptionnelle et oxygénation7 réponses8. Plusieurs mécanismes ont été proposés pour expliquer l’efficacité de RSH : lors des sprints en hypoxie, la vasodilatation compensatoire et du débit sanguin plus élevé associé bénéficieraient les fibres à contraction rapide de plus que les fibres lentes. Par conséquent, l’efficacité RSH est susceptible d’être fibre-type sélectif et l’intensité de charge. Nous croyons que la meilleure réactivité du système vasculaire est primordiale en RSH.

L’entraînement a été étudiée chez la souris, tant chez les individus sains et pathologiques souris modèles9,10. La façon la plus courante pour former les souris utilise un tapis roulant rongeur et le régime traditionnellement utilisé est la formation de faible intensité, à 40 à 60 % de Vmax (déterminée à l’aide d’un tapis de course incrémentielles test11), pour 30 – 60 min12,13 ,14,15. Entraînement par intervalles à intensité maximale et son impact sur les pathologies ont été largement étudiés dans souris16,,17; ainsi, intervalle de formation en cours d’exécution des protocoles pour les souris ont été développé. Ces protocoles sont généralement consistant d’environ 10 épisodes de fonctionnant à 80 %-100 % de Vmax sur un tapis motorisé rongeurs, pour 1 à 4 min, entrecoupée de repos actif ou passif16,18.

L’intérêt chez les souris exercice supramaximal intensité (c.-à-d. au-dessus de la Vmax) en hypoxie provient des résultats précédents que la compensation vasodilatatrice microvasculaire et l’exécution d’un exercice intermittent sont à la fois plus accrue à supramaximal qu’à intensité maximale ou modérée. Cependant, à notre connaissance, il n’y a aucun rapport précédent d’un protocole de formation supramaximal chez la souris, soit en normoxie, soit en condition d’hypoxie.

Le premier objectif de cette étude était de tester la faisabilité d’entraînement d’intensité supramaximal chez la souris et la détermination d’un protocole acceptable et adéquate (intensité, durée de sprint, récupération, etc.). Le deuxième objectif était d’évaluer les effets du programme d’entraînement différent en normoxie et d’hypoxie sur la fonction vasculaire. Par conséquent, nous testons l’hypothèse que les souris (1) tolèrent bien exercice supramaximal en hypoxie, et (2) que le présent protocole induit une plus grande amélioration dans la fonction vasculaire qu’exercice en normoxie, mais aussi que l’exercice en condition d’hypoxie à des intensités plus faibles.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Comité de protection des animaux de l’état local (Service de la Consommation et des Affaires Vétérinaires [SCAV], Lausanne, Suisse) a approuvé toutes les expériences (autorisation VD3224 ; 01.06.2017) et toutes les expériences ont été réalisées conformément à la lignes directrices et règlements.

1. la stabulation et préparation

  1. Maison 6 à 8 semaines C57BL/6J des souris mâles dans l’animalerie pendant au moins 1 semaine avant le début des expériences afin que les souris de s’habituer à leurs nouvelles conditions de logement. Pour des raisons pratiques, les souris du même groupe expérimental sont habituellement logés ensemble.
  2. Conserver les souris dans un local de température contrôlée (22 ± 1 ° C) avec un cycle lumière/obscurité de 12 h avec accès ad libitum de nourriture et d’eau.

2. détermination de la vitesse maximale et l’évaluation standardisée de l’amélioration de la Performance par tapis roulant Test progressif

Remarque : Les étapes suivantes sont indispensables pour compléter les protocoles de formation.

  1. Utiliser un tapis de course motorisé pour souris où les souris peuvent être sur des voies multiples côte à côte, avec une inclinaison de 0° et monté avec une grille électrique fixé à 0,2 mA à l’arrière de la voie, afin d’encourager les souris à exécuter.
  2. Avant la première épreuve, soumettre les souris à 4 jours d’acclimatation au tapis roulant, conformément au protocole suivant.
    1. Jour 1, ai souris courir pendant 10 min à 4,8 m/min.
    2. Jour 2, ai les souris courir pendant 10 min à 6 m/min.
    3. Jour 3, ai les souris courir pendant 10 min à 7,2 m/min.
    4. Jour 4, ai les souris courir pendant 10 min à 8,4 m/min.
  3. Le jour 5, soumettre les souris à un test progressif jusqu'à épuisement, conformément au protocole suivant.
    1. Laissez les souris chauffer pendant 5 min à 4,8 m/min (à une inclinaison de 0 °).
    2. Augmenter la vitesse de 1,2 m/min toutes les 3 min (p. ex., 5 min de 4,8 m/min, puis 3 min à 6 m/min, 3 min à 7,2 m/min, 3 min à 8,4 m/min, etc.) jusqu'à l’épuisement, qui est atteint lorsque la souris passe soit 3 secondes consécutives sur le réseau électrique ou reçoit 100 chocs (affichés par l’appareil).
    3. Notez la vitesse atteinte (considérée comme le Vmax), durée, distance, nombre de chocs, et le temps total passé sur la grille.
      Remarque : En général, Vmax a été de 28,8 ± 3,7 m/min.
    4. Mid-formation, soumettre à nouveau les souris pour ce test afin de réajuster la vitesse de formation pour la mise à jour Vmax des souris (par exemple, si le protocole de formation dure 8 semaines, puis effectuez un test progressif de Mid-formation de 4 semaines. Dans ce cas, remplacer une des formations prévues par le test) et faire encore une fois à la fin de l’étude afin d’évaluer les améliorations de performances.
    5. Mettre en place une période de repos de 48 h avant et après cet essai.
      Remarque : Tous les essais supplémentaires ont été effectués dans la matinée.

3. hypoxique environnement

  1. Pour les sessions de formation en hypoxie, placez le tapis de course dans la zone hypoxique (Figure 1) relié à un mélangeur de gaz. Utilisez un oxymètre calibré pour contrôler régulièrement la fraction ambiante d’oxygène (FiO2 [c'est-à-dire, le niveau de l’hypoxie]) dans la boîte.
  2. Définissez la table de mixage gaz sur 100 % de l’azote (N2) et utiliser l’oxymètre pour vérifier le niveau de l’hypoxie. Une fois Fj’aiO2 = 0,13, attribuez au paramètre du mélangeur gaz à 100 % N2 13 % O2.
  3. Afin d’éviter une exposition passive prolongée à l’hypoxie, placez les souris dans une cage plus petite temporaire avec litière et d’enrichissement et rapidement placer dans la boîte une fois Fj’aiO2 = 0,13 a été atteint. Vérifiez que l’environnement est encore à 13 % O2 après avoir mis la cage Si ce n’est pas le cas, il réajuster.
  4. Vérifier régulièrement le niveau d’O2 au cours d’une session de formation pour s’assurer qu’il reste à FiO2 = 0,13 ± 0,002.

4. Normoxique environnement

  1. Pour les sessions de formation en normoxie, garder le tapis roulant dans la zone hypoxique, mais enlever les gants pour qu’il y a l’air ambiant (FiO2 = 0,21). Le but est de recréer le même environnement de formation que les souris en hypoxie.

5. Supramaximal intensité de l’entraînement

  1. Placez les souris sur les voies individuelles dans le tapis de course (à une inclinaison de 0°) et lui présenter le protocole suivant.
    1. Ont les souris chauffer pendant 5 min à 4,8 m/min, suivie de 5 min à 9 m/min.
    2. Régler la vitesse de gagner les sprints à 150 % de la préalablement déterminée Vmax.
      Remarque : En règle générale, la vitesse de sprint était de 42,1 ± 5,5 m/min.
    3. Former les souris pour quatre séries de sprints s 5 x 10 avec 20 s de repos entre chaque sprint. Le reste d’interset est à 5 min (Figure 2).
      Remarque : Ajout d’une période de temps de recharge si la charge de travail totale de la session de formation doit correspondre à celui d’un autre groupe de formation.
  2. Effectuer cette formation 3 fois par semaine, avec préférence 48 h entre les sessions de formation.
  3. Utiliser des cotons-tiges comme une méthode complémentaire à des décharges électriques afin d’encourager les souris pour exécuter. Placer un tampon de coton dans une fente en haut de la voie, entre la souris et le réseau électrique et pousser doucement la souris lorsqu’il atteint l’arrière du tapis roulant. Cela évitera la livraison des décharges électriques et stimuler les souris pour exécuter d’une manière plus douce.

6. formation de faible intensité

  1. Placez les souris sur les voies individuelles dans le tapis de course (à une inclinaison de 0°) et lui présenter le protocole suivant.
    1. Ont les souris chauffer pendant 5 min à 4,8 m/min, suivie de 5 min à 7,2 m/min.
    2. Régler la vitesse de la session en cours d’exécution continue à 40 % de la préalablement déterminée Vmax.
      Remarque : En règle générale, la vitesse de fonctionnement continue a 9,9 m/min.
    3. Former les souris pendant 40 min.
    4. Effectuer cette formation 3 fois par semaine avec préférence 48 h entre les sessions de formation.
    5. Utiliser des cotons-tiges comme une méthode complémentaire à des décharges électriques afin d’encourager les souris pour exécuter.

7. souris l’euthanasie et l’Extraction de l’orgue

  1. À la fin du protocole de la formation et au moins 24 h après le dernier test progressif, anesthésier la souris dans une chambre à induction l’isoflurane (4 – 5 % O2 pour induire l’anesthésie et 1 % à 2 % à 100 % O2 pour maintenir l’anesthésie). Confirmer le bonne anesthetization en utilisant le réflexe de rétraction de patte (pincer fermement les pattes de l’animal ; anesthésie est considéré comme correct lorsque l’animal ne réagit pas aux stimuli).
  2. À l’aide d’une aiguille 25 G, effectuer une ponction cardiaque percutanée, afin de recueillir le volume maximal de sang que celui décrit précédemment19.
  3. Effectuer une dislocation cervicale et enlever la peau de la souris en coupe à travers la première couche de peau sur l’abdomen avec des ciseaux de la pointe ronde et en tirant sur les deux côtés de l’incision (vers la tête et la queue).
  4. Coupez à travers le péritoine sous la cage thoracique du côté gauche de la souris avec des ciseaux de mince-point-tip pour atteindre la rate et l’extraire si nécessaire.
    Remarque : Disséquer les muscles si nécessaire.
  5. Disséquer à l’artère pulmonaire.
    1. À l’aide de petits ciseaux et forceps, enlever la cage thoracique et dégagez la zone de cœur-poumon artificiel.
    2. Avec des pincettes « fermeture automatique », pincement au coeur aussi près que possible de l’apex et tirez doucement pour étirer la base de l’aorte et l’artère pulmonaire.
    3. À l’aide de la main droite, insert pincette courbée sous l’artère pulmonaire et l’aorte et puis déplacer la pince à épiler en arrière un peu pour tenir uniquement l’artère pulmonaire (Figure 3).
    4. Utiliser la main gauche pour insérer une autre paire de pincettes pour remplacer celui qui s’est tenue avec la main droite.
    5. À l’aide de forte microciseaux droite dans la main droite, disséquer l’artère pulmonaire comme près du coeur que possible d’un côté et aussi loin que possible de l’autre côté.
      Remarque : Il n’importe pas quelle main tient quel instrument, même si nous avons trouvé plus facile à couper avec la main droite que la gauche.
    6. Mettre dans un tube de 2 mL avec tampon phosphate salin (PBS) tampon de froid et de garder sur la glace.
  6. Effectuer une perfusion de tout le corps.
    1. Dans la partie supérieure du membre inférieur droit de la souris, utiliser des pinces pour effacer l’artère iliaque droite externe-interne jusqu'à l’artère fémorale droite (sous le ligament inguinal). À l’aide de forte microciseaux droite, faites une coupe pleine dans l’artère fémorale.
    2. Insérer une seringue de 5 mL 25 G bac à froid dans le ventricule gauche du cœur et injecter doucement le PBS froid pour enlever le sang restant des vaisseaux.
      Remarque : En raison de l’extraction de l’artère pulmonaire, il est possible que les PBS ne circule pas tout le chemin à l’incision.
  7. À l’aide de pinces à épiler, retirer les tissus mous entourant l’aorte de ligaments gauche et droite inguinales au cœur aussi complètement que possible.
    Remarque : Le coeur peut être extrait pour une analyse plus approfondie si nécessaire.
  8. À l’aide de pinces et microciseaux, disséquer le cœur jusqu’au point le plus bas de l’artère iliaque externe (dans les membres inférieurs gauche et droit) et placer la partie entièrement disséquer dans un plat de 10 cm de diamètre avec du PBS froid.
  9. À l’aide de pinces à épiler ou microciseaux, finition nettoyage le gras restant autour de l’aorte et des artères en tirant doucement ou en coupant loin les vaisseaux.
  10. À l’aide de microciseaux, couper l’artère iliaque gauche à la bifurcation de l’artère iliaque gauche-droite et le ranger pour une analyse ultérieure.
  11. Avec microciseaux, coupez l’aorte abdominale sous l’artère rénale gauche et placer le récipient extrait dans le tampon PBS froid sur la glace (Figure 4).
  12. Garder le navire nettoyé restant, de la crosse aortique à droite au-dessus de l’artère rénale gauche, dans le stockage pour une analyse plus approfondie.

figure-protocol-1
Figure 4 : Photo des navires disséqués. Navire extraite de la partie supérieure de l’aorte abdominale (en dessous de l’artère rénale gauche) jusqu'à la fin de l’artère iliaque droite, prêt à être placé dans le tampon PBS froid sur la glace. (1) abdominale aorte. Artère iliaque commune (2) à droite. Artère iliaque (3) externe. Artère iliaque (4) interne. (5) l’artère fémorale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

8. évaluation de la fonction vasculaire de Vivo ex

Remarque : Un lavage correspond à la vidange et le remplissage des chambres avec Krebs.

  1. Selon un protocole décrit précédemment20, couper l’isolé l’artère pulmonaire, aorte abdominale et segments de l’artère iliaque droite en anneaux vasculaires de 1,0 à 2,0 mm de long et monter chaque anneau sur étriers deux 0,1 mm de diamètre transmises la lumière.
  2. Suspendre les anneaux de navire en orgue vertical salles remplies de 10 mL d’une solution de bicarbonate mis à jour le Krebs-Ringer (118,3 mM NaCl, KCl 4,7 mM, 2,5 mM CaCl2, 1,2 mM MgSO4, 1,2 mM KH2PO4, 25,0 mM NaHCO3et 11,1 mM glucose) maintenue à 37 ° C et aérée avec 95 % de O2-5 % CO2 (pH 7,4). Un étrier est ancrée au fond de la chambre de l’orgue et l’autre est connecté à une jauge de contrainte pour la mesure de la force isométrique en grammes.
  3. Amener les vaisseaux à leur tension au repos optimale : étirer les anneaux à 0,5 g pour l’artère pulmonaire, 1,5 g de l’artère iliaque et 2 g pour l’aorte abdominale et les laver après une période de 20 min de l’équilibration. Répétez que les étapes de l’étirement-équilibration-lavage 1 x.
  4. Pour tester la viabilité des vaisseaux, les contrats les anneaux avec 235 µL de KCl (10-1 M) pendant 10 min, lavez-les pendant 10 min et encore une fois un contrat avec 235 µL de KCl (10-1 M) pendant environ 20 min, jusqu'à atteindre un plateau.
  5. Laver les vaisseaux à nouveau pendant 10 min et ajouter 58,4 µL d’indométhacine (10-5 M) (un inhibiteur de l’activité de la cyclo-oxygénase) pendant au moins 20 minutes afin d’éviter toute interférence des prostanoïdes endogène.
  6. Ajouter des doses cumulatives de la phényléphrine (Phe) de 10-9 (10 µL) à 10-4 M (ou 10-9 10-5 M pour l’artère pulmonaire ; 5 à 9 µL pour toutes les concentrations supérieures à 10-9 M) de contracter les vaisseaux.
  7. Après la dernière dose de Phe, attendre environ 1 h jusqu'à ce que les navires atteignent un état de contraction relativement stable (plateau).
  8. Ajouter des doses cumulées de l’acétylcholine, un vasodilatateur endothélium-dépendante (ACh), de 10-9 à 10-4 M (58,4 µL à 10-9 M et alternativement 12,6 µL et 40 µL pour toutes les concentrations supérieures à 10-9 M), d’induire nitrique l’oxyde (NO)-médiée par la relaxation.
  9. À la fin de la courbe de relaxation, laver les vaisseaux pendant 10 min et ajouter 58,4 µL d’indométhacine (10-5 M), ainsi que 184 µL de NG-nitro-L-arginine (NLA, 10-4 M), qui est un inhibiteur de la NOS, pendant au moins 20 min.
  10. Contracter les vaisseaux avec une dose unique de 10 µL de Phe (10-5 et 10-4 M pour l’artère pulmonaire et 10-4 M pour l’aorte abdominale et de l’artère iliaque) pendant 1 h, pour induire une contraction relativement stable.
  11. Ajouter une dose unique de 40 µL de l’ACh (10-4 M) jusqu'à atteindre un plateau.
  12. Laver les vaisseaux à nouveau pendant 10 min, avant d’ajouter 58,4 µL d’indométhacine (10-5 M) et 184 µL de NLA (10-4 M) pendant 20 min.
  13. Contracter les vaisseaux avec 10 µL de Phe (10-5 et 10-4 M) pendant 1 h.
  14. Ajouter des doses cumulatives (10-9 [µL 58,4] à 10-4 M [40 µL pour toutes les concentrations supérieures à 10-9 M]) de la diéthylamine de donneurs de NO (DEA) / non, in afin d’évaluer la relaxation induite par la non indépendante de l’endothélium.
  15. À la fin de l’expérience, stocker les vaisseaux dans l’azote liquide pour des analyses futures si nécessaire.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

À notre connaissance, la présente étude est le premier à décrire un programme d’entraînement d’intensité supramaximal en normoxie et en hypoxie chez les souris. Dans ce protocole, souris a couru quatre séries de sprints de cinq 10 s avec un recouvrement de 20 s entre chaque sprint. Les jeux ont été entrecoupées de périodes de récupération de 5 min. Il ignorait si les souris seraient capable de supporter un tel protocole et complétez-le correctement. Toutefois, conformément à

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le premier objectif de cette étude était d’évaluer la faisabilité d’entraînement de haute intensité hypoxique chez la souris et pour déterminer les caractéristiques adéquates du protocole qui devrait être bien toléré par la souris. Dessein, puisqu’il n’y a aucune donnée à l’aide de la formation d’intensité supramaximal (c'est-à-dire plus que Vmax) chez la souris, nous avons eu à effectuer des essais issus des précédents protocoles élaborés avec les athlètes, qui se composait de quatre à cinq séries de cinq spr...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs aimeraient remercier Danilo Gubian et Stephane Altaus de l’atelier mécanique de l’hôpital de l’Université de Lausanne (CHUV) pour aider à créer la configuration hypoxique. Les auteurs tiens également à remercier Diane Macabrey et Melanie Sipion pour leur aide avec les animaux de la formation.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Coton-tigeQ-tip
Mélangeur de gaz Sonimix 7100LSI Swissgas, Genève, SuisseDébit de gaz : 10 L/min et 1 L/min pour O2 et CO2, respectivement
Hypoxic Box  ;Fait maisonFabriqué en plexiglas
Tapis roulant motorisé pour rongeurs Panlab LE-8710Bioseb, France
Oxymètre Greisinger GOX 100GREISINGER electronic Gmbh, Regenstauf, Allemagne
Sedacom softwareBioseb, France
Jauge de contraintePowerLab/8SP ; ADInstruments

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Calbet, J. A., et al. Determinants of maximal oxygen uptake in severe acute hypoxia. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 284 (2), 291-303 (2003).
  2. Hanada, A., Sander, M., González-Alonso, J. Human skeletal muscle sympathetic nerve activity, heart rate and limb haemodynamics with reduced blood oxygenation and exercise. The Journal of Physiology. 551, Pt 2 635-647 (2003).
  3. Casey, D. P., Joyner, M. J. Compensatory vasodilatation during hypoxic exercise: mechanisms responsible for matching oxygen supply to demand. The Journal of Physiology. 590 (24), 6321-6326 (2012).
  4. Casey, D. P., et al. Nitric oxide contributes to the augmented vasodilatation during hypoxic exercise. The Journal of Physiology. 588, Pt 2 373-385 (2010).
  5. Girard, O., Brocherie, F., Millet, G. P. Effects of Altitude/Hypoxia on Single- and Multiple-Sprint Performance: A Comprehensive Review. Sports Medicine. 47 (10), 1931-1949 (2017).
  6. Faiss, R., Girard, O., Millet, G. P. Advancing hypoxic training in team sports: from intermittent hypoxic training to repeated sprint training in hypoxia. British Journal of Sports Medicine. 47, Suppl 1 45-50 (2013).
  7. Brocherie, F., Girard, O., Faiss, R., Millet, G. P. Effects of Repeated-Sprint Training in Hypoxia on Sea-Level Performance: A Meta-Analysis. Sports Medicine.(Auckland, N.Z). 47 (8), 1651-1660 (2017).
  8. Brocherie, F., et al. Repeated maximal-intensity hypoxic exercise superimposed to hypoxic residence boosts skeletal muscle transcriptional responses in elite team-sport athletes. Acta Physiologica. 222 (1), 12851(2018).
  9. Pellegrin, M., et al. New insights into the vascular mechanisms underlying the beneficial effect of swimming training on the endothelial vasodilator function in apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 190 (1), 35-42 (2007).
  10. Picard, M., et al. Acute exercise remodels mitochondrial membrane interactions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 115 (10), 1562-1571 (2013).
  11. Ayachi, M., Niel, R., Momken, I., Billat, V. L., Mille-Hamard, L. Validation of a Ramp Running Protocol for Determination of the True VO2max in Mice. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  12. Pellegrin, M., et al. Running Exercise and Angiotensin II Type I Receptor Blocker Telmisartan Are Equally Effective in Preventing Angiotensin II-Mediated Vulnerable Atherosclerotic Lesions. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 22 (2), (2016).
  13. Semin, I., Acikgöz, O., Gönenc, S. Antioxidant enzyme levels in intestinal and renal tissues after a 60-minute exercise in untrained mice. Acta Physiologica Hungarica. 88 (1), 55-62 (2001).
  14. Cho, J., et al. Treadmill Running Reverses Cognitive Declines due to Alzheimer Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (9), 1814-1824 (2015).
  15. Schill, K. E., et al. Muscle damage, metabolism, and oxidative stress in mdx mice: Impact of aerobic running. Muscle & Nerve. 54 (1), 110-117 (2016).
  16. Cho, J., Kim, S., Lee, S., Kang, H. Effect of Training Intensity on Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (8), 1624-1634 (2015).
  17. Sabatier, M. J., Redmon, N., Schwartz, G., English, A. W. Treadmill training promotes axon regeneration in injured peripheral nerves. Experimental Neurology. 211 (2), 489-493 (2008).
  18. Rolim, N., et al. Aerobic interval training reduces inducible ventricular arrhythmias in diabetic mice after myocardial infarction. Basic Research in Cardiology. 110 (4), 44(2015).
  19. Lab Animal Research. Blood Withdrawal I. JoVE Science Education Database. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10246/blood-withdrawal-i (2018).
  20. Peyter, A. -C., et al. Muscarinic receptor M1 and phosphodiesterase 1 are key determinants in pulmonary vascular dysfunction following perinatal hypoxia in mice. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), 201-213 (2008).
  21. Faiss, R., et al. Significant Molecular and Systemic Adaptations after Repeated Sprint Training in Hypoxia. PLOS ONE. 8 (2), (2013).
  22. Faiss, R., et al. Repeated Double-Poling Sprint Training in Hypoxia by Competitive Cross-country Skiers. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (4), 809-817 (2015).
  23. Billat, V. L., Mouisel, E., Roblot, N., Melki, J. Inter- and intrastrain variation in mouse critical running speed. Journal of Applied Physiology. 98 (4), 1258-1263 (2005).
  24. Ferguson, S. K., et al. Effects of living at moderate altitude on pulmonary vascular function and exercise capacity in mice with sickle cell anemia. The Journal of Physiology. , (2018).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debate, K. A., Kleeberger, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Medicine & Science in Sports & Exercise. 33 (12), (2001).
  26. Wojewoda, M., et al. Running Performance at High Running Velocities Is Impaired but V'O2max and Peripheral Endothelial Function Are Preserved in IL-6-/- Mice. PLOS ONE. 9 (2), (2014).
  27. Muller, C. R., Américo, A. L. V., Fiorino, P., Evangelista, F. S. Aerobic exercise training prevents kidney lipid deposition in mice fed a cafeteria diet. Life Sciences. 211, 140-146 (2018).
  28. Petrosino, J. M., et al. Graded Maximal Exercise Testing to Assess Mouse Cardio-Metabolic Phenotypes. PLOS ONE. 11 (2), 0148010(2016).
  29. Poole, D. C., Jones, A. M. Oxygen Uptake Kinetics. Comprehensive Physiology. , (2012).
  30. Copp, S. W., Hirai, D. M., Musch, T. I., Poole, D. C. Critical speed in the rat: implications for hindlimb muscle blood flow distribution and fibre recruitment. The Journal of Physiology. 588, Pt 24 5077-5087 (2010).
  31. Kregel, K., et al. Resource Book for the Design of Animal Exercise Protocols. , American Physiological Society. (2006).
  32. Lamy, S., et al. Air puffs as refinement of electric shocks for stimulation during treadmill exercise test. The FASEB Journal. 30, 1 Supplement 1014(2016).
  33. Koenen, K., et al. Sprint Interval Training Induces A Sexual Dimorphism but does not Improve Peak Bone Mass in Young and Healthy Mice. Scientific Reports. 7, (2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Exercice supramaximalentra nement hypoxiquetapis roulant pour souristension isom triquedissection art rielleart re pulmonaireaorte abdominaleart re iliaqueadaptation de l endoth lium

Articles connexes