Article de méthode

Spontanés et évoqués de mesure de la douleur dans les modèles murins de la douleur de l’articulation du genou

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DOI :

10.3791/59024

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22 février 2019

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1Department of Medicine, University of Minnesota, 2Research Department, VA Health Care Center

Dans cet article

Résumé

Nous avons développé une mesure évoquée de la douleur arthritique et elle couplée avec une méthode normalisée de mesure de la douleur spontanée dans différents modèles murins d’arthrite induite chimiquement. Ces mesures sont sensible et reproductible pour différents types de douleurs articulaires.

Résumé

La douleur est la principale cause d’invalidité de l’arthrite. Il y a actuellement un besoin non comblé pour les traitements adéquats pour la douleur arthritique. Les modèles précliniques sont nécessaires et utiles pour étudier les mécanismes de la douleur et à l’évaluation de l’efficacité des traitements de l’arthrite. Il est difficile de mesurer la douleur chez des modèles animaux de l’arthrite. Nous avons développé des méthodes pour mesurer la douleur spontanée et évoquée dans trois modèles d’arthrite murine. Nous quantifier les réponses évoquées douleur des souris soumises à une palpation ferme d’un genou douloureux. Nous évaluons également la douleur spontanée par la proportion de poids et la quantité de temps placés sur chacun des 4 membres après l’induction de la douleur de l’arthrite à un genou. Douleurs articulaires dans ces modèles de souris produit une augmentation significative de la douleur évoquée réponses et une altération du roulement de poids. Puisque les souris sont quadrupèdes, ils déchargent le membre douloureux au membre controlatéral, les membres antérieurs, ou une combinaison. Ces méthodes sont simples, requièrent un équipement minimal et sont reproductibles et sensible pour la détection de la douleur. Ils sont utiles pour étudier les modificateurs des traitements de l’arthrite et les analgésiques chez les souris.

Introduction

La douleur est la principale cause d’invalidité de l’arthrite1,2. Actuellement disponibles analgésiques sont souvent inefficaces, toxiques et potentiellement contribuent au problème de stupéfiants à l’échelle nationale3. La chirurgie n’est pas toujours une option pour arthrite terminale, en particulier les personnes âgées, qui peuvent avoir de multiples comorbidités. Viscosupplémentation et stéroïdes intra-articulaires peuvent être efficaces pour précoce de la maladie mais en général perdent de leur efficacité en fin de maladie de stade4. Il y a un grand besoin non comblé d’efficaces analgésiques pour la douleur de l’arthrite qui ne peuvent être traités avec des traitements actuellement disponibles.

Les modèles précliniques sont utiles pour comprendre le mécanisme d’action des thérapies de la douleur et pour prédire la toxicité limitante, mais la mesure de la douleur chez les animaux est difficile5. Mesures de la douleur peuvent être directe et spontanée (statique ou dynamique en roulement de poids, le pied posture, analyse de la démarche, mouvement spontané et sensibilité mécanique ou thermique) ou indirects/évoquée (test de retrait des membres postérieurs, force de compression du genou ou imagerie cérébrale) 6. pour les formes légères de monoarthritis, analyse de la démarche est insensible et manque de cohérence7. Roulement de poids statique est utile pour mesurer la douleur dans les membres postérieurs de rat, mais peut être difficile chez les souris. Des mesures de sensibilité mécanique comme le critère de von Frey indirectement détecter une sensibilisation de la garniture de pied dans le cadre d’arthrite au genou, mais ne mesurent pas directement une douleur au genou et sont difficiles à effectuer. Force de compression du genou telle que mesurée avec le dispositif de p.a.M. (mesure de la pression demande) peut être utilisé chez les rats, mais le dispositif important est difficile à utiliser chez les souris sans produire des comportements négatifs qui ne reflètent pas nécessairement la douleur8.

Nous avons développé des méthodes pour mesurer la douleur spontanée et évoquée en trois modèles différents d’arthrite murin qui sont sensible et reproductible pour mesurer la sévérité de la douleur et les effets analgésiques des thérapies intra-articulaire9, 10. nous pouvons également établir une corrélation entre soulagement de la douleur avec d’autres marqueurs histologiques de la douleur et l’écran des médicaments expérimentaux qui ne serait pas possibles chez les humains. Nous pouvons évaluer la synergie des analgésiques modestement efficaces pour identifier les thérapies de combinaison plus efficaces. En utilisant des méthodes éprouvées pour douleur fois évoquée et spontanée, nous éviter l’écueil de l’omission d’identifier une douleur qui se reflète dans un type de comportement de la douleur mais pas l’autre et plus étroitement miroir douleur mesure l’homme11. En limitant l’évaluation de la douleur aux deux méthodes, nous réduire le stress sur les animaux, qui peut affecter le comportement de la douleur et maximiser la productivité du laboratoire.

Protocole

Tous les protocoles et procédures animaux ont été approuvés par le Comité d’urbanisme et de Minneapolis vétérans affaires Health Care System (VAHCS) animalier institutionnel et conforme au « Guide for the Care and use of Laboratory Animals » (National Academic Press, USA) 12.

1. choix des animaux

Remarque : Souris C57Bl6 sont utilisés pour tous les trois modèles de l’arthrite.

  1. Utilisez la souris mâles ou femelles, mais notez que la réponse à la douleur de l’arthrite peut varier selon le genre et la pathogenèse du modèle testé.
  2. Sélectionnez souris qui ont atteint la maturité sexuelle, ne sont plus à croissance rapide et ne sont pas assez vieux pour avoir développé arthrite spontanée qui pourrait confondre des mesures de la douleur.
    NOTE : Douze semaines est l’âge idéal pour la mesure de la douleur dans les modèles décrits, mais cela dépend de la conception de l’étude. Âge au début de l’arthrite dépend de la durée de que ce modèle tient à développer. Arthrite inflammatoire aiguë (modèle de carraghénane) nécessite de 3 h à développer, donc les animaux sont de 12 semaines d’âge au moment de l’induction. Arthrite inflammatoire chronique (modèle CFA) nécessite 3 semaines à développer, animaux est donc 9 semaines au moment de l’induction. L’arthrite dégénérative chronique (modèle de collagénase) nécessite 4 semaines afin de développer, animaux est donc 8 semaines au moment de l’induction. Un modèle plus chronique d’arthrose peut être utilisé en induisant l’arthrite à l’âge de 6 semaines. Cela permet à 6 semaines de développement de lésions articulaires. Toutefois, l’arthrite dégénérative chronique chez les souris ne produit pas d’importante douleur évoquée.
  3. Obtenir des animaux provenant d’une source de l’éleveur commercial national.
  4. Abriter les animaux dans les groupes de jusqu'à 8 animaux dans des cages en polycarbonate standard avec ad libitum rongeur alimentation et eau.
  5. Maintenir des conditions environnementales à 72 ° C ± 1 ° C et 33 % ± 1 % d’humidité avec des cycles de lumière/obscurité de 12 h.

2. intra-articulaire injections dans le genou

  1. Créer une 30 G 2,5 mm stérile en couvrant la longueur d’une aiguille de 0,5 pouces doté d’une gaine en polyéthylène étiré avec un intérieur diamètre de 0. 38 mm et un diamètre extérieur de 1,09 mm, laissant seulement 2,5 mm de l’aiguille en saillie. Cela empêche l’insertion de l’aiguille trop profondément et quitter l’articulation postérieure.
  2. Choisir un seul genou à injecter, rasage à l’aide de n’importe quel disponibles dans le commerce électrique tondeuse nez/oreilles et stériliser avec gommage providone-iode.
  3. Anesthésier la souris à l’isoflurane de 3 % à 100 % O2 à 1 L/min pour 3 min ± 1 min. maintenir une anesthésie à l’aide d’une ogive au cours de la procédure. Confirmer la profondeur de l’anesthésie par pincement de l’orteil. Prenez soin de surveiller l’état respiratoire et de minimiser l’exposition de l’anesthésie afin de maintenir une respiration adéquate.
  4. Entrez l’articulation à la ligne médiane par le tendon rotulien juste inférieure au bord inférieur de la rotule à l’aide de l’aiguille stérile de la gaine une fois que la souris est complètement anesthésiée. Cette approche de la ligne médiane antérieure maximise la précision pour pénétrer dans l’articulation et l’injection de la substance d’intérêt.
  5. Utiliser la même approche pour injecter les substances inductrices de l’arthrite et des substances analgésiques. Contrôles sont produites par l’insertion de l’aiguille comme ci-dessus mais sans injection de toute substance.

3. production de l’arthrite

  1. Anesthésier l’animal comme à l’étape 2.3 ci-dessus.
  2. Peser les montants appropriés (voir ci-dessous) de carraghénane, Adjuvant de Freund complet et la collagénase de Type IV et diluer jusqu'à la concentration appropriée avec un soluté physiologique dans une hotte à flux laminaire pour la sécurité et de la stérilité.
  3. Injecter 10 µl de carraghénane 2,5 % dilué dans une solution saline stérile de 0,9 % dans le genou comme ci-dessus en utilisant une seringue de Hamilton pour produire l’arthrite inflammatoire aiguë. Arthrite des pointes 3 h après l’injection.
  4. Injecter, 30 µL (30 µg) de Freund complet Adjuvant (CFA) dans le genou pour produire une arthrite inflammatoire chronique. Il y a une première phase inflammatoire aiguë qui culmine à 1 semaine, puis une phase chronique qui culmine à 3 semaines après l’injection.
  5. Injecter 10 µL contenant 10 IU collagénase de Type IV pour produire l’arthrite dégénérative chronique. Douleurs arthritiques culmine à 4 semaines après l’injection.

4. mesure de la douleur articulaire évoquée

  1. Vérifiez toujours le genou normal comparateur tout d’abord pour minimiser la réponse de douleur reglable (windup) du genou douloureux13.
  2. Former l’examinateur à appliquer une pression constante et ferme de 700 gf/cm2 = 10 lb/po2 à l’aide d’un niveau de Palpometer 4 ; l’appareil émet 4 bips lorsque ce niveau de pression est appliqué. Cette quantité de pression sera constamment susciter une plus forte réponse de la douleur d’un trouble arthritique commun que d’une articulation normale.
    Remarque : L’appareil est étalonné en usine pour obtenir 4 bips lorsque le niveau de pression est appliqué. Utiliser le dispositif de formation uniquement ; ne pas utiliser sur les animaux, mais lorsqu’on examine les animaux, appliquer la quantité de pression apprise par le biais de la formation.
  3. Immobiliser la souris assez serré pour empêcher tout déplacement occasionnel en tenant la peau du cou avec l’index et le pouce et à l’aide de la 4ème et 5ème doigts pour retenir la queue. La souris doit être en mesure de faire des mouvements discrets, brefs avec effort et quand ils sont stimulés, mais ne devrait pas être capable de se déplacer librement ou de façon continue.
  4. Administrer les palpations répétées à (Palpometer, niveau 4) fermes simultanément aux parois latérales et médiales de chaque genou à approximativement la ligne commune entre le pouce et l’index de la main libre une fois par seconde pendant une minute tout en retenant la souris. Ne pas utiliser le Palpometer pour l’examen de la souris ; Il est utilisé uniquement pour la formation.
  5. Avoir un deuxième observateur à compter le nombre de fois où l’animal vocalise et se bat pour échapper à la retenue au cours de cette période de temps d’une minute. La somme des combats et les vocalisations est le Score de douleur évoquée.
  6. Toujours nous le même examinateur tout au long de l’étude et confirmer l’examinateur et l’observation sont aveuglés quant à l’état expérimental.

5. mesure de la douleur articulaire spontanée.

Remarque : Le dispositif Advanced Dynamic poids portant (ADWB) calcule le pourcentage du temps total de que l’animal passe sur chaque branche et le pourcentage du poids total à la charge sur chaque branche.

  1. Remplir un gobelet en plastique avec 2 L d’eau. Placez le coussin en mousse et fibres à densité moyenne qui sont inclus avec le matériel ainsi que le bécher rempli sur une échelle de laboratoire et enregistrer le poids combiné.
  2. Ouvrez le programme ADWB et sélectionnez le type de capteur de souris .
  3. Calibrer le système avant chaque expérience :
    1. Sélectionnez étalonnage complet sous les menus d’étalonnage . Entrez 0.00 la valeur de la Tare et le poids de la garniture de mousse, fibres à densité moyenne, bécher en plastique et d’eau sous le poids de calibrage, puis sélectionnez suivant.
    2. Sélectionnez Tare avant de mettre quoi que ce soit sur le capteur. Avant de sélectionner aperçu de Gain, couvrir le détecteur de mouvements avec le tampon en mousse fourni, panneaux de fibres de moyenne densité et bécher en plastique rempli de 2 litres d’eau, dans cet ordre. Sélectionnez aperçu de Gain une fois la masse de calibrage sur le capteur.
    3. Ajuster le poids de calibrage pour elle est répartie entre les différents capteurs et lorsque la valeur de l' indicateur d’étalonnage est supérieure à 95, sélectionnez la définition de Gain. Ce processus produit une moyenne normalisée pour les différents capteurs et confirme l’intégrité des capteurs individuels. Enfin, sélectionnez suivant.
    4. Enregistrez le fichier de calibration dans le dossier de l’étalonnage.
  4. Sélectionnez nouveau et contraire, entrez le nom du projet et le nom de l’Animal pour la première souris à tester.
  5. Sélectionnez parcourir et ouvrez le fichier de calibration qui a été créé pour le projet. Sélectionnez suivant, assurez-vous d’activer la capture vidéo est sélectionné, puis sélectionnez OK.
  6. Peser l’animal, sélectionnez captureret enregistrer le poids dans le logiciel. Sélectionnez OK.
  7. Acclimate pas souris à la chambre avant la collecte des données, car cet appareil mesure le comportement spontané.
  8. Placez la souris dans la chambre pour une période de 5 min d’essais. Lorsque l’animal est dans la chambre, sélectionnez lancer. Le logiciel va enregistrer l’activité de l’animal pendant ce temps, capturer une vidéo et synchroniser avec les données du capteur et partitionner automatiquement cette vidéo en segments analysables et non analysables.
    Remarque : Le logiciel estime segments analysables lorsqu’au moins une zone stable est détectée. Une zone stable est créée lorsque les capteurs détectent ≥2 g sur un capteur avec un minimum d’un capteur adjacent détection ≥ 1 g et lorsque la répartition du poids d’une zone est stable depuis plus de 0,38 s.
  9. Avant la première analyse d’une série, sélectionnez notation simple et Qu'indépendante pattes de réglage.
    Remarque : Notation simple permet de validation d’itération des segments où la zone stable ne change pas basé sur la validation de la première zone stable de ce segment. Pattes indépendants définissant fournit l’observateur avec accès aux raccourcis clavier qui permettent l’identification individuelle de chaque patte. Les zones d’ayants droit observateur qui répondent aux critères minimes comme postérieur droite, laissé derrière, à droite avant, avant, gauche les deux pattes de devant, l’autre partie du corps ou sur ignorent la zone en utilisant les raccourcis clavier, maintenez le curseur sur le tronçon par la carte vidéo et à l’échelle d’activé capteurs.
  10. Sélectionnez >> pour déplacer vers le premier segment analysable. Si une zone stable ne pas avoir la patte correctement identifiée puis maintenez le curseur sur cette zone et appuyez sur le raccourci (droit postérieur, spostérieur gauche, un; droit fore, wgauche avant q; les deux pattes de devant, e; autre article du corps, z, ignorez la zone, x) qui correspond à la partie du corps correcte.
    Remarque : Un minimum de 1,5 min de temps analysables est nécessaire pour atteindre les seuils d’analyse. Segments analysés sont ajoutés et inscrivit automatiquement en sortie par paw(s) par le logiciel.
  11. Le logiciel ADWB calcule alors automatiquement le pourcentage de temps analysé et le pourcentage de poids (g) placé sur chacune des options quatre limb. Exporter ces valeurs dans une feuille de calcul en sélectionnant les résultats à l’exportation, en sélectionnant Oui la question invite à se demander si seulement les cinq premières lignes sommaires devraient être exportées, l’emplacement de la sortie.
  12. Euthanasier les animaux par inhalation de CO2 suivie par thoracotomie à la fin de la période d’étude.
  13. Pour chaque animal supplémentaire dans le même groupe, sélectionnez nouveau et entrez un nom d’animal unique, mais ne modifiez pas le nom du projet. Sélectionnez suivant, assurez-vous d’activer la capture vidéo est sélectionné, puis sélectionnez OK. Suivez les étapes 5.5 à 5.12 en ce qui concerne le premier animal.

Résultats

Aiguës et chroniques douleurs articulaires inflammatoires et chroniques dégénératives a été produit par injection de IA dans le genou gauche de souris mâles et femelles de C57BL/6J avant l’évaluation de la douleur en utilisant le protocole décrit ci-dessus. Douleurs articulaires a été mesurée comme douleur évoquée scores (EPS) et des comportements de douleur spontanée mesurée avec un dispositif de roulement (ADWB) poids dynamique avancée. Aux fins du présent rapport, des comparaisons ont été faites en utilisant le test t de Student. Pour expériences où sont comparés les doses analgésiques, analyse de la variance peut être une comparaison statistique plus appropriée.

EPS (la somme de combats a récolté plus de vocalisations) a augmenté avec les trois types de douleurs articulaires (Figure 1). Mesures ADWB de pourcentage poids portant sur le membre postérieur gauche par rapport aux souris naïves ont été réduits à des douleurs articulaires inflammatoires aiguës et chroniques. Les femelles, mais pas les hommes avec chronique dégénératives commune douleur (COL) ont montré des réductions similaires mesures ADWB (Figure 2A). Les hommes avec des douleurs articulaires inflammatoires aiguës transféré plus de poids aux membres antérieurs que les animaux naïfs. Poids portant sur les membres antérieurs ont augmenté chez les souris femelles par rapport aux naïfs, mais pas chez les hommes avec des douleurs articulaires dégénératives chroniques (COL) (Figure 2B). Mesures ADWB du pourcentage de temps sur la patte gauche touchée a diminué par rapport à la naïve chez des souris avec des douleurs articulaires inflammatoires aiguës et chroniques, mais cela n’était pas statistiquement significative. Ces animaux n’ont dépensé beaucoup moins de temps sur le membre postérieur gauche que sur la patte droite. Chez les mâles et les femelles avec des douleurs articulaires dégénératives chroniques, il n’y avait aucune différence dans le temps passé sur les membres postérieurs gauche par rapport au naïf. Femelles avec des douleurs articulaires dégénératives chroniques passé plus de temps sur la patte droite nonarthritic par rapport aux naïfs (Figure 3A). Souris avec aiguë inflammatoires communes la douleur et les femelles avec des douleurs articulaires dégénératives chroniques passé nettement plus de temps sur les membres antérieurs qu’animaux naïfs (Figure 3B).

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Figure 1 . Évoque les scores de la douleur pour les membres postérieurs (colonne rouge) de droite et de gauche (colonne bleue). Droit des membres postérieurs ont servi de témoins internes et n’a pas subi des injections d’IA. On a mesuré dans les conditions suivantes : action naïve (mâles et femelles), inflammatoire induite par le carraghénane arthrite aiguë (voiture), Complete inflammatoire chronique arthrite induite par l’Adjuvant de Freund (ACF) et chronique non inflammatoire Arthrite induite par la collagénase (COL - mâle et femelle). Dans animaux naïfs, l’EPS du genou arrière gauche n’était pas statistiquement différente de la droite dans les mâles et seulement très peu différent chez les femelles (**P = 0,038) probablement en raison de certaines augmenté réponse de douleur dans le genou examiné seconde (gauche) en raison de douleurs crossover réponse. Dans tous les groupes arthritiques le genou gauche arthritique EPS a été significativement plus élevé que le genou droit controlatéral nonarthritic. Lorsque l'on compare l’EPS du genou gauche des groupes de l’arthrite pour animaux naïfs, tous les groupes d’arthrite avaient des scores significativement plus élevées de EPS dans le genou gauche arthritique comparativement à genoux gauche naïve. Cela était vrai chez les mâles et les femelles. P < 0,05 par rapport aux hommes naïfs, #P < 0,05 par rapport aux femmes naïves. Toutes les barres d’erreur sont SEM dans tous les chiffres. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Comportement de douleur spontanée mesurée en pourcentage de poids sur les branches. (A) le comportement spontané de la douleur mesuré par le pourcentage total de poids sur les membres postérieurs (colonne rouge) de droite et de gauche (colonne bleue). Chez les animaux mâles et femelles naïves, il n’y avait aucun différence significative entre le pourcentage poids supporté sur les membres postérieurs gauche et droite. Des souris mâles avec voiture et CFA induit des douleurs articulaires et les femelles avec COL induite par la douleur articulaire alésage significativement moins de poids sur le membre postérieur gauche par rapport à la naïve. P < 0,05 par rapport aux hommes naïfs, #P < 0,05 par rapport aux femmes naïves. Comportement de douleur spontanée (B) mesurée par le pourcentage total de poids placé sur les membres antérieurs. Chez les mâles avec voiture induite des douleurs articulaires aiguës et femelles avec COL induit des douleurs articulaires chroniques, il y avait une augmentation significative d’un montant de poids sur les membres antérieurs. Ce n’était pas considéré chez les mâles avec CFA ou COL induit des douleurs articulaires. Naïfs les femelles tendent à supporter plus de poids sur les membres antérieurs que les mâles naïve (P = 0,02). Poids supplémentaire peut supporté par les autres parties du corps comme la queue ou la croupe. Ceux-ci sont généralement minimes et n’ont pas contribué significativement à la compréhension de la réponse de douleur et n’apparaissent donc pas. P < 0,05 par rapport aux hommes naïfs, #P < 0,05 par rapport à naïve femelle et mâle 4 semaine COL en portantes des membres antérieurs. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Figure 3: comportement de douleur spontanée, mesurée par le pourcentage de temps passé sur les branches. Comportement de douleur spontanée (A) mesuré par le pourcentage de temps total passé sur les membres postérieurs (colonne rouge) de droite et de gauche (colonne bleue). Il n’y avait aucun différence significative entre la droite et à gauche des membres postérieurs chez les souris mâles et femelles naïve en ce qui concerne le temps passé sur le limbe. Des souris mâles avec voiture et CFA provoquée par l’arthrite est apparu à dépenser moins portantes de temps avec les arthritiques patte gauche comparé au naïf, mais cela n’était pas statistiquement significative, et probablement dû à a augmenté la variabilité de cette mesure chez ces souris. Il y avait une différence significative chez ces animaux comparant de droite à gauche comme le membre postérieur droit consacré plus temps total portantes que la gauche. Chez les femmes souffrant d’arthrite induite de COL, la patte droite était portantes une plus grande proportion de temps que chez les femmes naïves. P < 0,05 comparant de droite à gauche, #P < 0,05 par rapport à naïve femelle et mâle 4 semaine COL dans le temps passé sur ses pattes avant. Comportement de douleur spontanée (B) mesurée par le montant total de temps passé sur les membres antérieurs. Chez les sujets souffrant d’arthrite induite de voiture avec COL induite par l’arthrite, les souris a passé significativement plus portantes de temps sur les membres avant que ne les animaux naïfs. Souris naïves femmes passent plus de temps sur les membres antérieurs que les animaux mâles naïf. P < 0,05 par rapport aux hommes naïfs, #P < 0,05 par rapport aux femmes naïves. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Mesure des douleurs articulaires dans les modèles précliniques de l’arthrite inflammatoire et dégénérative est un outil de plus en plus précieux pour évaluer de nouveaux traitements pour la douleur arthritique et pour la restauration de la fonction articulaire9,10. Il est difficile de mesurer les comportements de la douleur chez des souris avec des maladies dégénératives chroniques. Comme les quadrupèdes, ils peuvent décharger un membre douloureux à n’importe quelle combinaison des trois autres membres ou de la queue. Diminution de la fonction dans une branche ne s’affichent pas comme évidemment que c’est chez l’homme bipède. Comme animaux de proies, les souris ont un avantage de survie afin de minimiser les comportements de la douleur.

Ce rapport démontre que des douleurs articulaires de différents mécanismes pathologiques peuvent être mesurées chez les souris des méthodes simples et relativement peu coûteux. Douleurs articulaires inflammatoires provoque des changements plus portant le temps et la répartition du poids et peuvent donc être un modèle plus sensible pour la détection de l’analgésie. Toutefois, les autres modèles de douleurs articulaires sera importants lors de l’évaluation de nouveaux analgésiques possibles car les mécanismes de déclenchement de la douleur et l’entretien sont susceptibles différent avec une pathologie différente. Nous avons constaté des différences dans les profils de déchargement entre hommes et femmes et entre les différents modèles de la douleur arthritique.

Il est important de reconnaître qu’il peut être de souche ainsi que sexe différences dans le comportement de la douleur en souris14,15,16. On sait aussi qu’il y a des différences distinctes de la souche dans des seuils de douleur. Nous avons constaté que chez les souris C57/Bl6, femelles démontré significativement plus spontané douleur des comportements (augmentation du poids et le temps sur ses pattes avant) que les souris mâles avec des douleurs articulaires dégénératives chroniques (Figure 2 et Figure 3). On n’a pas déterminé la phase d’oestrus chez ces souris mâle, donc nous ne pouvons pas dire si cela a eu un effet sur nos résultats, mais d’autres ont déterminé cette phase d’oestrus n’a pas expliqué les différences entre les sexes observés dans de souris C57/Bl617.

Comportement de douleur évoquée est sensible à tous les types de douleurs articulaires testé et a bonne reproductibilité. Il est crucial que l’examinateur est formé pour livrer la pression uniforme et normalisé de palpation et utilisent des méthodes cohérentes retenue permet à la gamme du comportement de la douleur pour détecter la douleur et analgésie. Il est important de toujours examiner le genou normal tout d’abord pour minimiser la réponse de douleur dans le genou normal en raison d’un effet de filtre passif et maximiser la différence de réponse douloureuse du genou normal et douloureux. À l’aide d’un deuxième observateur à compiler les réponses de douleur qui composent l’EPS est nécessaire afin que l’examinateur met l’accent sur la palpation cohérente et afin que les vocalises et les combats sont toujours comptés. Il peut être nécessaire de pratiquer la méthode retenue en particulier pour s’assurer que l’animal peut réagir de façon adéquate à la douleur, mais ne réagit pas trop facilement afin de diluer la réponse de douleur. Des avantages de la mesure de l’EPS, c’est qu’il est analogue à la mesure commune tendresse chez des patients humains.

Nous pensons que ces méthodes sont supérieures aux méthodes existantes qu’ils mesurent directement la douleur provenant de l’articulation du genou, des souris, ils peuvent être utilisés dans différents modèles de monoarthritis douleur, ils comprennent les deux réponses de douleur spontanée et évoquée et sont relativement peu coûteux mais fiable et reproductible. Comme thérapies sont développés afin de mieux traiter l’arthrite, ces méthodes seront utiles pour confirmer si les traitements sont réellement efficaces pour le résultat plus invalidante de l’arthrite, douleur.

Nos méthodes ont certaines limites. Principalement, la mesure de l’EPS est limitée par l’exigence d’un seul examinateur et observateur et la nécessité d’une technique très cohérent. Les mesures évoquées douleur sont plus automatisés et ne sont pas sous réserve des différences inter observateur. Affinement de la mesure de l’EPS peut inclure des méthodes automatisées pour compter les vocalisations en réponse à la palpation, telles que l’utilisation d’un détecteur d’ultrasons chauve-souris pour compter les vocalisations. Cette méthode devrait être comparé à notre méthode actuelle pour confirmer la sensibilité et la spécificité avant elle pourrait être largement mis en œuvre.

En résumé, nous décrivons deux mesures de comportement différentes douleurs pour quantifier les douleurs articulaires chez les souris. Les différences entre les sexes et de la souche doivent considérer avant de choisir un modèle expérimental. Mesure de la douleur évoquée nécessite formation attentive et mise en œuvre cohérente par l’examinateur. Les deux comportements spontanés et évoqués douleur sont recommandés pour évaluer la sévérité de la douleur et la limitation fonctionnelle et doivent être utilisés pour évaluer pleinement les effets de nouveaux analgésiques potentiels.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Financé par le ministère des anciens combattants affaires MERIT award 2 I01 RX000379-05.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Dispositif de mise en charge dynamique avancéBioseb In Vivo Research Instruments, Vitrolles, FranceModèle : BIO-DWB-M - Pour souris
souris C57/Bl6 souris (mâles et femelles)Jackson Labs, Bar Harbor MEN° de stock :  ; 000664  ;|  ; Noir 6
CarrageenanSigma-Aldrich, St. Louis, MO,États-Unis 22049-5G-F
Adjuvant complet de FreundSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisF5881
PalpometerPalpometer Systems, Inc. Victoria, B.CNon disponible - n’est plus en activité
Type IV CollagenaseWorthington Biomedical Corp, Lakeville, NJLS004210

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