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Article de méthode

Enregistrement simultané de l’électrocardiographie et envahissantes sang pression mesure chez les Rats

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DOI :

10.3791/59115

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31 janvier 2019

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1Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Kaohsiung Medical University Hospital, 2Hematology and Oncology, China Medical University Hospital, 3Department of Internal Medicine, Faculty of Medicine, College of Medicine, Kaohsiung Medical University, 4Center for Lipid Biosciences, Kaohsiung Medical University Hospital, 5Lipid Science and Aging Research Center, Kaohsiung Medical University, 6Institute/Center of Medical Science and Technology, National Sun Yat-sen University

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons ici une configuration pour l’enregistrement simultané de l’électrocardiographie et intra-artérielle pression artérielle (PA) chez les rats expérimentaux, qui peuvent être faits avec un équipement standard dans les animaleries et peuvent être appliquées à physiologique ou pharmacologique études pour étudier les mécanismes pathogènes ou thérapeutiques en médecine cardiovasculaire.

Résumé

Des études relies à la physiologie cardio-vasculaire ou physiopathologie, pression artérielle (PA) et électrocardiographie sont des paramètres de base d’observation. Recherche portant sur les modèles de maladies cardiovasculaires, de potentielles cibles thérapeutiques cardiovasculaires ou d’agents pharmaceutiques nécessite l’évaluation d’artérielle pression et coeur rythme des changements systémiques. Dans les situations où les systèmes de télémesure radio ne sont pas disponibles ou abordable, la technique de la canulation de l’artère fémorale est une autre façon d’obtenir des enregistrements de forme d’onde de pression intra-artérielle et les mesures de BP systémiques. Cette technique est économique et peut être réalisée avec un équipement standard dans les animaleries. Cependant, enregistrement de la pression artérielle invasive nécessite canulation de petites artères, ce qui peut être une dextérité chirurgicale difficile. Nous présentons ici des protocoles étape par étape pour l’artère fémorale procédures canulation. Procédures clés incluent l’étalonnage du système d’acquisition de données, canulation dissection et de l’artère fémorale de tissu et le programme d’installation du système pour l’enregistrement de la pression artérielle canulation. Procédure d’enregistrement de surface pour l’électrocardiographie est également inclus. Nous présentons également des exemples d’enregistrements de BP de rats normotendus et hypertendus. Ce protocole permet des enregistrements directs fiables de BP systémique avec l’électrocardiographie simultanée.

Introduction

Électrocardiographie (ECG) et la pression artérielle (PA) sont des paramètres fondamentaux pour la médecine et de physiologie cardiovasculaire. Des modèles animaux expérimentaux ont été largement appliqués dans la recherche biomédicale sur les différentes maladies cardiovasculaires comme l’hypertension insuffisance cardiaque1 et procédures d’enregistrement de l’ECG et BP mesure peut être effectuée à rats expérimentaux.

Il existe trois méthodes pour la mesure de BP chez les rats : canulation intra-artérielle (envahissantes)2, queue brassard pléthysmographie (non invasif)3et radiotélémétrie (invasive). La fiabilité de la mesure de BP par pléthysmographie brassard queue peut être affectée par l’animal manutention lors de l’enregistrement. Par exemple, le brassard de queue sous-estime les changements de BP de noyau qui se produisent simultanément pendant les phases de retenue et mesure4. Radiotélémesure est considérée comme la meilleure technique de « gold standard » pour la surveillance BP et fréquence cardiaque en éveillé et se déplaçant librement les animaux5. Cependant, comme radio télémesure matériels et logiciels sont coûteuses, canulation intra-artérielle est aussi largement utilisée comme alternative économique.

Canulation intra-artérielle nécessite une grande dextérité de microchirurgie mais donne les formes d’onde réelles de la pression artérielle. BP peut être enregistrée au moyen d’une sonde remplis de solution saline, insérée dans le sens radial, fémoral, ou artère brachiale. Cette méthode de mesure directe de BP invasive nécessite la préparation pré-chirurgicale animaux, anesthésie, immobilisation des animaux de laboratoire, dextérité chirurgicale dans la dissection des tissus canulation artérielle et un étalonnage approprié avant d’acquérir la mesure .

Rongeur ECG de surface est similaire à l’ECG humaine. Un rat ECG a séquences d’ondes P, des complexes QRS, ondes T et QT intervalles6. Les ondes P, PR de l’électrocardiogramme, complexe QRS et T vagues reflètent la dépolarisation auriculaire, conduction d’impulsion de l’auriculaire au n ud AURICULOVENTRICULAIRE, dépolarisation ventriculaire et la repolarisation, respectivement. L’intervalle QT est définie comme la période du début de l’onde Q à la fin de l’onde T, où elle retourne à la ligne iso-électrique de base1.

L’ECG indique la systole cardiaque et les phases de la diastole ; par conséquent, l’enregistrement simultané de l’ECG de surface est en corrélation avec la mesure invasive de la BP. En utilisant une combinaison de méthodologies, il est possible d’élucider les changements pathophysiologiques dans un modèle de maladie ou les effets pharmacologiques d’un médicament ou un traitement en médecine cardiovasculaire.

Une souche de rat (SHR) spontanément hypertendus avait été obtenue par consanguinité de rats Wistar avec BP élevé au Japon. Le BP s’élève de 5 à 10 semaines d’âge et s’immobilise de 30 à 35 semaines d’âge7. Des rats Wistar-Kyoto (WKY) ont BP systolique environ 130 mmHg7 et sont couramment utilisés comme contrôle normo-tensive. Nous avons utilisé SHR et WKY pour démontrer le résultat de l’enregistrement de BP et ECG de canulation intra-artérielle.

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Protocole

Toutes les expériences animales décrites ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité de Kaohsiung Medical University.

1. animal Care

  1. Pour éviter la canulation difficile en raison de l’exiguïté artérielle, utilisez rats avec le poids corporel au-dessus de 200 g.
  2. Retirez chow de la cage et les rats rapides du jour au lendemain.
  3. Offrir l’eau ad libitum sauf s’il existe une conception expérimentale spéciale.

2. expérimentale préparation

  1. Obtenir les matériaux suivants : pinces avec dents (Figure 1 a), ciseaux chirurgicaux (Figure 1 b), pinces avec pointes fines (Figure 1, 1-D), pinces avec embouts coudés (Figure 1E), bulldog pince vasculaire (Figure 1F ), chaîne soie environ 20 cm de longueur (Figure 1), micro ciseaux (Figure 1 H), intra-artérielle canule, un tube stérile en polyéthylène (PE) avec un diamètre interne de 0,5 mm et un diamètre extérieur de 0,9 mm, 25 – 30 cm de longueur, raccordé un 26 x 1/2 '' (Figure 1I) avec l’aiguille, deux robinets à trois voies (Figure 1J) pour connecter la canule intra-artérielle et les seringues de transducteur (Figure 1 K) et 1 mL de pression rempli de sérum physiologique hépariné (100 UI/mL).
  2. Préparation animaux
    1. Anesthésier le rat par inhalation d’isoflurane (en plaçant les rats dans un 25 cm x 25 cm x 14 cm induction chambre imprégnée de 4 % isoflurane, suivie par l’utilisation de nez conique avec 3 % isoflurane).
      Remarque : Si l’animal n’est pas suffisamment anesthésié, augmentez le débit de l’isoflurane.
    2. Tester le réflexe de la douleur en pinçant les orteils.
    3. Placez le rat en position couchée sur un Conseil de styro-mousse prédécoupée (ou carton épais). Fixer les quatre pieds avec des élastiques pour immobiliser le corps (Figure 2 a).
      Remarque : Pour éviter la perturbation potentielle lors de l’enregistrement de l’ECG, la surface de placement ne doit pas être électriquement conductrice.
  3. Préparer les instruments pour l’enregistrement BP et ECG. Inclure une unité d’entrée analogique pour acquérir les signaux, un capteur de pression avec un hub compatible, trois fils bipolaire à pointe aiguille électrocardiogramme et un ordinateur avec un logiciel adapté.

3. étalonnage de capteur de pression

  1. Avant le démarrage de l’enregistrement de BP, calibrer avec un sphygmomanomètre mercure standard (Figure 1D).
  2. Retirer le brassard du tensiomètre et raccorder le robinet à trois voies sur le tube de gonflage pour le transducteur de pression (Figure 1 K) du système d’acquisition de données.
  3. Le purgeur d’air visser dans le sens horaire. Gardez les yeux sur la jauge et garder la poire de gonflage de pompage. Lorsque le manomètre indique 100 mmHg, changer le robinet à trois voies pour se connecter au transducteur de pression. Utilisez 100 mmHg pression pour l’étalonnage. Le facteur de conversion pour calculer BP sera déterminé automatiquement.
  4. Relâcher la pression en vissant le purgeur d’air dans le sens antihoraire jusqu'à ce que la pression du tensiomètre est à zéro.
  5. Répétez l’étape 3.2 avec une pression de 200 mmHg.
  6. Détacher le transducteur de pression depuis le tensiomètre à mercure.
  7. Connecter le capteur de pression pour le robinet à trois voies du cathéter PE (Figure 1I).

4. chirurgie mini pour la canulation de l’artère fémorale

  1. Identification de la surface de point de repère et l’excision de la peau (Figure 2)
    1. Identifier l’emplacement du pli inguinal (mise en retrait à la jonction entre l’abdomen et cuisse) (pointillés en ligne dans la Figure 2 a).
    2. Pincez la couche complète de la peau au centre du pli inguinal. La fourrure peut être rasée ou retirée du site d’incision à l’aide de tondeuses électriques ou une crème dépilatoire avant l’incision.
    3. Soulever la peau et la couper avec des ciseaux chirurgicaux à une orientation approximativement parallèle à la cuisse ipsilatérale (Figure 2 b). Le nerf fémoral et les vaisseaux se trouvent sous le tissu sous-cutané exposé (Figure 2).
  2. Dissection du tissu pour exposer l’artère fémorale
    1. Disséquer les tissus avec une pincette avec pointes fines, couche par couche. Arrêter la dissection au niveau des vaisseaux fémoraux. Assurez-vous que la dissection n’est pas blesser les vaisseaux sous.
    2. Utilisez soigneusement les pinces (Figure 1 ou 1D) pour effacer les tissus mous le long du nerf fémoral et bateaux pour obtenir la bonne observation. Le nerf fibre ressemble en texture. La veine est violet foncé et l’artère pulsatile (Figure 3 a).
    3. Utiliser des pinces avec embouts coudés (Figure 1E) pour augmenter la longueur exposée de l’artère fémorale et la veine (Figure 3 b).
  3. Canulation de l’artère fémorale (Figure 3)
    1. Utiliser forceps pour séparer la veine fémorale superficielle de l’artère et appliquer une pince bulldog à l’artère fémorale aussi proche que possible (Figure 3).
    2. Faire une cravate lâche les deux cordes de soie, celui juste en dessous de la pince du bulldog et l’autre à la borne caudale de l’artère fémorale exposée (Figure 3D).
    3. Faire un petit trou sur le côté ventral de l’artère fémorale (Figure 3E) en utilisant les ciseaux micro (Figure 1 H).
    4. Introduire l’embout du cathéter PE par le petit trou et faire progresser le cathéter parotidien.
      Remarque : Ne pas appliquer de torsion tout en faisant progresser le cathéter de PE. La force de torsion peut-être tordre l’artère fémorale et entraîner une sténose Luminale.
    5. Retirez la pince bulldog après que le cathéter de PE est bien avancé dans la lumière de l’artère fémorale.
      Remarque : Gardez les yeux sur le cathéter de PE pendant que l'on retire la pince bulldog de l’artère fémorale. L’observation d’un backflush de sang dans le cathéter PE associée à l’observation pour impulsion confirme son positionnement dans la lumière artérielle.
    6. Serrer la chaîne soie supérieure pour fixer la position du cathéter PE.
      Remarque : Toute traction accidentelle ou la dislocation du cathéter PE peut provoquer un saignement majeur.
    7. Serrer la chaîne soie inférieure pour empêcher le saignement de la partie caudale de l’artère fémorale.
  4. Confirmation du succès de la canulation de l’artère fémorale
    1. Utiliser une seringue de 1 mL à injecter 0,1 à 0,2 mL de sérum physiologique hépariné dans l’artère fémorale. La résistance sur l’injection doit être triviale. Si n’importe quelle résistance évidente après injection est remarqué, vérifier la canulation ensemble à nouveau.
      Remarque : Vérifiez que les robinets à trois voies sont convenablement placés avant d’appliquer une pression négative ou injection saline dans la canule de l’artère fémorale. À ce moment, aucune injection dans le transducteur de pression devra un réétalonnage.
    2. Vérifier si il n’y a aucun suintement autour du site de canulation. Si ce n’est pas le cas, couvrir le site chirurgical avec une boule de coton humide.

5. enregistrement de la pression artérielle

  1. Après une chasse lisse pour le cathéter de PE, fixez le robinet à trois voies PE cathéter à celle sur le transducteur de pression (Figure 4).
  2. Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le système de canulation. Vérifiez également les jonctions de connexion du robinet à trois voies.
  3. Commencer les données système d’acquisition avec fréquence d’échantillonnage de 1 000 Hz pour enregistrer les ondes de pression artérielle BP. sera démontrée (Figure 6).
  4. Permettre l’installation entière se stabiliser pendant au moins 3-5 min. En cas de signaux instables, temps de stabilisation peut être étendue à 15 min.
  5. Consulter le site de canulation périodiquement pour s’assurer qu'il n’y a pas de saignement.
    Remarque : Lors de l’acquisition des données provenant d’un transducteur de pression, il est important de placer le capteur au niveau du cœur de l’animal.

6. surface ECG

  1. Vérifiez les trois fils de l’ECG bipolaire pour s’assurer que le positif, négatif, et des électrodes de platine de référence sont intacts.
  2. Insérez les fils par voie sous-cutanée à la patte avant gauche, patte antérieure droite et droite hindleg (Figure 5).
  3. Fixez les moyeux d’électrode à un amplificateur d’ECG sur mesure avec fréquence d’échantillonnage de la fréquence de 1 000 Hz et filtre de 3 à 500 Hz. garder ECG fils stable pendant l’enregistrement. Mouvement des câbles ECG peut produire des artefacts et des lignes de base instables.

7. animaux euthanasie à l’issue de l’expérience

  1. Après avoir terminé le BP et un Électrocardiogramme enregistrement, arrêter le système d’acquisition. Retirez les électrodes. Ligaturer l’artère fémorale en serrant vers le haut de la chaîne soie précédemment placée juste après le retrait du cathéter de PE.
  2. Place que les rats individuellement dans la chambre de l’euthanasie visible connectés au comprimé de bouteilles de gaz de dioxyde de carbone (CO2). Joint de haut en toute sécurité.
  3. Introduire 100 % CO2 avec un taux de remplissage d’environ 10 à 30 % du volume de la chambre par minute.
  4. Gardez vos yeux sur le rat ; absence de respiration et de la couleur des yeux délavés devrait apparaître dans 2−3 min.
    Remarque : Si cessation de mouvement respiratoire ne se produit pas après 3 min, le système doit être examiné pour le taux de remplissage de chambre, CO2 d’alimentation ou fuites.
  5. Maintain CO2 débit dans la chambre pendant 1 minute supplémentaire après la respiration cesse.
  6. Constater l’arrêt cardiaque et respiratoire et noter les élèves fixes et dilatées pour confirmer la mort.
    Remarque : Si le rat n’est pas mort mais CO2 narcose, utilisez une méthode secondaire de l’euthanasie comme la thoracotomie bilatérale.

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Résultats

Nous avons acheté SHR et rats Wistar-Kyoto WKY normotendus du National Laboratory Animal Center (Taipei, Taïwan). Tous les animaux étaient logés dans un établissement de température contrôlée (20−22 ° C) avec un accès gratuit à l’eau et chow standard sur un cycle de lumière/obscurité de 12 h.

Nous avons utilisé six rats 47 semaines et ils ont été pesés avant la mesure de BP et un Électrocardiogramme. Les tracés représentant d’en...

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Discussion

Canulation artérielle invasive permet une mesure très précise de BP. Il peut être fait avec un tube PE sans nécessiter un cathéter coûteux. Mesure invasive de BP peut également être effectuée simultanément avec un enregistrement de l’ECG de surface.

La courbe d’apprentissage importante pour que cette méthode est la compétence expérimentale pour canule dans les petits vaisseaux sanguins. Dans des mains expérimentées, le taux de succès pour la canulation de l’artère fémorale peut atteindre 100 %...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par Taïwan ministère de la Science et technologie accorde plus 104-2314-B-037-080-MY3 et plus 107-2314-B-037-110 à HCL et Taiwan National instituts de recherche de santé accorde INRH-EX107-10724SC.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube en polyéthylèneBECTON DICKINSON427401diamètre intérieur de 0,5 mm, diamètre extérieur de 0,9 mm
Aiguille 26 G x 1/2" »TERUMO160426D
Adson ForcepsTOP Line12-54012 cm (4.75 ») de long, droit, 1 x 2 dents
Bulldog pince vasculaireBulldog Teleflex3575818 mm
Ordinateur  ;AUSUSX453M
Appareil d’enregistrement de signaux analogiques externesiWorxT5141538Il permet d’enregistrer jusqu’à trois canaux d’ECG, d’EMG ou d’EEG ainsi que de GSR (conductance cutanée) à partir d’une seule entrée iWire sur le module d’enregistrement.
Graefe ForcepsAESCULAP Surgical InstrumentsBD312R MICROPINCE À PANSEMENTS, COURBÉE, DENTELÉE, 105 mm, 4 1/8  ;
Tensiomètre MecurySpiritCK-101
Transducteur de pressioniWorxIworxBP100
Pince SemkenMEDE TECHNIK10-104100 mm
LogicielLabScribe3
Ciseaux chirurgicauxHEBU1714Seringue de 14,5 cm de long
(1 mL)TERUMO160426D
Robinets d’arrêt à trois voiesCole-ParmerEW-30600-23
Pince à pointesWorld Precision Instruments50450611 cm de long, 0,1 x 0,06 mm Embouts
Vannas ScissorsWorld Precision Instruments5000868,5 cm de long, Droit, 0,025 x 0,015 mm Pointes, 7mm Lames super fines

Références

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Réimpressions et autorisations

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