Le protocole présenté produit un conflit sensoriel persistant pour des expériences visant à étudier l’apprentissage à long terme. En portant en permanence un appareil fixe sur leurs têtes, les souris sont constamment exposés à une incompatibilité sensorielle entre entrées visuelles et vestibulaires, tout en se déplaçant librement dans des cages maison.
Article de méthode
À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les protocoles de conflit sensoriel à long terme sont un moyen utile d’étudier l’apprentissage moteur. Le protocole présenté produit un conflit sensoriel persistant pour des expériences visant à étudier l’apprentissage à long terme chez la souris. En permanence portant un dispositif fixé sur leurs têtes, les souris sont constamment exposés à une incompatibilité sensorielle entre entrées visuelles et vestibulaires, tout en se déplaçant librement dans des cages maison. Par conséquent, ce protocole permet facilement l’étude du système visuel et les interactions multisensorielles sur une période prolongée qui ne seraient pas accessible autrement. En abaissant le coût expérimental d’apprentissage sensoriel à long terme en comportement naturellement souris, plus de cette approche s’adapte à la combinaison des expériences in vivo et in vitro . Dans l’exemple rapporté, vidéo-oculographie est réalisée pour quantifier le réflexe vestibulo-oculaire (VOR) et un réflexe optocinétique (OKR) avant et après avoir pris connaissance. Souris exposés à ce conflit sensoriel à long terme entre les entrées visuelles et vestibulaires présenté une forte diminution de gain VOR, mais présentaient peu de changements OKR. Détaillée des étapes d’assemblage de l’appareil, soins aux animaux, et mesures de réflexes sont signalées par les présentes.
Introduction
Des conflits sensoriels, tels que visual, sont présents dans la vie quotidienne, par exemple, quand on porte des lunettes, ou pendant une durée de vie entière (développement, changements dans l’acuité sensorielle, etc..). En raison d’un regard d’anatomie, les inputs sensoriels facile à contrôler, moteurs quantifiables et de méthodes de quantification précise1, circuit bien décrit les réflexes de stabilisation ont été utilisés comme modèles de moteur d’apprentissage chez de nombreuses espèces. Chez les humains et les singes, l’adaptation de (VOR) réflexe vestibulo-oculaire est étudiée par l’utilisation de prismes que le sujet porte pendant plusieurs jours,2,3,4,5. Étant donné que le modèle de rongeur permet la combinaison d’expériences comportementales et cellulaires, nous avons développé une nouvelle méthode pour créer des conflits sensoriels à long terme en comportement librement des souris avec un casque-comme le dispositif. Inspirée de la méthodologie utilisée pour les humains et les singes, le protocole génère une incompatibilité entre les entrées vestibulaires et visuelles (p. ex., incompatibilité de visuo-vestibulaire, VVM) qui mène à une réduction du gain VOR.
Les protocoles classiques déclenchant une adaptation VOR de gain en bas chez les rongeurs consistent en tournant l’animal tête fixée sur une platine en faisant tourner le champ visuel en phase. Ce paradigme crée un conflit visuo-vestibulaire, qui rend le VOR contre-productif. Protocoles d’adaptation à long terme se composent d’une itération de cette procédure au cours de plusieurs jours consécutifs6,7,8. Ainsi, lorsqu’un grand groupe d’animaux doit être testé, méthodologie classique nécessite une grande quantité de temps. En outre, parce que l’animal est fixé à la tête, l’apprentissage est principalement limitée à une fréquence/vélocité discrets et se composent de formations discontinues, interrompues par des intervalles de durée variable de6épreuves. Enfin, les protocoles classiques utilisent apprentissage passif, comme la stimulation vestibulaire n’est pas activement générée par des mouvements volontaires de l’animal, une situation qui façonne grandement traitement vestibulaire9,10.
Les contraintes expérimentales précités sont dépassés par la méthodologie innovante présentée. L’approche chirurgicale requise est simple, et les matériaux utilisés sont facilement disponibles dans le commerce. La seule partie qui s’appuie sur des matériaux plus coûteux est la quantification du comportement ; Néanmoins, les principes fondamentaux du protocole peuvent être utilisés pour toute expérience, des études in vitro à d’autres études comportementales de l’apprentissage. Dans l’ensemble, en générant une déficience visuelle temporaire et un conflit visuo-vestibulaire sur plusieurs jours, cette méthode peut facilement être transposée à toute étude traitant de la perturbation sensorielle ou apprentissage moteur.
Protocole
Toutes les procédures animaux suivi le règlement animal de l’Université Paris Descartes.
1. dispositif
Remarque : Le dispositif utilisé dans le présent protocole est une structure en forme de casque fixée sur les crânes de souris au moyen d’un implant headpost.
- À l’aide d’une imprimante 3D et blanc opaque poly (acide lactique) (PLA) en plastique, impression à l’aide des conception et la spécification des fichiers fournis ici (voir la Table des matières) pour l’appareil et le headpost.
Remarque : Les dimensions de l’appareil sont indiquées dans la Figure 1 et les dimensions de la headpost illustré à la Figure 2. - Un dispositif rayé ainsi que sham doivent être testées (Figure 2A11). Pour obtenir le modèle rayé, à l’aide de vernis à ongles noir, dessiner des rayures verticales grand 3 mm sur la surface externe de l’appareil. La condition de l’imposture ne nécessite pas de toute modification apportée à l’appareil imprimée.
2. Headpost implantation chirurgicale
Tous les matériaux utilisés dans le présent protocole sont détaillées dans la liste du matériel dans les informations complémentaires. Étapes d’utilisation de 2,7 à 2,9 les biomatériaux fournis dans l’implantation nécessaire (voir la Table des matières). Assurer l’utilisation des instruments stériles et organiser la chirurgie et la récupération dans les différentes zones. Une fois maîtrisé, la procédure d’implantation dure environ 30 min.
- Pour l’analgésie, 30 min avant le début de la chirurgie, par voie sous-cutanée injecter buprénorphine (0,05 mg/kg) et remettre en place l’animal dans sa cage maison.
Remarque : Les effets analgésiques de buprénorphine durent environ 12 h, longtemps après la fin de la procédure. Dans notre expérience, souris ne montrent pas de signes de détresse liées à cette intervention mais une dose subséquente de la buprénorphine 0,05 mg/kg est recommandée 24h après la chirurgie. - Anesthésier l’animal dans une chambre à gaz isoflurane 2,5 % - 3 %. Attendre 3 minutes et vérifiez si la souris est correctement anesthésiée en observant la respiration et le manque de mouvement à l’intérieur de la chambre. Passer la souris à un cône de nez sur une table d’opération chirurgicale avec un coussin chauffant et en pinçant interdigitaux, vérifiez qu’il n’existe aucun réflexe de retrait et abaisser l’isoflurane à 1,5 %.
- Se raser la tête de la souris à l’aide d’un rasoir électrique. Pour obtenir un environnement stérile, frotter la zone rasée avec la solution d’iode et après avec l’alcool à 70 %. Répétez cette procédure deux fois de plus.
- Injecter du chlorhydrate de lidocaïne (2 %, 2 mg/kg) sous la peau de la tête pour l’anesthésie locale et attendre 5 min pour les effets de commencer. Pour éviter des lésions oculaires à cause de la sécheresse, couvrir les yeux de la souris avec l’onguent topique vétérinaire ophtalmique.
- Avec une paire de pinces émoussé, pince la peau à l’arrière de la tête et avec une paire de ciseaux (ou un scalpel) émoussé, faire une incision longitudinale d’environ 1,5 cm pour exposer le crâne.
- Avec l’aide d’un scalpel, rayer le périoste. Veillez à ne pas se gratter trop fort, comme la fixation de l’headpost peut être compromise si le crâne commence à saigner légèrement.
- Appliquez une goutte de l’activateur vert au milieu du crâne. Cela permettra d’améliorer la fixation du ciment par perméabilité croissante d’OS.
- Préparer le ciment : mélanger une cuillère (fournie dans le kit d’implantation) du polymère avec cinq gouttes de monomère et une goutte de catalyseur. Avec l’aide d’un pinceau, appliquez une quantité généreuse du mélange de ciment entre les repères de crâne lambda et bregma ;
- Placer rapidement la headpost sur le ciment avec un mouvement de glisser allant lambda au bregma. Après que la headpost a été placé, réappliquer plus ciment autour de la partie inférieure pour s’assurer que le headpost colle correctement sur le crâne. Afin de garantir une fixation correcte, vérifiez que le ciment est appliqué abondamment et qu’il sèche avant de poursuivre à l’étape suivante.
Remarque : Avec cette procédure de fixation, la headpost ne sera pas se détacher et permettre des essais à long terme, répétées ; dans nos mains, suppression des headpost est < 10 %. - Préparer le mélange de résine en appliquant un ratio poudre-liquide qui permet d’obtenir une consistance lisse du mélange. Appliquer la résine où le ciment a été appliqué ainsi qu’autour de la headpost afin de protéger sa surface.
- Attendre 3 minutes pour la résine sécher et pour fermer la peau à l’arrière des oreilles avec suture de monofilament. Avec un coton-tige, appliquez dilué (10 % - 20 %) solution d’iode à la zone opérée.
Remarque : Assurez-vous que la peau ne pas coincée à la résine. - Désactiver l’anesthésie et placez l’animal sous une lumière chaude rouge pour éviter l’hypothermie. Placer la nourriture humide et hydrogel ou une autre source d’eau basé à gel dans le sol de la cage. N’abandonnez pas la souris jusqu'à ce qu’il reprend conscience. Dès que l’animal se remet entièrement de la procédure (généralement, 30 min à 1 h après), placez-le dans une cage avec des groupes de trois ou quatre afin de stimuler les interactions sociales.
3. fixation de l’appareil
- 48 h après la chirurgie, fixez le dispositif tête sur mesure sur le headpost.
- À l’aide d’une paire de vis de 1,2 mm et un tournevis (clé Allen de 1,3 mm), aligner les trous dans le dispositif rayé avec les trous de la headpost, placez les vis et les fixer. Pour corriger la condition de l’imposture, retournez l’appareil et, avec la partie arrière (Figure 1A) de l’appareil dans la direction rostrale, aligner les trous dans le dispositif avec les trous de la headpost.
Remarque : Il est recommandé que cette étape soit faite par deux opérateurs, l’un tenant la souris avec une retenue de souris une main, tandis que l’autre fixant un dispositif à la headpost. Si la fixation se fait par un seul opérateur, l’appareil peut être placé lorsque la souris passe sous anesthésie de gaz. - Vérifiez que le périphérique est bien sécurisé et ne peut être retiré par l’animal et que le dispositif ne s’applique pas pression directement sur le nez de la souris, ce qui pourrait potentiellement causer de la douleur, difficulté à respirer, ou lésion de la peau.
Remarque : Il est également important de s’assurer que le dispositif est inséré symétriquement sur le visage de la souris, afin que les yeux sont complètement couverts par le dispositif de la tête. Vérifier que l’animal ne montre aucun signe de douleur anormale ou de détresse.
- À l’aide d’une paire de vis de 1,2 mm et un tournevis (clé Allen de 1,3 mm), aligner les trous dans le dispositif rayé avec les trous de la headpost, placez les vis et les fixer. Pour corriger la condition de l’imposture, retournez l’appareil et, avec la partie arrière (Figure 1A) de l’appareil dans la direction rostrale, aligner les trous dans le dispositif avec les trous de la headpost.
- Laissez l’appareil sur la souris pendant 14 jours.
4. surveillance et soins animaux
- Une fois de retour dans leurs cages, souris exposera certaines anomalies dans le comportement. Dans un premier temps, l’animal peut rester prostré et essayez de supprimer le périphérique à l’aide de ses pattes, mais cela ne devrait arrêter après la première heure. Au cours des heures suivantes, l’animal affiche généralement des difficultés s’orienter à l’intérieur de la cage et d’atteindre pour la nourriture et l’eau. Par conséquent, durant les 48 h suivant l’implantation, contrôler les souris et fournir un accès facile à l’eau et de nourriture, en plaçant les deux directement sur le plancher de la cage, par exemple.
- Garder une trace de poids de la souris pendant la durée du protocole. Peser les souris juste après l’implantation et à nouveau chaque 24 h. une attention particulière devrait être accordée aux animaux portant l’appareil rayé, comme ils ont normalement l’expérience de perte de poids de corps (1-2 g) pendant les premières 48 h, mais commencer à prendre du poids à un rythme normal suivant cette période initiale (voir la Figure 2B11).
- Après 2 jours, les souris sont devrait revenir à leurs facultés ordinaires. Selon le système utilisé dans les animaleries, l’appareil pourrait être empêchant l’accès à la nourriture et d’eau. Assurez-vous que l’animal est à l’aise tout en mangeant et en buvant ou adapter le système de distribution en conséquence.
Remarque : La gamme de produit par les animaux après quelques jours avec l’appareil sur des mouvements de tête n’est pas modifiée par l’appareil (voir Figure 211) (i.e., la gamme des mouvements de tête produite reste similaire aux mouvements naturels de la tête). - Pour assurer le bien-être des souris, assurer une surveillance quotidienne et appliquer l’échelle qualitative (tableau 1) de bien-être pendant toute la durée du protocole.
- Supprimez le protocole en cours une souris si une ou plusieurs des critères suivants s’appliquent :
- Marquer des souris qui ont un total supérieur à 4 points sur l’échelle qualitative susmentionnée doivent immédiatement être exclues de l’expérience (voir tableau 1). Quel que soit le score, si la souris ne pas retrouver son poids initial après 6 jours, la procédure doit être arrêtée.
- L’appareil n’est pas correctement fixé à l’headpost si, par exemple, le headpost secoue quand ils sont touchés ou une partie commence à se détacher. Ceci entraîne le headpost à sortir la tête de la souris et par conséquent interrompt l’apprentissage, ce qui explique pourquoi la surveillance quotidienne est nécessaires.
- Lorsqu’une souris a son headpost arraché au cours de n’importe quelle partie du protocole. En raison de l’hémorragie de crâne lié à ce détachement, la chirurgie de réimplantation a un faible taux de réussite et est pas la peine d’essayer.
5. retrait du dispositif
- Après la période d’apprentissage (dans le présent protocole 14 jours), retirer l’appareil en suivant les mêmes instructions que pour sa fixation (article 3). Dès que le périphérique est supprimé, test des souris avec des expériences telles que les tests vidéo-oculographie, ou, par exemple, avec l’électrophysiologie in vitro comme décrit plus haut11.
Remarque : dès que l’appareil est retiré, souris sont exposées à l’environnement standard, visuellement dégagée. Par conséquent, effectuer des expériences visant à tester les effets de l’apprentissage de ce dispositif directement après son enlèvement.
6. vidéo-oculographie séances
NOTE : Vidéo-oculographie expériences réalisées pour enregistrer les mouvements des yeux généré, alors que l’animal est en tournée dans le noir (réflexe vestibulo-oculaire, VOR) ou en tournant un environnement de l’animal tandis que l’animal est encore (réflexe optocinétique, OKR). Chaque souris a été testé pour les deux ces réflexes avant et après le protocole d’adaptation. Pour plus de détails sur le montage vidéo-oculographie, voir rapports publiés antérieurement12,13. Afin de s’habituer aux souris à l’enregistrement sobre des conditions, le jour précédant le début de l’enregistrement, placer l’animal sur le tube au centre de la table tournante pour 10 minutes sans effectuer tout essai.
- Fixez la souris sur le plateau tournant en tête-fixation à l’aide de vis insérées dans le headpost. Placez un dôme écran autour de l’animal et éteindre toutes les lumières dans la chambre à l’exception du projecteur optocinétique.
Remarque : Les enregistrements vidéo-oculographie nécessitent l’animal soit encore et avec ses yeux ouverts. Interrompre la séance d’enregistrement et de la fin, mettre l’animal en sa cage, dans le cas où la souris ne pas volontairement garder ses yeux ouverts, ou si l’apparence de le œil se détériore au cours de la séance d’enregistrement. Une autre tentative peut être faite suite à une période de repos d’au moins 12h. - Commencer la stimulation de plein champ OKR (projection de modèle de point blanc) et inscrits à plusieurs vitesses différentes dans les directions vers la droite vers la droite et compteur. Dès que les enregistrements sont plus, enlevez le dôme.
- Pour être en mesure d’enregistrer le VOR pitch sombre, appliquez une goutte de pilocarpine 2 % au yeux14. Attendre au moins 5 min pour qu’il puisse agir et enlever doucement avec un coton-tige. La pilocarpine gardera la pupille resserrée avec une taille constante tout au long de la mesure, permettant la quantification appropriée des mouvements dans le noir.
- Éteignez toutes les lumières dans la pièce et ajouter une boîte sur le dessus de la plaque tournante de garder l’animal en tangage sombre. Démarrer le VOR horizontal utilisant sinusoïdales angulaires rotations autour d’un axe vertical avec différentes fréquences et/ou de vitesses différentes.
- Une fois la séance d’enregistrement est terminée, retourner la souris à une cage correctement éclairée par une lampe infrarouge. La chaleur va prévenir l’hypothermie causée par les effets vasodilatateurs secondaire de pilocarpine sur le corps de la souris.
Remarque : En raison de l’animal a été maîtrisé, sessions d’enregistrement ne peut pas durer plus de 90 min. Quand les séances d’essais supplémentaires sont nécessaires, que l’animal reste pendant 24h entre les sessions.
Résultats
Les figures suivantes présentent les résultats obtenus avec des souris qui a fait l’objet du protocole d’adaptation de 2 semaine portant soit un appareil rayé ou sham. La figure 3 montre un exemple des premières traces vu au cours de sessions d’enregistrement. Tel qu’illustré en comparant les traces, la réponse VOR diminue après le protocole de la VVM (Figure 3A, avant vs après rayé). Le VOR de souris de l’imposture est restée inchangé après l’adaptation (Figure 3A, avant vs après sham). L’OKR des souris portant l’appareil rayé (Figure 3B) est comparable à la période avant le protocole VVM et de simulacre de souris. Figure 4 montre un exemple de quantification des gains VOR moyennes à une fréquence fixe de 0,5 Hz et à 40 degrés par seconde, avant et après le protocole VVM, pour les dispositifs rayés et sham. Il y a une diminution du gain fort après que souris portaient l’appareil rayé, tandis que les souris de l’imposture n’a pas eu de gain important changements. Effets de la diminution VOR essayé à différentes vitesses/fréquences ont été signalés par Carcaud et coll.11 et Idoux Al.15.
Figure 1 : Appareil de tête représentée avec les dimensions, en millimètres. Vues : (A) dos, côté (B), bas (C) et (D) aériennes. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Headpost représenté avec les dimensions, en millimètres. Fixe dans l’implantation chirurgicale, cette lumière (0,2 g) poly (acide lactique) headpost en plastique permet le blocage de l’appareil de l’adaptation à la souris et la tête-fixation de l’animal sur le plateau pendant les séances de vidéo-oculographie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Exemple brut des traces de mouvements oculaires lors de stimulations VOR et OKR. (Un, à gauche) Gauche : VOR jouées à 0,5 Hz à 40 ° /s et la stimulation optocinétique (B, droite) à une vitesse constante de 10 ° /s (ligne noire), dans le sens horaire, avant (lignes vertes) et après (jaune) portaient le dispositif (violet) rayé ou sham. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Exemple moyenne VOR et OKR gain valeurs après adaptation au dispositif soit rayé ou sham. Les gains ont été tracées selon durée (jours) pour le rayé (n = 10) et sham (n = 6) dispositifs de stimulations de 40 ° /s et 0,5 Hz pour le VOR (à gauche) et 10 ° /s le sens horaire pour l’OKR (à droite). Sur l’échelle de temps, « avant » jour représente le jour précédant l’adaptation et « jour 0" représente le jour lorsque le périphérique est supprimé. Barres d’erreur représentent l’écart-type, *** p < 0,001, non significatif. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Points | Modifications de poids de corps | Apparence physique | Comportement |
| 0 | aucun ou gain de poids | norme | aucun signe de détresse et de la locomotion normale |
| 1 | perte de poids < 10 % | aucun corps de toilettage | orientation de locomotion ou cage avec facultés affaiblies |
| 2 | perte de poids entre 10 et 20 % | déshydratation | -- |
| 3 | perte de poids > 20 % | plaies | tiques nerveux (p. ex. scratch, mordre) |
Tableau 1 : échelle Qualitative pour l’évaluation du bien-être. Voici les paramètres qualitatifs qui doivent être évalués au cours de la durée du protocole. Les modifications de poids somme, apparence physique et des scores de comportement ne devraient pas être supérieures à quatre points.
Fichier supplémentaires 1. Device.STL. s’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.
Fichier supplémentaire 2. Headpost.STL. s’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
La perturbation sensorielle à long terme décrite ici consiste en un décalage visuo-vestibulaire produit chez les souris se comporter librement. Pour implanter le dispositif qui souris portent pendant 14 jours, on procède par une chirurgie simple et courte à l’aide d’une trousse chirurgicale disponible dans le commerce. Souris récupérer en moins de 1 h de cette procédure d’implantation de headpost et ne présentent aucun signe associé de détresse de lui. Par la suite, dans l’exemple donné d’application du présent protocole, VOR et OKR sont mesurés à l’aide de la technique vidéo-oculographie. Néanmoins, ce protocole induite par le dispositif de formation à long terme pourrait servir à diverses expériences comme in vitro électrophysiologie1, imagerie neuronale et différents tests comportements. Le raisonnement derrière le développement de cette technique s’inspire de la méthode axée sur le prisme utilisée chez les humains et les singes. Cette technique, cependant, diffère parce qu’il entrave plutôt que modifie la vision. Il constitue donc, (dans sa forme actuelle) un cas extrême de la non-congruence visuo-vestibulaire. Les auteurs croient que les informations techniques fournies peuvent être utiles pour concevoir une version type prisme de l’appareil ou développement spécifique fonction restriction dispositifs16.
Faite d’un poly de lumière (0,9 g) (acide lactique) en plastique, l’appareil de tête a été conçu pour s’adapter à la tête d’une souris adulte jeune, permettant la protection de son museau et en laissant assez d’espace latéralement pour laisser le marié animal. La partie avant de l’appareil expose le bout du museau permettant l’alimentation et des comportements de toilettage. L’appareil est légèrement opaque, afin que l’animal est privé d’une vision précise de l’entourage, mais reçoit des lettres de stimulation de la luminance. Les implantations rayées et sham sont testées pour s’assurer que les effets mesurés soient due essentiellement à la disparité visuo-vestibulaire causée par le signal visuel contraste élevé durant les mouvements autoproduites du dispositif rayé et non par proprioceptive modification (c.-à-d.,, le poids du dispositif appliqué à la mouse´s tête et du cou).
Expérimentalement, les souris que portait l’appareil rayé a montré un important VOR gagner diminution de 50 % après la période d’apprentissage ; Pourtant, il peut y avoir une variabilité interindividuelle pour les valeurs de gain absolu. Imposture souris ont montré aucune VOR significative ne gain altérations, démontrant ainsi que la réduction de VOR est causée par le conflit sensoriel et pas de handicap moteur. En outre, jeunes souris (< P26) a montré VOR et OKR acquièrent des valeurs inférieures à plus vieux animaux17. Pour cette raison, animal âge doit être pris en compte lors de la planification de l’expérience. Enfin, les critères d’exclusion susmentionnée souris (section 4.5) sont une étape cruciale qui doit être suivie pour assurer le bien-être mais aussi de mettre en place des résultats fiables.
Un des avantages de ce protocole est le temps qu’il enregistre les expérimentateurs au cours de la période d’apprentissage, par rapport à d’autres types de protocoles d’adaptation de VOR/OKR. Jusqu'à présent, adaptation de VOR chez la souris a été étudiée par fixatrices de tête et de la formation de l’animal sur une rotation tourne-disque6,8,18,19, qui prend du temps, surtout quand un grand nombre d’animaux doit être une formation. Le protocole présenté permet la formation de plusieurs animaux en même temps et fait gagner du temps. En outre, dans ces expériences classiques, les formations sont généralement limitées à 1 h par jour, laissant de longues périodes de désapprendre putatif qui causent l’adaptation à une alternance itérée de l’apprentissage/désapprendre avec des dynamiques différentes20. Ici, la tête-fixation de l’appareil permet d’apprentissage continu. Un autre avantage est que la période d’apprentissage est générée dans une situation de champignon chanfreiné librement de se comporter, souris sont capables d’apprendre grâce à un éventail de mouvements de tête naturelles activement générées. Dans les protocoles classiques, l’animal est fixé à la tête tandis qu’étant passivement tourné sur le plateau tournant pour que l’apprentissage se produit à une stimulation déterminée (une seule fréquence, une vélocité)21 qui ne reflète pas l’aire de répartition naturelle des mouvements de la tête. Il est important de noter que le système vestibulaire encode mouvements différemment lorsqu’ils sont générés activement par le sujet ou lorsque l’extérieur appliquent10; ainsi, les mécanismes cellulaires déclenchés dans les deux situations peuvent également différer.
Dans l’ensemble, la méthodologie décrite est adaptée aux études combinées/in vivo/in vitro sur des adaptations sensorielles à long terme après un conflit visuel et/ou incompatibilité visuo-vestibulaire en comportement librement des souris. Conflits sensoriels sont une cause reconnue de mal des transports, qui est un champ qui a attiré récemment l’utilisation de souris22,23. Il a été démontré récemment que l’adaptation de gain causée par l’utilisation de cet appareil offre une protection contre le mal des transports lorsque les souris sont exposés à un stimulus provocateur15. Par conséquent, ce protocole pourrait servir à identifier les mécanismes cellulaires sous-jacents d’adaptation à un conflit sensoriel, ainsi que de développer des traitements contre le mal.
Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêt.
Remerciements
Nous remercions Patrice Jegouzo pour les dispositifs de tête et la headpost développement et la production. Nous remercions également P. Calvo, A. Mialot et E. Idoux pour leur aide dans l’élaboration des versions précédentes de l’appareil et le protocole VVM.
Ce travail a été financé par le Centre National des Etudes Spatiales, le CNRS et l’Université Paris Descartes. J. C. et M. B. reçoivent un soutien de l’ANR-13-CESA-0005-02 Français. F. F. B. et M. B. reçoivent un soutien de l’ANR-15-CE32-0007 Français.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Imprimante 3D | Ulimaker, USA | S5 | |
| Ciseaux émoussés | FST | 14079-10 | |
| Catalyst V | Sun Medical, Japon | LX22 | Bio-matériaux Parkell, Kit n° ; S380 |
| Dentalon Plus | Heraeus | 37041 | |
| Système et logiciel de suivi | oculaire Iscan | ETN200 | |
| Activateur vert | Sun Medical, Japon | VE-1 | Bio-matériaux Parkell, Kit n° ; S380 |
| Monomère | Sun Medical, Japon | MF-1 | Parkell bio-matériaux, Kit n° ; S380 |
| Ocrygel | TvmLab | 10779 | Pommade vétérinaire ophtalmique |
| Polymère L-type clair (ciment) | Sun Medical, Japon | TT12F | Parkell bio-matériaux, Kit n° ; S380 |
| Sketchup | Trimble | Logiciel de modélisation 3D utilisé pour le fichier de conception prêt à imprimer de l’appareil | |
| Plateau | Non disponible dans le commerce |
Références
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Réimpressions et autorisations
