Article de méthode

Des essais de feuilles détachées pour simplifier les études sur l'expression génique de la pomme de terre pendant l'infestation par l'insecte à mâcher Manduca sexta

DOI :

10.3791/59153

⸱

15 mai 2019

 ,  ,  , 
1Invasive Insect Biocontrol and Behavior Lab, United States Department of Agriculture (USDA), Agricultural Research Service (ARS), 2Genetic Improvement for Fruits and Vegetables Lab, USDA-ARS

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La méthode présentée crée des tissus végétaux naturels endommagés par l'herbivore grâce à l'application de larves de sexta de Manduca sur des feuilles détachées de pommes de terre. Le tissu végétal est mis en ligne pour l'expression de six homologs de facteur de transcription impliqués dans les réponses précoces à l'herbivorie d'insecte.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La nature multitrophique des études d'expression génique de l'herbivorie d'insecte exige un grand nombre de répliques biologiques, créant la nécessité de protocoles d'herbivorie plus simples et plus rationalisés. Les perturbations des insectes à mâcher sont généralement étudiées dans des systèmes végétaux entiers. Bien que cette stratégie de l'organisme entier soit populaire, il n'est pas nécessaire que des observations similaires puissent être reproduites en une seule feuille détachée. L'hypothèse est que les éléments de base requis pour la transduction du signal sont présents dans la feuille elle-même. Dans le cas d'événements précoces dans la transduction du signal, les cellules n'ont qu'à recevoir le signal de la perturbation et à transmettre ce signal aux cellules voisines qui sont astoyées pour l'expression des gènes.

La méthode proposée change simplement le moment du détachement. Dans des expériences végétales entières, les larves sont confinées à une seule feuille qui est finalement détachée de la plante et aventurée pour l'expression des gènes. Si l'ordre d'excision est inversé, de la dernière dans des études végétales entières, à la première dans l'étude détachée, l'expérience d'alimentation est simplifiée.

Solanum tuberosum var. Kennebec est propagé par transfert nodal dans un milieu de culture tissulaire simple et transféré au sol pour une croissance ultérieure si désiré. Les feuilles sont excisées de la plante mère et relocalisées dans les plats Petri où l'alimentation est effectuée avec les stades larvaires de M. sexta. Le tissu foliaire endommagé est mis en ligne pour l'expression d'événements relativement précoces dans la transduction du signal. L'analyse de l'expression génique a permis d'identifier des facteurs de transcription Cys2-His2 (C2H2) spécifiques à l'infestation, confirmant le succès de l'utilisation de feuilles détachées dans les études de réponse précoce. La méthode est plus facile à exécuter que les infestations de plantes entières et utilise moins d'espace.

Introduction

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Herbivory met en branle une série d'événements moléculaires au cours desquels une plante peut à la fois identifier l'attaque et monter une réponse appropriée pour sa survie. Une plante reçoit deux indices de base des insectes à mâcher; l'un des dommages physiques au tissu et l'autre de substances spécifiques aux insectes. Les modèles moléculaires associés aux dommages (DAMP) sont libérés en réponse aux dommages créés par les parties buccales larvaires etdéclenchent une réponse bien définie de blessure qui a comme conséquence une augmentation de l'acide jasmonique d'hormone et de la transcription des gènes de défense 1. L'un des DAMP les plus connus est la systemine, un polypeptide qui est formé par le clivage de la protéine prosystemine plus grande après une feuille est blessée2,3. La réponse de blessure d'acide jasmonique est encore modulée par des modèles moléculaires herbivore-associés (HAMPs), qui peuventêtre dérivés de la salive de chenille, du contenu d'intestin (régurgitant) et des excréments (frass) 4. Les insectes utilisent ces substances pour stimuler ou échapper à la réponse de la défense5. Les facteurs de transcription relaient alors le message des signaux hormonaux dans la réponse de défense par la régulation des gènes de défense en aval6,7,8.

Certaines études d'interaction plante-insectes utilisées en laboratoire sont du type simulé, dans le but d'approxirér la méthode naturelle d'alimentation de l'insecte. L'herbivorie simulée est généralement accomplie en créant des dommages artificiels aux tissus végétaux avec divers outils qui imitent le mécanisme spécifique des parties buccales d'insecte suffisantes pour causer la libération des DAMP et déclencher la production des gènes de défense. D'autres composants spécifiques aux insectes tels que les sécrétions orales ou régurgitants sont souvent ajoutés pour reproduire la contribution des HAMPs9,10,11. La création d'une taille et d'un type de plaies spécifiques et l'application de quantités précises de HAMP est un avantage pour ces types d'études et peuvent offrir des résultats plus reproductibles. Les études d'herbivorie naturelle, où les dommages aux tissus végétaux sont causés par l'application d'insectes acquis sur le terrain ou élevés en laboratoire, sont souvent plus difficiles parce que les quantités de plaies et de HAMP sont régies par le comportement des insectes et ajoutent de la variabilité à la données. Les méthodes naturelles par rapport aux méthodes simulées et leurs avantages et inconvénients sont bien débattus dans la littérature12,13,14.

Pour étudier les événements de signalisation précoce tels que les facteurs de transcription, un certain pourcentage de la feuille doit être consommé dans un laps de temps relativement court, de sorte que les larves doivent commencer à mâcher immédiatement et maintenir la consommation jusqu'à ce que la feuille soit congelée pour analyse. M. sexta est une mangeoire vorace sur plusieurs plantes solitaires au cours de plusieurs de ses stades larvaires, ce qui le rend idéal pour donner un maximum de dommages dans un laps de temps relativement court15. Ceci est pratique lors de l'étude des événements de signalisation précoce, comme la réponse de la plante se produit presque immédiatement après un insecte entre en contact avec la surface de la feuille16,17. La méthode de confinement couramment utilisée par la cage à agrafes s'avère maladroite, car plusieurs cages nécessiteraient des ajustements continus tout au long de l'expérience pour permettre l'enlèvement ou l'ajout de larves. Les feuilles doivent également être assez grandes et assez fortes pour supporter l'alimentation de plusieurs insectes en même temps. Ces types de plants de pommes de terre ont besoin d'une grande quantité d'espace pour observer l'alimentation. Les larves se déplacent souvent vers le dessous de la surface des feuilles, ce qui rend également les observations d'alimentation assez difficiles. L'utilisation de plantes entières pour effectuer ces expériences est clairement lourde.

L'étude actuelle utilise des feuilles détachées isolées dans les plats Petri plutôt que des plantes entières pour rationaliser et simplifier l'approche végétale entière à l'étude de l'herbivorie. L'application du protocole dans cette étude se limite à l'observation d'un groupe de facteurs de transcription C2H2 induits tôt dans les feuilles de pomme de terre après des dommages herbivores par les larves de M. sexta.

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Protocole

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REMARQUE : Le protocole suivant est conçu pour qu'une personne s'installe, fasse des observations et prérecueille des échantillons. Plusieurs exécutions d'une même configuration peuvent être combinées pour augmenter la réplication biologique. Toute répétition supplémentaire de l'expérience doit être mise en place en même temps de la journée pour éliminer les influences diurnes possibles sur l'expression des gènes. Le protocole est conçu pour créer 3 feuilles « infestées » pour 5 points de temps de récolte distincts. Les feuilles de commande assorties pour chaque point de temps créent un total de 30 échantillons. L'expérience peut être réalisée avec une variété de tailles de feuilles et d'étapes larvaires, mais il est recommandé que la taille des feuilles, le stade larvaire et le temps d'infestation soient uniformes tout au long de la procédure.

1. Préparation des plants de pommes de terre

REMARQUE: Toutes les étapes nécessitant une technique stérile doivent être effectuées dans une hotte de culture tissulaire18,19.

  1. Préparer les plantlets Kennebec à partir de la source d'explantation.
    1. Préparer le milieu de propagation.
      1. Ajouter 4,43 g de Murashige et Skoog (MS) avec de la poudre de vitamines, 20 g de saccharose et 2 g de substitut d'agar à 1 L d'osmose inverse (RO) purifiée dans un flacon de 2 L avec une barre de spin. Transférer le flacon dans une plaque à remuer et mélanger. Ajuster le pH à 5,8 à l'aide de NaOH tout en continuant à remuer.
        REMARQUE : L'agar ne se dissoudra pas tant qu'il n'aura pas été autoclaved.
      2. Ajouter 1 ml de conservateur/biocide et autoclave sur cycle liquide pendant 20 min (121 oC, 101,3 kPa). Retirer le milieu de l'autoclave immédiatement après la fin du cycle et le refroidir à 50 oC. Transférer 100 ml de vaisseaux de culture stériles et refroidis de propagation moyen à stérile (p. ex. Magenta ou Plantcon) à l'aide d'une technique stérile dans une hotte de culture tissulaire.
    2. Préparer le matériel d'explantation.
      1. Obtenir la source d'explantation comme pommes de terre de semence de Kennebec et enlever toutes les traces de sol en lavant avec le robinet H2O. Enlever les germes et les couper en morceaux de 2 cm avec un scalpel stérile.
      2. Stériliser les morceaux de germes en trempant pendant 15 s dans 70 % d'éthanol, suivi de 13 min dans 1:1 eau de Javel (1 partie RO-eau : 1 partie d'eau de Javel germicide/commerciale concentrée). Rincer 5 fois dans le H2O stérile.
      3. Transférer le matériel d'explantation aux vaisseaux stériles de culture de tissu avec le milieu de propagation dans une hotte de culture de tissu utilisant la technique stérile. Transférer les récipients dans une chambre de culture des tissus végétaux et pousser pendant 2 semaines 20123 ou jusqu'à ce que les plantules se forment à 24 oC, 16 h de lumière (140 'mol 'm-2's-1)/8 h photopériode foncée.
  2. Préparer des plants de pommes de terre de culture tissulaire propaganés par nodal.
    1. Préparer le milieu de transfert nodal.
      REMARQUE : Cela fera 10 récipients de culture de tissu qui peuvent être employés le même jour ou peuvent être faits à l'avance et stockés à 4 oC jusqu'au transfert nodal.
      1. Ajouter 36,43 g de mélange d'agar nutritif à 1 L d'eau purifiée dans un flacon de 2 L avec une barre de spin. Transférer le flacon dans une plaque à remuer et mélanger. Ajuster le pH à 5,8 à l'aide de KOH tout en continuant à remuer.
        REMARQUE : L'agar ne se dissoudra pas tant qu'il n'aura pas été autoclaved.
      2. Autoclave sur cycle liquide pendant 20 min (121 oC, 101,3 kPa). Retirer le milieu de l'autoclave immédiatement après la fin du cycle et le refroidir à 50 oC. Transférer 100 ml de récipients de transfert nodal refroidis stériles à des récipients de culture stériles (voir le Tableau des matériaux) en utilisant une technique stérile dans une hotte de culture tissulaire.
    2. Préparer les boutures nodales.
      1. Obtenir des plantules Kennebec cultivées à partir de matériaux d'explantation (produits à l'étape 1.1.2). Les plantlets doivent avoir au moins 3 à 4 nœuds (points de branche). Retirer les feuilles à l'aide de ciseaux stériles ou de scalpel. Couper les branches près de la tige principale, en laissant environ 2 mm de tissu de branche.
      2. Enlever les sections nodale de la tige en coupant environ 2 mm au-dessus et au-dessous de chaque point de branche ou noeud. Disposer les boutures nodales dans un récipient de culture tissulaire stérile contenant le milieu de transfert nodal (produit à l'étape 1.2.1.2) dans la même orientation que dans le vaisseau précédent (branche pointant vers le haut).
      3. Transférer les récipients avec des boutures nodales dans une chambre de culture de tissus végétaux et pousser pendant 2'u20123 semaines à 24 'C, 16 h de lumière (140 'mol'm -2's-1)/8 h photopériode sombre.
        REMARQUE : Chaque coupe nodale se transformera en nouveau plantlet. Le nombre de boutures dans chaque navire détermine la taille des feuilles. Moins de boutures transférées par navire se traduira par de plus grandes feuilles. Trois plantes par navire auront des feuilles de 15 mm x 20 mm en 2'u20123 semaines.
  3. (Facultatif) Préparer les plants de pommes de terre Kennebec cultivés dans le sol.
    REMARQUE : Pour produire de plus grandes feuilles, les plantuées de pommes de terre nadiques propagées peuvent être transférées au sol.
    1. Transférer les plantulets de pommes de terre cultivés dans le milieu de transfert nodal au sol en tirant doucement la plante du milieu jusqu'à ce que tout le tissu racinaire soit libéré de l'agar.
    2. Transférer au sol juste au-dessus du 1er nœud des racines et emballer légèrement le sol autour de la greffe. Arrosez doucement pour assurer le contact du sol avec le système racinaire.
    3. Placer dans une chambre de croissance avec une lumière de 16 h (140 'mol 'm-2's-1)/8 h photopériode sombre et 25/20 degrés Celsius de jour/nuit.
      REMARQUE : Les plantes sont prêtes lorsque les deux feuilles les plus agrandies ont atteint la taille appropriée pour l'assidu.
  4. (Facultatif) Préparer des plants de pommes de terre cultivés dans des tubercules.
    REMARQUE : Les plants de pommes de terre cultivés à partir de tubercules sont plus gros et plus robustes et peuvent être utiles si l'élevage des larves sur les plantes ou si l'alimentation larvaire de nuit est souhaitée.
    1. Placer un tubercule de pomme de terre 6 en profondeur dans un pot de 10 contenant du mélange de sol complété par 10 ml d'engrais à libération lente granulés.
    2. Placer dans une chambre de croissance avec une lumière de 16 h (140 'mol 'm-2's-1)/8 h photopériode sombre et 25/20 degrés Celsius de jour/nuit de température. Les plantes sont prêtes à environ 30'u201240 jours de plantation de tubercules.
      REMARQUE : N'utilisez pas de plantes qui ont commencé à fleurir.

2. Préparation des insectes pour l'alimentation

  1. Obtenir l'étape larvaire désirée de M. sexta.
    REMARQUE : Les larves de cette étude ont été rémunées sur le régime artificiel par le 5ème instar20 et mises en scène par un individu expérimenté de l'insectaire interne. Les larves peuvent également être rémunées partiellement ou complètement sur les tissus végétaux. Les larves ne mangent pas immédiatement avant une mue et sont plus susceptibles de manger juste après la mue, de sorte que la mise en scène appropriée est importante21.
  2. Transférer les larves dans un récipient de confinement approprié (p. ex., plat de culture tissulaire de 6, 12, 24 puits) selon la taille des larves. Il devrait y avoir une larve par puits dans le plat.
    REMARQUE : Les larves peuvent afficher un comportement territorial ou cannibale sans source de nourriture et peuvent se blesser si elles sont logées ensemble.
  3. (Facultatif) Les larves de fémin jusqu'à 2 h, car cela peut améliorer l'alimentation larvaire.
    REMARQUE : Les larves doivent se siévrer dans un récipient de confinement entreposé dans la chambre de croissance pendant cette période.

3. Configuration des composants pour l'expérience d'infestation

REMARQUE : Voir le résumé schématique de la figure 1.

  1. Faites des modèles de placement pour chaque point de récolte.
    REMARQUE: Il est utile de mettre en place 5 plateaux différents pour chaque point de temps de récolte. Cela permet d'organiser les échantillons et permet aux plats d'être déplacés plus efficacement comme un ensemble sans changer leur arrangement. Si des calculs en pourcentage des dommages sont effectués, cela est essentiel car les images avant et après l'infestation doivent être capturées à la même longueur focale.
    1. Obtenir 5 plateaux robustes capables de tenir un ensemble de six plats Petri de taille appropriée et la ligne avec du papier blanc.
      REMARQUE : La taille du plat Petri est basée sur la taille des feuilles choisie pour l'alimentation. La feuille doit s'insérer facilement dans le plat sans toucher les côtés. Par exemple, un plat de 60 mm x 15 mm convient aux feuilles jusqu'à 50 mm de longueur ou de largeur.
    2. Tracer un ensemble de six cercles à l'aide du plat Petri de taille appropriée sur le papier dans chaque plateau. Étiquetez un ensemble de cercles « contrôle » A, B et C et l'autre « infesté » A, B et C. Étiquetez également chaque modèle de placement avec le temps de récolte approprié.
  2. (Facultatif) Configurez une caméra pour la capture d'images « avant l'infestation » et « après l'infestation ».
    1. Fixez une caméra sur un support à la longueur focale appropriée pour la capture d'image de tous les plats Petri dans le modèle de placement.
  3. Étiqueter les tubes de temps de récolte.
    1. Étiqueter un ensemble de tubes microcentrifuges de 30, 1,7 mL correspondant à chaque cercle dans le modèle de placement. Étiqueter les tubes pour identifier de façon appropriée la perturbation (contrôle/infesté), la lettre de réplication de la plante (A, B ou C) et le point de temps de récolte (nombre de minutes après la période d'infestation).
  4. Préparer les plats Petri choisis à l'étape 3.1.1.
    1. Placez un disque de papier filtre stérile dans chacun des 30 plats Petri de l'étape 3.1.1. Ajouter de l'eau stérile pour humidifier les disques; ne laissez pas l'excès d'eau s'enclenfiler dans le plat. Placez chaque plat dans chacun des six cercles dans chaque modèle de placement.
    2. Placez trois plants de pommes de terre à côté de chaque modèle de placement. Assurez-vous que les plantes ont tous le même âge et la même taille relative.

4. Effectuer l'infestation

REMARQUE : Un modèle de point de temps de récolte/placement est mis en place à la fois.

  1. Retirer les deux feuilles supérieures assorties de chaque plante avec des ciseaux stériles et placer une feuille dans le plat Petri de contrôle et une dans le plat Petri infesté pour chaque plante (A, B et C). Effectuez ce processus le plus rapidement possible.
  2. (Facultatif) Transférer le modèle de placement sur le support de la caméra pour capturer une image « avant l'infestation ».
  3. Transférer les larves dans chaque plat infesté à l'aide de forceps tactiles douces le plus rapidement possible. Définir la minuterie pour le temps d'infestation souhaité.
    REMARQUE : La période pendant laquelle les larves consomment le tissu foliaire est le « temps d'infestation ». C'est quelque chose qui peut être déterminé empiriquement à l'aide de quelques feuilles/larves d'essai avant le début de l'infestation réelle. Le « temps d'infestation » choisi doit être uniforme pour toutes les feuilles infestées.
    REMARQUE : Les larves doivent être manipulées avec soin par des forceps tactiles douces. 2ème à 4ème instar peut être saisi doucement par leur corne ou section médiane.
  4. Observez l'alimentation pour vous assurer que toutes les larves mangent. Les larves doivent être ajoutées/enlevées en fonction du comportement alimentaire. Gardez les couvercles sur la vaisselle Petri autant que possible.
    REMARQUE : Plusieurs larves peuvent être utilisées par feuille.
  5. Retirer les larves des feuilles à la fin du temps d'infestation. Démarrer la minuterie pour le temps de récolte.
  6. (Facultatif) Transférer le modèle de placement sur le support de la caméra pour capturer l'image « après l'infestation ».
    REMARQUE : Les six feuilles du modèle de placement sont récoltées au moment précis de la récolte.

5. Récolte des feuilles

  1. Transférer chaque feuille dans le tube étiqueté correspondant à la fin de chaque point de récolte et congeler immédiatement en laissant tomber le tube dans le liquide N2. Conserver les tissus végétaux récoltés à -80 oC jusqu'à l'isolement de l'ARN.
  2. Répétez les étapes 4-u20125.1 pour chaque point de récolte.

6. Traitement du tissu foliaire pour l'analyse de l'expression génique

  1. Broyer le tissu foliaire congelé en poudre à l'eau à l'eau.
  2. Isoler l'ARN total et le processus pour l'expression des gènes comme décrit précédemment22.

7. (facultatif) Estimation des dommages causés aux feuilles

  1. Estimer visuellement le pourcentage des dommages causés aux feuilles ou calculer la superficie des feuilles dans les images avant et après l'infestation.
  2. Mesurer la zone des feuilles à l'égard d'outils logiciels (p. ex. Phénophyte)23.
  3. À partir des mesures de la zone foliaire, calculez le pourcentage des dommages
    % de dommages - [(zone de feuille avant la zone des feuilles après)/zone de la feuille avant] x 100.

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Résultats

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La consommation de feuilles définit le succès du protocole. Les larves saines et bien mises en scène devraient commencer à se nourrir immédiatement après le placement à la surface des feuilles et l'alimentation devrait se poursuivre de façon assez cohérente tout au long du temps d'infestation. Dans la vidéo 1, la larve au sommet commence à mâcher immédiatement après le placement et maintient un taux constant pendant l'alimentation. Ceci est particulièrement important si l...

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Discussion

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L'utilisation de méthodes d'herbivorie végétale s'enclenchent ensemble n'est pas nécessaire pour atteindre l'objectif de cette étude particulière (c.-à-d. examiner un ensemble de gènes candidats pour leur réponse à l'infestation). L'avantage évident du raffinement détaché de feuille est de raccourcir le temps qu'il prend pour effectuer des essais d'herbivorie. La nature lourde des plantes entières avec des cages à clip est éliminée et les essais sont effectués plus tôt, puisque des plantes aussi jeunes que 2 semaines peu...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tenons à remercier Bob Farrar et Alexis Park d'avoir fourni des insectes utilisés dans cette étude et de leur expertise dans la mise en scène larvaire. Merci également à Michael Blackburn et Saikat Ghosh pour l'examen critique du manuscrit.

La mention des noms commerciaux ou des produits commerciaux dans cette publication vise uniquement à fournir des renseignements précis et n'implique pas de recommandation ou d'approbation par le ministère de l'Agriculture des États-Unis.

L'USDA est un fournisseur et un employeur de l'égalité des chances.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Le produitG3251PhytoTechnology Laboratories
un récipient de confinement Gelzan (plat de 6, 12 ou 24 puits)Fisher Scientific  ;08-772-49, 08-772-50, 08-72-51de nombreuses autres entreprises vendent ces produits
Manduca Eggs  ;Carolina Biological Supply Company14388030-50 œufs
œufs de manduca  ;Ver des Grands LacsNA50, 100, 250 ou 500 œufs
larves de manducaCarolina Biological Supply Companydemander des larves spécifiques pour un stade larvairedes
larves de manduca larves de manducades Grands Lacs pour desdemandes spécifiques pour un stade larvairepour des
stade Tubes de microcentrifugation pour un stade entier, 1,7 ml  ;Thomas Scientific1158R22ceux-ci ont été testés dans du N2 liquide et n’exploseront pas
Murashige & Skoog (MS) Milieu de base avec vitaminesPhytoTechnology LaboratoriesM519utilisé pour fabriquer le milieu de multiplication
mélange de gélose nutritivePhytoTechnology LaboratoriesM5825le produit est Murashige & Skoog Basal Medium avec vitamines, saccharose et
disques filtrants en papierFisher Scientific  ;09-805ACercles Whatman-achat pour s’adapter à la boîte de Pétri boîte
Pétri, 60X15 mm ou 100X15 mmFisher Scientific  ;FB0875713A ou FB0875712taille d’achat appropriée pour
les tubercules de pomme de terren’importe quelletaille B (non biologique)suggérer Maine Farmer' s Pots d’échange
, 10"  ;Griffin Greenhouse Supplies, Inc.41PT1000CN2
conservateur/biocidePlant Cell TechnologyLeproduit NA est PPM (Plant Preservation Mixture)
pommes de terre de semence pour explant sourcen’importe quelletaille B (non biologique)suggérer Maine Farmer' s
Engrais à libération lente d’échange (14-14-14 )anyNAOsmocote est une
pince de marque populaire au toucherdoux BioQuip4750
mélange de solGriffin Greenhouse Supplies, Inc.65-51121est un récipient de culture stérile à mélange Sunshine LC1
.PhytoTechnology LaboratoriesC2100Récipient de type Magenta, récipient de culture stérile PTL-100
  ;Fisher Scientific  ;ICN2672206produit est MP Biomedicals Plantcon
de est pour demandes spécifiques pour un Gelzan de de la taille des feuilles.

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Choi, H. W., Klessig, D. F. DAMPs, MAMPs, and NAMPS in plant innate immunity. BMC Plant Biology. 16, 1-10 (2016).
  2. Pearce, G., Strydom, D., Johnson, S., Ryan, C. A. A polypeptide from tomato leaves induces wound-inducible proteinase inhibitor proteins. Science. 253, 895-897 (1991).
  3. Savatin, D. V., Gramegna, G., Modesti, V., Cervone, F. Wounding in the plant tissue: the defense of a dangerous passage. Frontiers in Plant Science. 470 (5), 1-11 (2014).
  4. Basu, S., Varsanit, S., Louis, J. Altering Plant Defenses: Herbivore-Associated Molecular Patterns and Effector Arsenal of Chewing Herbivores. Molecular Plant-Microbe Interactions. 31, 13-21 (2018).
  5. Chung, S. H., et al. Herbivore exploits orally secreted bacteria to suppress plant defenses. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 110, 15728-15733 (2013).
  6. Chen, M. -S. Inducible direct plant defense against insect herbivores: A review. Insect Science. 15, 101-114 (2008).
  7. Howe, G. A., Major, I. T., Koo, A. J. Modularity in jasmonate signaling for multistress resilience. Annual Review of Plant Biology. 69, 387-415 (2018).
  8. War, A. R., et al. Plant defence against herbivory and insect adaptations. AoB PLANTS. 10 (4), 1-19 (2018).
  9. McCloud, E. S., Baldwin, I. T. Herbivory and caterpillar regurgitants amplify the wound-induced increases in jasmonic acid but not nicotine in Nicotiana sylvestris. Planta. 203, 430-435 (1997).
  10. Schittko, U., Hermsmeier, D., Baldwin, I. T. Molecular interactions between the specialist herbivore Manduca sexta (Lepidoptera, Sphingidae) and its natural host Nicotiana attenuate: II. Accumulation of plant mRNAs responding to insect-derived cues. Plant Physiology. , 701-710 (2001).
  11. Halitschke, R., Schittko, U., Pohnert, G., Boland, W., Baldwin, I. T. Molecular interactions between the specialist herbivore Manduca sexta (Lepidoptera, Sphingidae) and its natural host Nicotiana attenuate. III. Fatty acid-amino acid conjugates in herbivore oral secretions are necessary and sufficient for herbivore-specific plant responses. Plant Physiology. 125, 711-717 (2001).
  12. Lortzing, T., et al. Transcriptomic responses of Solanum dulcamara to natural and simulated herbivory. Molecular Ecology Resources. 17, 1-16 (2017).
  13. Hjältén, J. Simulating herbivory: problems and possibilities. Ecological Studies. 173, 243-255 (2004).
  14. Lehtilä, K., Boalt, E. The use and usefulness of artificial herbivory in plant-herbivore studies. Ecological Studies. 173, 257-275 (2004).
  15. Schittko, U., Preston, C. A., Baldwin, I. T. Eating the evidence? Manduca sexta larvae can not disrupt specific jasmonate induction in Nicotiana attenuata by rapid consumption. Planta. 210, 343-346 (2000).
  16. Zebelo, S. A., Maffei, M. E. Role of early signalling events in plant-insect interactions. Journal of Experimental Botany. 66, 435-448 (2015).
  17. Maffei, M. E., Mithofer, A., Boland, W. Before gene expression: early events in plant-insect interaction. Trends in Plant Science. 12, 310-316 (2007).
  18. Goodwin, P. B., Adisarwanto, T. Propagation of potato by shoot tip culture in Petri dishes. Potato Research. 23, 445-448 (1980).
  19. Goodwin, P. B. Rapid propagation of potato by single node cuttings. Field Crops Research. 4, 165-173 (1981).
  20. Martin, P. A. W., Blackburn, M. B. Using combinatorics to screen Bacillus thuringiensis isolates for toxicity against Manduca sexta and Plutella xylostella. Biological Control. 42, 226-232 (2007).
  21. Bell, R. A., Joachim, F. G. Techniques for rearing laboratory colonies of tobacco hornworms and pink bollworms. Annals of the Entomological Society of America. 69 (2), 365-373 (1976).
  22. Lawrence, S. D., Novak, N. G. The remarkable plethora of infestation-responsive Q-type C2H2 transcription factors in potato. BMC Research Notes. 11, 1-7 (2018).
  23. Green, J. M., et al. PhenoPhyte: a flexible affordable method to quantify 2D phenotypes from imagery. Plant Methods. 8 (45), 1-12 (2012).
  24. Lawrence, S. D., Novak, N. G., Jones, R. W., Farrar, R. R. Jr, Blackburn, M. B. Herbivory responsive C2H2 zinc finger transcription factor protein StZFP2 from potato. Plant Physiology and Biochemistry. 80, 226-233 (2014).
  25. Korth, K. L., Dixon, R. A. Evidence for chewing insect-specific molecular events distinct from a general wound response in leaves. Plant Physiology. 115, 1299-1305 (1997).
  26. Browne, R. A., Cooke, B. M. Development and evaluation of an in vitro detached leaf assay for pre-screening resistance to Fusarium head blight in wheat. European Journal of Plant Pathology. 110, 91-102 (2004).
  27. Browne, R. A., et al. Evaluation of components of fusarium head blight resistance in soft red winter wheat germ plasm using a detached leaf assay. Plant Disease. 89, 404-411 (2005).
  28. Michel, A. P., Rouf Mian, M. A., Davila-Olivas, N. H., Canas, L. A. Detached leaf and whole plant assays for soybean aphid resistance: differential responses among resistance sources and biotypes. Journal of Economic Entomology. 103, 949-957 (2010).
  29. Sharma, H. C., Pampapathy, G., Dhillon, M. K., Ridsdill-Smith, J. T. Detached leaf assay to screen for host plant resistance to Helicoverpa armigera. Journal of Economic Entomology. 98, 568-576 (2005).
  30. Vivianne, G. A. A., et al. A laboratory assay for Phytophthora infestans resistance in various Solanum species reflects the field situation. European Journal of Plant Pathology. 105, 241-250 (1999).
  31. Kamoun, S., et al. A gene encoding a protein elicitor of Phytophthora infestans is down-regulated during infection of potato. Molecular Plant-Microbe Interactions. 10, 13-20 (1997).
  32. Nowakowska, M., Nowicki, M., Kłosińska, U., Maciorowski, R., Kozik, E. U. Appraisal of artificial screening techniques of tomato to accurately reflect field performance of the Late Blight resistance. Plos One. 9, e109328(2014).
  33. Arimura, G., et al. Herbivory-induced volatiles elicit defence genes in lima bean leaves. Nature. 406, 512-515 (2000).
  34. Erb, M. Volatiles as inducers and suppressors of plant defense and immunity-origins, specificity, perception and signaling. Current Opinion in Plant Biology. 44, 117-121 (2018).
  35. Hasegawa, S., et al. Gene expression analysis of wounding-induced root-to-shoot communication in Arabidopsis thaliana. Plant, Cell and Environment. 34, 705-716 (2011).
  36. Ryan, C. A., Moura, D. S. Systemic wound signaling in plants: A new perception. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 99, 6519-6520 (2002).
  37. Hilleary, R., Gilroy, S. Systemic signaling in response to wounding and pathogens. Current Opinion in Plant Biology. 43, 57-62 (2018).
  38. Carolina Biological Supply Company. Hornworms. , Available from: https://www.carolina.com/hornworm/hornworms/FAM_143880.pr (2018).
  39. Great Lakes Hornworm. Products. , Available from: https://www.greatlakeshornworm.com/products/ (2018).
  40. The Board of regents of the University of Wisconsin System. Manduca. , Available from: http://labs.russell.wisc.edu/manduca/lifecycle/ (2018).
  41. Raising Manduca sexta. , Available from: https://acad.carleton.edu/curricular/Biol/resources/rlink/description2.html (2018).
  42. Berkley, C. Teach life cycles with the tobacco hornworm. , Available from: https://www.carolina.com/teacher-resources/Interactive/teach-life-cycles-with-the-tobacco-hornworm/tr30179.tr (2018).
  43. Chung, S. H., et al. Host plant species determines symbiotic bacterial community mediating suppression of plant defenses. Scientific Reports. 7, 1-13 (2017).

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