Injection directe d’un vecteur Lentiviral met en évidence plusieurs voies motrices de la moelle épinière de Rat

Résumé

Ce protocole montre l’injection d’un vecteur viral marqués transportable dans les tissus de la moelle épinière de rat. Le vecteur est absorbé au niveau de la synapse et transporté vers le corps cellulaire des neurones de la cible. Ce modèle convient pour un traçage rétrograde des voies importantes de la colonne vertébrale ou ciblage des cellules pour des applications de la thérapie génique.

Résumé

Introduction des protéines d’intérêt dans les cellules du système nerveux est difficile en raison des barrières biologiques innées qui limitent l’accès à la plupart des molécules. Injection directement dans le tissu médullaire permet de contourner ces obstacles, donnant accès à des corps cellulaires ou synapses où les molécules peuvent être incorporés. Combinant la technologie vecteur viral avec cette méthode permet l’introduction de gènes cibles dans le tissu nerveux dans le but de la thérapie génique ou traçage des voies. Ici, un virus conçu pour le transport rétrograde très efficace (HiRet) est introduit au niveau des synapses des interneurones propriospinales (PNs) pour encourager le transport spécifique de neurones de la moelle épinière et les noyaux du tronc cérébral. Ciblage PNs tire parti des nombreuses connexions qu’ils reçoivent de voies motrices telles que les tracts rubrospinaux et réticulospinales, ainsi que leur interconnexion avec les autres dans l’ensemble des segments de la moelle épinière. Représentant suivi à l’aide du vecteur HiRet constitutivement actif protéine fluorescente verte (GFP) montre haute fidélité détails de corps cellulaires, les axones et les arbres dendritiques dans PNs thoraciques et dans les neurones réticulospinales dans la formation réticulée pontique. HiRet intègre bien dans les voies du tronc cérébral et PNs, mais montre l’intégration dépendant âge dans les neurones du faisceau pyramidal. En résumé, l’injection de la moelle épinière à l’aide de vecteurs viraux est une méthode appropriée pour l’introduction de protéines d’intérêt dans les neurones des secteurs ciblés.

Introduction

Vecteurs viraux sont des outils biologiques importants qui peuvent introduire le matériel génétique dans les cellules afin de compenser les gènes défectueux, protéines de croissance important de réguler positivement ou fabriquer des protéines de marqueur qui mettent en valeur la structure et les connexions synaptiques de leurs cibles. Cet article se concentre sur l’injection directe d’un vecteur lentiviral marqués transportable très efficace dans la moelle épinière de rat afin de faire ressortir les grandes voies motrices avec traçage fluorescente.  Cette méthode est aussi très appropriée pour des études de régénération et repousse axonales d’introduire des protéines d’intérêt dans les diverses populations de neurones et a été utilisée pour faire taire les neurones pour cartographie fonctionnelle études^1,2.

Nombreux détails anatomiques des voies motrices la colonne vertébrale ont été élucidées par des études de l’injection directe à traceurs classiques tels que BDA et fluoro-or^{3,4,5,6,7 , 8}. ces traceurs sont considérées comme l’étalon-or mais peuvent avoir certains inconvénients tels que l’absorption par les axones endommagés, ou axones dans passage de la substance blanche entourant une injection site^9,10,11 . Cela pourrait conduire à des interprétations erronées de la connectivité de la voie et peut être un inconvénient dans les études de régénération où absorption du colorant par des axones endommagés ou dissociées pourrait être confondu avec pour régénérer les fibres au cours de l’analyse ultérieure¹².

Vecteurs lentiviraux sont populaires dans les études de thérapie génique, puisqu’elles fournissent une expression stable et à long terme dans les populations neuronales^{13,14,15,16,17,18 ,},¹⁹. Cependant, traditionnellement emballés vecteurs lentiviraux peut avoir limité transport rétrograde et peuvent déclencher la réponse du système immunitaire lorsqu’il est utilisé en vivo^4,20,,²¹. Un vecteur de transport rétrograde très efficace appelé HiRet a été produit par Kato et al. en modifiant l’enveloppe virale avec une glycoprotéine de virus de la rage pour créer un vecteur hybride qui améliore le transport rétrograde^22,23.

Traçage rétrograde introduit un vecteur dans l’espace synaptique d’un neurone cible, lui permettant d’être absorbés par l’axone de la cellule et transportés vers le corps cellulaire. Transport avec succès des HiRet a été démontrée de synapses neuronales dans le cerveau des souris et des primates^23,24 et du muscle dans les motoneurones²². Ce protocole montre l’injection dans la moelle lombaire, en ciblant spécifiquement les terminaux synaptiques de propriospinales interneurones et des neurones du tronc cérébral. PNs recevoir des connexions de plusieurs différentes voies spinales et peuvent donc être utilisés pour cibler une population diverse de neurones de la moelle épinière et du tronc cérébral. Neurones marqués dans cette étude représentent des circuits qui innervent les motoneurones piscines relatives à la fonction motrice du membre postérieur. Étiquetage robuste est vu dans la moelle épinière et le tronc cérébral, y compris des détails de haute fidélité de tonnelles dendritiques et terminaisons axonales. Nous avons aussi utilisé cette méthode dans les études précédentes au sein de la moelle épinière cervicale d’étiqueter propriospinales et tronc cérébral de voies réticulospinales²⁵.

Ce protocole montre l’injection d’un vecteur viral dans la moelle épinière lombaire d’un rat. Comme on le voit dans le film 1, l’incision est ciblée en identifiant la vertèbre L1 située à la dernière côte. Cela est utilisé comme un point de repère caudale pour une incision de 3-4 cm qui expose la musculature sur la moelle épinière L1-L4. Laminectomies des aspects dorsales des vertèbres T11-T13 sont effectués et une aiguille de verre biseauté est réalisée 0,8 mm latéral de la ligne médiane et abaissé de 1,5 mm profondément dans la matière grise pour injecter le virus.

Protocole

Toutes les procédures de soins chirurgicaux et animaux suivants ont été approuvés par la protection des animaux et utilisation Committee de la Temple University.

1. pré-chirurgicale préparations

1. Préparer le verre tiré aiguilles pour injection virale quelques jours avant une intervention chirurgicale à l’aide de 3,5 nanolitres verre pipettes capillaires conçus pour injecteurs nanolitre. Tirez chaque pipette sur un extracteur d’aiguille en deux étapes selon les instructions du fabricant pour créer deux modèles d’aiguille.
2. Affiner la pointe des modèles aiguille en coupant environ 1 à 2 mm de verre excès avec microciseaux. Taille de l’ouverture approximative mesure sous un microscope avec une lame de microscope d’étalonnage pour isoler les aiguilles avec des ouvertures de 30 à 40 µm.
3. Avec l’aiguille positionnée à 30°, utilisez une chanfreineuse micropipette pour créer une pointe avec une ouverture de 30 à 40 µm et un angle de biseau 45°. Vérifiez la largeur de l’ouverture avec le vernier sur la diapositive de calibration. Passer l’eau et l’éthanol par l’aiguille de verre avec une seringue avec un attachement aiguille flexible pour évacuer les débris et marquer l’aiguille à intervalles réguliers avec un marqueur noir.
4. Placer les aiguilles dans une boîte de pétri couvert préalablement nettoyés avec l’éthanol à 70 % et stériliser pendant 30 min dans une hotte de sécurité biologique sous la lumière UV.
5. Préparer les lentivirus HiRet en enlevant un volume convenable du congélateur immédiatement avant l’intervention.
   Remarque : Un volume convenable comprend le montant nécessaire pour l’injection (1 µL par injection x nombre d’injections) plus une petite quantité de volume supplémentaire pour tenir compte de pipetage et de pertes de charge. Transporter et stocker le virus sur la glace quand pas en service.
6. Préparer l’injecteur en branchant dans la micropompe et en le plaçant dans un micromanipulateur avec une échelle de Vernier.
7. Pour préparer l’aiguille de verre, soigneusement charger un colorant de couleur tels que l’huile rouge avec une seringue munie d’une aiguille souple. Veiller à ce qu’aucune bulle ne reste dans l’aiguille. Utiliser une technique aseptique lors de la manipulation de l’aiguille et s’abstenir de toucher la pointe.
8. Introduire l’aiguille de verre dans l’injecteur, s’assurer que l’aiguille est enfoncée correctement dans les rondelles, le bouchon de l’injecteur est vissé sur l’aiguille de l’injecteur en acier est étendu usées aux ¾ environ la longueur de l’aiguille de verre. Virus peut être chargé dans l’aiguille à une étape ultérieure.

2. anesthésie et préparation du site opératoire

1. Peser l’animal sur une échelle numérique. Noter le poids préopératoire pour déterminer le volume d’anesthésie nécessaire et permettant le suivi de post-chirurgie de poids. Rats Sprague-Dawley femelles environ 200 et 250 g ont été utilisés dans le présent protocole.
2. Anesthésier le rat en utilisant une solution injectée de kétamine/xylazine ou inhalation isoflurane (k / x). Ici, la kétamine est injectée par voie intrapéritonéale à 67 mg/kg et de xylazine à une posologie de 6,7 mg/kg.
3. Confirmer un plan anesthésique approprié en pinçant le pied fermement. En cas de retrait réflexive, attendre quelques minutes supplémentaires avant de procéder.
   Remarque : Respectez aussi les moustaches, les yeux et les rythme de la respiration des signes de conscience. Si les moustaches sont secousses, l’oeil clignote quand on la touche doucement ou la respiration est rapide et peu profonde, attendez que le plan anesthésique est plus loin pour aller de l’avant avec le protocole. Aussi surveiller ces signes tout au long de la chirurgie laminectomie et injection. Si l’animal affiche un plan anesthésique peu profond, administrer une piqûre de rappel de kétamine seule égale à la moitié l’original k / x dosage.
4. Raser le rat le long de la ligne dorsale médiane de la hanche jusqu'à l’angle inférieur de l’omoplates. Tendre la peau de l’animal pour un rasage plus facile et plus précis.
5. Pommade ophtalmique à deux yeux.
6. Appliquer l’antiseptique sur la zone rasée à stériliser le site. Pour le premier gommage, faire tremper de gaze stérile avec une solution de 5 % d’iode et essuyer de suite tous les cheveux et les débris. Suivez ce avec un balayage unidirectionnel avec une gaze stérile imbibée d’éthanol à 70 %, afin qu’aucune zone n’est contacté deux fois. Utiliser cette même technique avec une alternance de deux fois plus l’iode et gaze imbibé d’éthanol.

3. préparation de terrain et instrument chirurgicale

1. Préparer une série des outils chirurgicaux stérilisés à l’autoclave qui incluent un scalpel, pinces-gouges, pinces de dent de rat, printemps ciseaux, une pince hémostatique, pointe moyenne curved forceps et rétracteurs ou hameçons lestés par déballer l’emballage stérile pour créer un champ stérile.
2. Ouvrir un paquet de gants chirurgicaux stériles et placer l’écharpe gant stérile sur la table. L’utiliser comme un champ stérile supplémentaire pour les outils utilisés pour prévenir la contamination de l’emballage stérile.
3. Déposez une lame de bistouri #10 dans le champ stérile. Fixez la lame à un manche avec une pince hémostatique. Sérum physiologique stérile position 4,0 suture catgut chromique et matériaux pour contrôler le saignement comme un cauterizer, gaze stérile, stériles cotons-tiges (pour les saignements de muscle), ou gélatine ou bonewax (pour les saignements de l’OS) dans un endroit accessible.
4. Récupérer l’animal, puis définissez-la sur un chiffon stérile. Placez la gaze sous la vessie pour recueillir l’urine. Soulever la zone ciblée avec une serviette roulée sous l’abdomen. Si possible, placez un coussin de chauffage chirurgicale sous le tissu stérile, surtout pour des procédures plus longues.
   Remarque : La stérilité est importante pendant l’opération de survie. Garder un flacon pulvérisateur de l’éthanol à 70 % sur la main pour maintenir la stérilité des mains gantées et un stérilisateur de perle d’utilisation si la stérilité de l’instrument est compromise, ou entre différentes chirurgies.

4. exposer la colonne vertébrale et l’identifiant une laminectomie

1. Repérer la zone où une incision de la peau se fera en appuyant les doigts doucement à la dernière côte pour localiser la vertèbre L1. En utilisant ce monument, faire une incision cutanée de 3 à 4 cm avec un bistouri #10 se terminant juste inférieure à la L1 pour exposer le muscle. Tendez la peau tendue par la diffusion douce et appuyez fermement avec la lame de bistouri pour assurer une incision propre.
2. Couper et répandre les graisses de surface avec pinces et ciseaux si nécessaire. (Selon sur la vertèbre de cible, il peut ou ne pas être un gros coussinets adipeux superficielle du muscle).
3. Ressentez les apophyses épineuses avec le plat de la lame de bistouri ou un doigt. La zone médiane sera souvent décrit par un « V » de carénage blanc de chaque côté. Faire une petite coupure rostrale de laisser la place à accrocher solidement à un processus supérieur avec une pince de dent de rat, puis faire 2 longues coupes profondes au plus près les processus que possible. Au plus profond de la coupe, la face dorsale de la vertèbre peut se faire sentir avec la lame de bistouri.
4. Tenir les muscles latéraux côté avec rétracteurs ou hameçons lestés pour améliorer la visibilité. Muscle clair autour des processus avec un scalpel, des ciseaux de printemps ou des pinces-Gouges pour déterminer la forme de leur tête.
   Remarque : N’oubliez pas que la moelle épinière ne couvre pas toute la longueur de la colonne vertébrale, la moelle épinière tissu s’arrête plus tôt dans le développement de l’os de plus en plus. Cela signifie que le niveau cible de la colonne vertébrale peut être sous une vertèbre nommée différemment.
5. Localiser le T11 et les processus de T12 et de T13 attenants.
   Remarque : Aide pour cibler les bons niveaux vertébraux se trouvent dans un atlas de la moelle épinière de rat et de précédentes études décrivant des points de repère dans la souris, ce qui a un très similaire structure vertébrale^6,,³³. Laisser une apophyse rostral tels que T9 pour donner un point de repère de la ligne médiane.

5. effectuer une laminectomie

1. Une fois que la zone cible a été correctement identifiée, effectuer les laminectomies des aspects dorsales de T11-T13. Délicatement étalées les vertèbres pour révéler les ligaments intervertébraux, qui sont de bons sites pour insérer les pinces-Gouges pour la morsure initiale de l’os. Tenez les pinces-gouges en position mi-clos pour augmenter un contrôle précis.
2. Supprimer les apophyses épineuses et l’aspect dorsal des vertèbres en prenant de petites bouchées avec les pinces-gouges. Veillez à ne pas endommager la moelle épinière ou de déranger le dura. Soulevez légèrement avec la pince de dent de rat pour aider à tirer de la moelle épinière de la vertèbre et diminuer la tendance à frapper les tissus de la moelle épinière.
3. Nettoient les os de la ligne médiane pour que le vaisseau sanguin de la ligne médiane peut être observé. Laissez une fenêtre qui clairement les tissus de la moelle épinière et sont exempts de débris.
4. Toucher doucement la moelle épinière avec une pince. Certains animaux peuvent sauter par réflexe même si leur avion anesthésique est profonde. Appliquer quelques gouttes d’un agent anesthésiant comme la lidocaïne directement à la moelle épinière pour empêcher sauter pendant la procédure d’injection.
5. Fixez l’animal dans un support de la colonne vertébrale en serrant la pince stabilisateur d’apophyses épineuses rostrales et caudales vers la fenêtre de laminectomie. Soulever l’abdomen de l’animal à l’aide de la titulaire de la colonne vertébrale pour annuler l’effet des mouvements de respiration. Cela sera augmenter la stabilité de l’aiguille et la profondeur appropriée d’injection.

6. chargement de virus et de positionnement de l’injecteur

1. Charger le virus dans l’injecteur par pipetage environ 5 µL sur un morceau de parafilm et le positionnement de l’aiguille pour que la pointe soit à l’intérieur de la goutte.
2. La micropompe permet de retirer jusqu'à 4 µL du virus à un taux de 20 à 100 nL/s.
3. Placez le contrôleur à injecter et à libérer une petite quantité de virus de l’aiguille afin d’assurer que la pointe de l’aiguille n’est pas bloquée. Essuyez l’excès virus avec une lingette de laboratoire.
   Remarque : Une seringue de Hamilton avec une aiguille d’acier peut servir comme alternative aux pipettes en verre tiré.
4. Positionner le micromanipulateur afin que le vernier est visible et placez l’aiguille à la ligne médiane de la moelle épinière.
   Remarque : La ligne médiane peut parfois se trouver par un gros vaisseau sanguin en cours d’exécution sur la surface antérieure de la moelle épinière. Toutefois, cela peut varier chez les rats individuels et ciblage de la ligne médiane doit être confirmée par comparaison avec une apophyse intact.
5. Diriger l’aiguille latéralement de 0,8 mm à l’aide de l’échelle de Vernier sur le micromanipulateur.
6. Piquez l’aiguille à la moelle épinière jusqu'à ce qu’elle est mise en retrait, mais ne pas de perforation, la dure-mère. À l’aide d’un rapide mouvement de torsion, perforer la dura avec l’aiguille jusqu'à ce qu’il a coulé à une profondeur de 1,5 mm.

7. injection de virus dans la moelle épinière

1. Une fois que l’aiguille est en place, programme l’injecteur à injecter à un taux de 400 nL/min. confirmer que le virus pénètre dans la moelle épinière en observant l’état d’avancement de la façade de colorant. Il devrait y avoir aucune fuite évidente ou gonflement du tissu médullaire. Si la fuite est observée, cela parfois peut être atténué en réduisant la vitesse d’injection élevée à 200 nL/min.
2. Une fois l’injection terminée, laissez l’aiguille se reposer dans la moelle épinière pour 2 à 5 min (selon le volume injecté) afin de faciliter la diffusion du virus.
3. Lentement, retirer l’aiguille et déplacer vers le prochain point d’injection. Injecter 1 µL de virus dans chacun des 6 sites également espacés le long de la longueur du tissu spinal L1-L4 environ 1 mm. La même aiguille sont utilisables pour chaque injection, tant qu’il continue à fonctionner correctement.

8. wound care fermeture et post-operative

1. Retirer le support de la colonne vertébrale de l’animal et souscrire à enrouleurs ou crochets utilisés pour propager le muscle latéral. Veiller à ce que la plaie est exempte de tous les débris avant de se fermer.
2. Suture du muscle à l’aide d’une suture catgut chromique 4.0. Couper les fils de suture près du noeud à réduire le risque d’irritation de la peau interne.
3. Agrafez la peau fermée à l’aide de clips 9 mm enroulé. Pour permettre une cicatrisation optimale, alignez les bords de la peau avant d’agrafer.
4. Placez l’animal sur une convection de l’eau réchauffement pad et moniteur jusqu'à ce qu’éveillée.
5. Injecter 5 à 10 mL de sérum physiologique par voie sous-cutanée pour reconstituer des fluides et un antibiotique comme la céfazoline pour prévenir l’infection. Lorsque l’animal est ambulatoire, placez-le dans sa cage maison et fournir des analgésiques initiales.  Surveiller les rats pour tout signe de douleur et de détresse et traiter selon votre procédure IACUC approuvé pour soulager les douleurs.

Résultats

Transport du vecteur viral et injection réussie devraient aboutir à la transduction d’une population robuste de neurones unilatérales dans la moelle épinière et dans certains noyaux du tronc cérébral. Figure 1 montre un étiquetage stéréotypée des neurones et des axones dans la moelle épinière thoracique et dans la formation réticulée pontine du tronc cérébral après l’injection quatre semaines. Expression importante de la GFP est vu dans les neurones de la substance grise ...

Discussion

La manipulation génétique des neurones dans le cerveau et la moelle épinière a servi à point culminant sensoriel, motrices et voies autonomes par l’intermédiaire de traçage fluorescente et d’explorer le potentiel de repousse des voies neuronales après blessure^{27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , 33}. d...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
#10 Lames de scalpel	Roboz	RS-9801-10	À utiliser avec le scalpel.
Seringues de 1 ml	Becton, Dickinson and Company	309659	Pour l’injection IP d’anesthésique, les injections de rappel d’anesthésique potentielles et les injections d’antibiotiques.
Seringues de 10 ml	Becton, Dickinson and Company	309604	Pour injecter une solution saline à l’animal, après l’opération.
4.0 Suture Catgut chromique	DemeTECH	NN374-16	Pour relier le muscle lors de la fermeture.
48000 Micropipette Beveler	World Precision Instruments	32416	Utilisé pour biseauter les pointes des tubes capillaires en verre tirés pour former des aiguilles en verre fonctionnelles.
Solution d’iode à 5 %	Purdue Products L.P.	L01020-08	Pour une utilisation dans la stérilisation du site chirurgical.
70 % Éthanol	N/A	N/A Pour	la stérilisation des aiguilles de verre nouvellement préparées, des modèles animaux pendant la préparation chirurgicale et des mains du chirurgien pendant l’opération, ainsi que tous les autres maintenances mineures de stérilité.
Anesthésique (solution de kétamine/xylazine)	Zoetis	240048	Pour maintenir l’animal dans le bon plan de conscience pendant la chirurgie.
Antibiotique (Cefazolin)	West-Ward Pharmaceuticals	NPC 0143-9924-90	À injecter par voie sous-cutanée pour prévenir l’infection post-opératoire.
Stérilisateur à billes	CellPoint	5-1450	Pour stériliser à chaud les instruments chirurgicaux.
Bonewax	Fine Science Tools	19009-00	Pour sceller l’os en cas de saignement osseux.
Cautériseur	Outils scientifiques fins	18010-00	Pour sceller toutes les artères ou veines sectionnées lors d’une intervention chirurgicale afin d’éviter une perte de sang excessive.
Balance numérique	Okaus	REV.005	Pour peser l’animal pendant la préparation chirurgicale.
Accessoire d’aiguille flexible	World Precision Instruments	MF34G-5	Pour nettoyer les aiguilles de verre et charger de l’huile rouge dans les aiguilles de verre.
Gelfoam	Pfizer	H68079	Pour sceller l’os en cas de saignement osseux.
Tubes capillaires en verre	World Precision Instruments	4878	Pour les aiguilles en verre tirées - doit être conçu pour les injecteurs de nanolitres.
Tondeuse à cheveux	Oster	111038-060-000	Pour dégager le site chirurgical des cheveux.
Hémostats	Roboz	RS-7231	Pour un usage général en chirurgie.
Kimwipes	Kimtech	34155	Pour un usage général en chirurgie.
Pince incurvée à pointe moyenne	Roboz	RS-5136	Pour une utilisation générale en chirurgie.
Micromanipulateur avec échelle Vernier	Kanetec	N/A	Pour un ciblage précis pendant l’opération.
Microciseaux	Roboz	RS-5621	Pour couper le verre s’échappe des tubes capillaires en verre fraîchement tirés.
Microscope avec échelle de lumière et de vernier Oculaire	Leitz Wetzlar	N/A	Utilisé pour visualiser et mesurer le biseautage des tubes capillaires en verre tiré en aiguilles de verre fonctionnelles.
Contrôleur de pompe à microseringue	World Precision Instruments	62403	Pour contrôler le taux d’injection.
Nanoliter 2000 Pompe Tête Injecteur	World Precision Instruments	500150	Pour charger et injecter le virus de manière contrôlée.
Extracteur d’aiguille	Narishige	PC-100	Pour chauffer et séparer les tubes capillaires en verre afin de former des aiguilles en verre.
Pommade ophtalamique	Dechra Veterinary Products	RAC 0119	Pour protéger les yeux de l’animal pendant la chirurgie.
Parafilm	Bemis	PM-996	Pour aider au chargement du virus dans le nano-injecteur.
Aiguilles PrecisionGlide (25G x 5/8)	Becton, Dickinson and Company	305122	À utiliser avec les seringues de 1 ml et 10 ml pour permettre l’injection du modèle animal.
Pince à dents de rat	Roboz	RS-5152	Pour la préhension des apophyses épineuses.
Red Oil	N/A	N/A	Pour fournir une façade permettant de visualiser le virus pénétrant dans les tissus pendant l’injection.
Enrouleurs	Roboz	RS-6510	Pour maintenir ouverte la plaie chirurgicale.
Comprimés Rimadyl	Bio Serv	MP275-050	Pour la gestion de la douleur après l’opération.
Rongeurs	Roboz	RS-8300	Pour enlever du muscle de la colonne vertébrale pendant la chirurgie.
Poignée de lame de scalpel	Roboz	RS-9843	Pour trancher la peau ouverte et le coussinet adipeux d’un modèle animal pendant la chirurgie.
Ciseaux	Roboz	RS-5980	Pour une utilisation générale en chirurgie.
Clips de plaie en acier inoxydable	CellPoint	201-1000	Pour lier la peau de la plaie chirurgicale lors de la fermeture.
Pince pour dégrafage	Kent Scientific	INS750347	Pour retirer les agrafes, si elles sont mal appliquées.
Tissu stérile	Phenix Research Products	BP-989	Pour fournir une surface stérile pour l’opération.
Applicateurs stériles à embout de coton	Puritan	806-WC	Pour absorber le sang dans la plaie chirurgicale tout en maintenant la stérilité.
Gaze stérile	Covidien	2146	Pour nettoyer la zone chirurgicale et les outils chirurgicaux tout en maintenant la stérilité.
Saline stérile	Baxter Healthcare Corporation	281324	Pour une utilisation dans la purification du sang et pour le remplacement des fluides après la chirurgie.
Gants chirurgicaux	N/A	N/A	: Pour une utilisation par le chirurgien pour maintenir le champ stérile pendant l’opération.
Coussin chauffant chirurgical	N/A	N/A	Pour maintenir la température corporelle du modèle animal pendant l’opération.
Microscope chirurgical	N/A	N/A	Pour une meilleure visualisation de la plaie chirurgicale.
Agrafeuse chirurgicale	Kent Scientific	INS750546	Pour appliquer les agrafes.
Pompe à eau de thérapie thermique T/Pump	Gaymar	TP500C	Pour pomper de l’eau chaude dans le coussin chauffant à convection d’eau.
Coussin chauffant par convection d’eau	Baxter Healthcare Corporation	L1K018	À utiliser dans la zone de récupération post-opératoire pour maintenir la température corporelle de l’animal inconscient.
Crochets lestés	N/A	N/A	Pour maintenir ouverte la plaie chirurgicale.