Évaluation de la latéralisation de l'hémisphère avec enregistrement potentiel de terrain local bilatéral dans le cortex moteur secondaire des souris

La maladie d'Alzheimer (MA) est la forme la plus courante de démence^1,2. Le dépôt de dépôt de la protéine bêta-amyloïde extracellulaire (protéine amyloïde, A) et les enchevêtrements neurofibrillaires intracellulaires (TNT) sont les principales caractéristiques pathologiques de l'AD^3,4,5, mais les mécanismes sous-jacents à l'AD la pathogénie reste largement peu claire. Le cortex cérébral, une structure clé dans la cognition et la mémoire, est altéré dans AD⁶, et les déficits moteurs tels que la marche lente, difficulté à naviguer dans l'environnement et les perturbations de la démarche se produisent avec l'âge avancé⁷. Des enchevêtrements de dépôt et de neurofibrillaire ont également été observés dans le cortex prémoteur (PMC) et la zone motrice supplémentaire (SMA) chez les patients atteints de la MAA⁸ et chez les personnes âgées ayant un impact cognitif⁹, ce qui indique la participation d'un moteur altéré. dans la pathogénie de la MA.

Le cerveau est formé par deux hémisphères cérébraux distincts qui sont divisés par une fissure longitudinale. Un cerveau sain présente des asymétries structurelles et fonctionnelles¹⁰, ce qu'on appelle la « latéralisation », permettant au cerveau de faire face efficacement à de multiples tâches et activités. Le vieillissement entraîne une détérioration de la cognition et de la locomotion, ainsi qu'une réduction de la latéralité cérébrale^11,12. Les capacités motrices de l'hémisphère gauche sont facilement apparentes dans le cerveau sain¹³, mais dans la latéralité aberrante de cerveau d'AD se produit en conséquence de l'échec de la dominance gauche d'hémisphère liée à l'atrophie corticale gauche^{14, 15,16}. Par conséquent, une compréhension d'une altération possible de la latéralisation du cerveau dans la pathogénie de la MA et les mécanismes sous-jacents peut fournir de nouvelles connaissances sur la pathogénie de la MA et conduire à l'identification de biomarqueurs potentiels pour le traitement.

La mesure électrophysiologique est une méthode sensible et efficace d'évaluation des changements dans les activités neuronales des animaux. La réduction de l'asymétrie hémisphérique chez les aînés (HAROLD)¹⁷ a été documentée par la recherche électrophysiologique avec le temps interhémisphérique synchronisé de transfert, qui montre l'affaiblissement ou l'absence de l'asymétrie hémisphérique à monaurally présenté stimuli de la parole chez les personnes âgées¹⁸. Utilisant APP/PS1, l'un des modèles de souris AD les plus couramment utilisés^19,20,21,22, en combinaison avec l'enregistrement extracellulaire bilatéral in vivo de LFP à gauche et à droite M2, nous a évalué les déficits possibles de latéralité dans AD. En outre, avec des paramètres simples, la fonction intégrée du logiciel d'analyse de données (voir le Tableau des matériaux) fournit un moyen plus rapide et plus simple d'analyser la synchronisation des signaux électriques que mathématiquement langage de programmation complexe, qui est convivial pour les débutants avec l'électrophysiologie in vivo.

Tous les animaux ont été jumelés dans des conditions standard (12 h de lumière/obscurité, environnement à température constante, libre accès à la nourriture et à l'eau) selon les lignes directrices et les expériences du ministère chinois des Sciences et de la Technologie sur les animaux de laboratoire. par le comité d'éthique local de l'Université de Guangzhou. Il s'agit d'une procédure de non-survie.

REMARQUE : Pour les données présentées dans les résultats représentatifs, APP/PS1 (B6C3-Tg (APPswe, PSEN1dE9) 85Dbo/J) souris double-transgéniques et les contrôles de type sauvage (WT) à l'âge de 3-5 mois, ont été utilisés pour les enregistrements (n - 10, par groupe).

1. Anesthésie animale et chirurgie

1. Pesez et anesthésiez la souris par votre régime d'anesthésie approuvé de votre comité local de soins aux animaux.
2. Effectuer une pince de la queue ou des orteils avec des forceps pour confirmer l'anesthésie profonde avant la chirurgie.
3. Placez la souris dans un appareil stéréotaxique et fixez sa tête.
4. Appliquer la pommade pour les yeux sur les deux yeux pour garder humide. Suivez vos directives locales en matière de soins aux animaux concernant l'analgésie pré- et postopératoire.
5. Raser les cheveux à l'aide de tondeuses chirurgicales. Faire une petite incision (12-15 mm) au milieu de la zone chirurgicale exposée avec des ciseaux. À l'aide de forceps, retirez doucement le cuir chevelu de la ligne médiane.
6. Séparer la peau doucement et enlever les tissus résiduels. Nettoyez le crâne à l'aide de bourgeons de coton recouverts de peroxyde d'hydrogène.
7. Percer deux petits trous de radii de 1,0 à 1,5 mm sur les deux côtés gauche et droit du crâne pour permettre l'insertion des microélectrodes d'enregistrement dans les régions M2 sous un stéréomicroscope (Figure 1A).
   REMARQUE : Emplacements stéréotaxiques de M2 bilatéral : 1,94 mm antérieur au bregma, 1,0 mm latérale à la ligne médiane, et 0,8-1,1 mm ventral à la dura.
8. Retirer soigneusement la dura mater à l'aiguille de tungstène.
9. Tirez des micropipettes borosilicate en verre (diamètre extérieur : 1,0 mm) comme microélectrodes d'enregistrement avec une résistance de 1-2 M.
10. Insérer deux microélectrodes d'enregistrement séparées remplies de 0,5 M DeNcl dans les trous à l'aide de micromanipulateurs mécaniques (à 60 degrés, figure 1B).

2. Enregistrements LFP dans des M2 bilatéraux de souris

1. Abaissez lentement les électrodes de verre gauche et droite dans les coordonnées appropriées de M2 bilatérale (figure1C).
2. Pour le contrôle de la qualité, testez la résistance de chaque électrode à l'aide de l'amplificateur différentiel avant de capturer les LFP.
3. Définir le processus d'enregistrement à 0,1 Hz haute passe et 1000 Hz low-pass avec 1000x amplification.
4. Recueillir des données lFP brutes numérisées d'au moins 60 activités spontanées dans un état stable, avec des souris respirant uniformément à un taux respiratoire de 2 respirations par seconde sous anesthésie.
5. Après l'enregistrement, soulevez lentement les électrodes hors du cerveau, puis euthanasiez les souris par dislocation cervicale rapide.
6. Enregistrez les données et analysez hors connexion.

3. Analyse de corrélation croisée

1. Analyse de clic - corrélation de forme d'onde dans le logiciel d'analyse et importer les données.
2. Paramètres
   1. Définissez un signal de canal de forme d'onde comme le premier canal et l'autre comme référence. Définir la largeur comme 2 et décalée comme 1 (Figure 2A).
   2. Définir la durée des deux LFP pour 100 s en sélectionnant l'heure de début et l'heure de fin. Appuyez sur le bouton Processus pour effectuer une analyse de corrélation croisée (Figure 2B).
      REMARQUE : Les signaux bilatéraux simultanés avec de telles durées seraient assez longs pour montrer des activités spontanées neuronales, révélant ainsi les propriétés de base de la synchronisation.
3. Cliquez sur Fichier - Export As, puis enregistrez les résultats de corrélation croisée correspondant au graphique pop-up résultant dans le format .txt.
4. Ouvrez le fichier .txt (Figure 2C), supprimez les valeurs de corrélation au moment où les décalages variaient de 0 à 0,01 s (puisque deux ondes gamma continues ont un intervalle d'au moins 0,01 s), puis faites la moyenne du reste des données de corrélation croisée dans la partie ou la moyenne du décalage négatif. le reste des données de corrélation croisée dans la partie de décalage positif.

4. Analyse de cohérence

1. Importer et exécuter les données dans le logiciel d'analyse.
2. Attribuer les deux signaux LFP pour être les canaux de première et deuxième forme d'onde séparément. Définir ensuite la valeur de taille du bloc (Figure 3A).
   REMARQUE : La taille du bloc désigne le nombre de points de données utilisés dans la FFT. Plus la taille du bloc est grande, meilleure est la résolution de fréquence. Ici, nous vous recommandons de le définir comme 4096.
3. Déplacez manuellement les lignes pointillées pour s'assurer que la précision du temps pour les signaux dans les deux canaux est réglée comme la même période (figure 3B). Appuyez sur le bouton Ajouter zone pour charger la zone et effectuer une analyse de cohérence.
4. Cliquez sur Fichier - Enregistrer pour enregistrer les résultats de cohérence correspondant au graphique pop-up résultant dans le format .txt ( Figure3B).

Pour voir si la pathologie précoce de la MA altère la capacité de la latéralisation de l'hémisphère, nous avons effectué des enregistrements bilatéraux de LFP extracellulaires dans le M2 gauche et droit des souris APP/PS1 et des contrôles de WT (âgés 3-5 mois), et avons analysé la corrélation croisée de ces gauches et lFP de droite. Chez les souris WT, les résultats ont démontré que la corrélation moyenne entre les LPF gauche s'agità droite à des décalages positifs différait considérablement de celle des décalages temporels négatifs, impliquant l'existence d'asymétries hémisphériques dans les zones M2 des contrôles WT (figure4 C; WT-positif, 0,08161 0,01246; WT-négatif, 0,0206 à 0,01218; p - 4.74531E-4 -lt; 0.001 par un t-test de deux échantillons). En comparaison, les LPF gauche et droite des souris APP/PS1 ont montré une synchronisation plus élevée dans le domaine temporel, suggérant une réduction de l'asymétrie entre le M2 gauche et droit (figure4C; APP/PS1-positif, 0.13336 - 0.0105 APP/PS1-négatif, 0.12635 '0.01066; p 0.64157 'gt; 0.05 par un t-test de deux échantillons).

Nous avons ensuite filtré les oscillations gamma des LFP (figure5A) et effectué une analyse de cohérence telle que décrite dans le protocole pour mesurer la similitude des signaux électriques dans la plage de fréquences gamma. Le résultat a montré que la cohérence gamma entre la gauche et la droite M2 dans APP/PS1 était significativement plus élevée que celle des souris WT (figure5B,C; WT, 0,13267 à 0,00598; APP/PS1, 0,17078 - 0,0072; p - 0,00550 lt; 0,01 par deux t-test d'échantillon), indiquant une synchronisation plus élevée, et par conséquent la latéralisation réduite, entre la gauche et la droite M2 chez les souris APP/PS1.

Figure 1 : Diagramme de la procédure d'enregistrement simultanée de LaFP. (A) Souris stéréotaxique avec crâne exposé et dura mater enlevé pour l'enregistrement bilatéral in vivo des LFP dans le M2 gauche et droit. (B) Deux microélectrodes en verre en contact avec la surface corticale dans le trou foré simultanément. (C) Enregistrement des microélectrodes avec les fils Ag/AgCl comme électrodes de référence positionnés à des sites appropriés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Illustration de l'analyse de corrélation croisée. (A) Paramètres de la boîte de dialogue de corrélation de forme d'onde. Cela offre des options pour choisir quel canal de forme d'onde est la référence et pour analyser la corrélation de deux signaux. (B) La boîte de dialogue de processus. Cela offre des options pour définir la durée de la forme d'onde de référence et la durée d'une autre forme d'onde sera annexée. L'analyse n'est effectuée que pour les régions de données dans lesquelles les deux canaux de forme d'onde existent. (C) Exemple de fichier .txt avec des valeurs de corrélation croisée à des plages de décalage négatif et positif séparément pour les statistiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : Illustration de l'analyse de cohérence. (A) Paramètres de paramètre pour la boîte de dialogue de cohérence. La taille du bloc détermine le nombre de points de données utilisés dans l'analyse et la résolution de fréquence. (B) Les lignes pointillées sont réglables pour que l'opérateur puisse se déplacer manuellement afin de définir la durée des signaux à analyser. (C) Après que le logiciel a créé un graphique, cliquez sur Fichier - Enregistrer pour enregistrer les résultats de cohérence comme un fichier avec une extension de nom de fichier .txt . Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4 : La corrélation croisée indique la latéralisation de l'hémisphère déclinée entre la gauche et la droite M2 des souris APP/PS1. (A) Traces brutes représentatives de LFP enregistrées simultanément chez des souris Bilatérales M2 de WT et APP/PS1 utilisant la méthode d'enregistrement extracellulaire (L : Gauche M2 ; R: droite M2). (B) La courbe de corrélation croisée montre la corrélation des signaux bilatéraux de LFP à différents décalages temporels. (C) Entre la gauche et la droite M2, les contrôles WT ont montré une valeur de corrélation croisée significativement plus élevée à des plages de décalage positif que les plages négatives. En revanche, la valeur de corrélation croisée des souris APP/PS1 a une similitude, ce qui indique un déclin de l'asymétrie (n - 10, par groupe). La valeur représente l'erreur moyenne et standard de la moyenne. p lt; 0,001; deux échantillons t-test. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5 : Cohérence des oscillations gamma entre les souris M2 gauche et droite des souris WT et APP/PS1. (A) Des traces représentatives d'oscillations gamma filtrées à partir de LFP dans le M2 gauche et droit. (B) Répartition de la cohérence entre les LPF enregistrée simultanément dans le M2 bilatéral. Les souris APP/PS1 diffèrent en grande partie des contrôles WT dans la gamme de fréquence gamma. (C) La cohérence entre les oscillations gamma de M2 bilatérale en
Les souris APP/PS1 sont significativement plus élevées que les témoins WT (n ' 10, par groupe). La valeur représente l'erreur moyenne et standard de la moyenne. p 'lt; 0.01; deux échantillons t-test. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Les auteurs n'ont rien à révéler.