Summary

Évaluation de la latéralisation de l'hémisphère avec enregistrement potentiel de terrain local bilatéral dans le cortex moteur secondaire des souris

Published: July 31, 2019
doi:

Summary

Nous présentons l’enregistrement électrophysiologique in vivo du potentiel local de champ (LFP) dans le cortex moteur secondaire bilatéral (M2) des souris, qui peut être appliqué pour évaluer la latéralisation d’hémisphère. L’étude a révélé des niveaux modifiés de synchronisation entre le M2 gauche et droit chez les souris APP/PS1 par rapport aux témoins WT.

Abstract

Cet article démontre des procédures complètes et détaillées pour l’enregistrement et l’analyse bilatérales in vivo du potentiel local de champ (LFP) dans les secteurs corticaux des souris, qui sont utiles pour évaluer les déficits possibles de la tardalité, aussi bien que pour l’évaluation de la connectivité cérébrale et de l’accouplement des activités du réseau neuronal chez les rongeurs. Les mécanismes pathologiques sous-jacents à la maladie d’Alzheimer (MA), une maladie neurodégénérative commune, restent largement inconnus. Une latéralité cérébrale altérée a été démontrée chez les personnes vieillissantes, mais si oui ou non la latéralisation anormale est l’un des premiers signes de la MA n’a pas été déterminée. Pour étudier ceci, nous avons enregistré des LFP bilatéraux dans les souris de modèle d’AD de 3-5 mois, APP/PS1, avec des contrôles sauvages de type de littermate (WT). Les LPF du cortex moteur secondaire gauche et droit (M2), spécifiquement dans la bande gamma, étaient plus synchronisés chez les souris APP/PS1 que chez les témoins WT, suggérant une asymétrie hémisphérique diminuée de M2 bilatéral dans ce modèle de souris AD. Notamment, les processus d’enregistrement et d’analyse des données sont flexibles et faciles à réaliser, et peuvent également être appliqués à d’autres voies cérébrales lors de la conduite d’expériences qui se concentrent sur les circuits neuronaux.

Introduction

La maladie d’Alzheimer (MA) est la forme la plus courante de démence1,2. Le dépôt de dépôt de la protéine bêta-amyloïde extracellulaire (protéine amyloïde, A) et les enchevêtrements neurofibrillaires intracellulaires (TNT) sont les principales caractéristiques pathologiques de l’AD3,4,5, mais les mécanismes sous-jacents à l’AD la pathogénie reste largement peu claire. Le cortex cérébral, une structure clé dans la cognition et la mémoire, est altéré dans AD6, et les déficits moteurs tels que la marche lente, difficulté à naviguer dans l’environnement et les perturbations de la démarche se produisent avec l’âge avancé7. Des enchevêtrements de dépôt et de neurofibrillaire ont également été observés dans le cortex prémoteur (PMC) et la zone motrice supplémentaire (SMA) chez les patients atteints de la MAA8 et chez les personnes âgées ayant un impact cognitif9, ce qui indique la participation d’un moteur altéré. dans la pathogénie de la MA.

Le cerveau est formé par deux hémisphères cérébraux distincts qui sont divisés par une fissure longitudinale. Un cerveau sain présente des asymétries structurelles et fonctionnelles10, ce qu’on appelle la « latéralisation », permettant au cerveau de faire face efficacement à de multiples tâches et activités. Le vieillissement entraîne une détérioration de la cognition et de la locomotion, ainsi qu’une réduction de la latéralité cérébrale11,12. Les capacités motrices de l’hémisphère gauche sont facilement apparentes dans le cerveau sain13, mais dans la latéralité aberrante de cerveau d’AD se produit en conséquence de l’échec de la dominance gauche d’hémisphère liée à l’atrophie corticale gauche14, 15,16. Par conséquent, une compréhension d’une altération possible de la latéralisation du cerveau dans la pathogénie de la MA et les mécanismes sous-jacents peut fournir de nouvelles connaissances sur la pathogénie de la MA et conduire à l’identification de biomarqueurs potentiels pour le traitement.

La mesure électrophysiologique est une méthode sensible et efficace d’évaluation des changements dans les activités neuronales des animaux. La réduction de l’asymétrie hémisphérique chez les aînés (HAROLD)17 a été documentée par la recherche électrophysiologique avec le temps interhémisphérique synchronisé de transfert, qui montre l’affaiblissement ou l’absence de l’asymétrie hémisphérique à monaurally présenté stimuli de la parole chez les personnes âgées18. Utilisant APP/PS1, l’un des modèles de souris AD les plus couramment utilisés19,20,21,22, en combinaison avec l’enregistrement extracellulaire bilatéral in vivo de LFP à gauche et à droite M2, nous a évalué les déficits possibles de latéralité dans AD. En outre, avec des paramètres simples, la fonction intégrée du logiciel d’analyse de données (voir le Tableau des matériaux) fournit un moyen plus rapide et plus simple d’analyser la synchronisation des signaux électriques que mathématiquement langage de programmation complexe, qui est convivial pour les débutants avec l’électrophysiologie de vivo.

Protocol

Tous les animaux ont été jumelés dans des conditions standard (12 h de lumière/obscurité, environnement à température constante, libre accès à la nourriture et à l’eau) selon les lignes directrices et les expériences du ministère chinois des Sciences et de la Technologie sur les animaux de laboratoire. par le comité d’éthique local de l’Université de Guangzhou. Il s’agit d’une procédure de non-survie. REMARQUE : Pour les données présentées dans les résultats représentatifs, APP/PS1 (B6C3-Tg (APPswe, PSEN1dE9) 85Dbo/J) souris double-transgéniques et les contrôles de type sauvage (WT) à l’âge de 3-5 mois, ont été utilisés pour les enregistrements (n – 10, par groupe). 1. Anesthésie animale et chirurgie Pesez et anesthésiez la souris par votre régime d’anesthésie approuvé de votre comité local de soins aux animaux. Effectuer une pince de la queue ou des orteils avec des forceps pour confirmer l’anesthésie profonde avant la chirurgie. Placez la souris dans un appareil stéréotaxique et fixez sa tête. Appliquer la pommade pour les yeux sur les deux yeux pour garder humide. Suivez vos directives locales en matière de soins aux animaux concernant l’analgésie pré- et postopératoire. Raser les cheveux à l’aide de tondeuses chirurgicales. Faire une petite incision (12-15 mm) au milieu de la zone chirurgicale exposée avec des ciseaux. À l’aide de forceps, retirez doucement le cuir chevelu de la ligne médiane. Séparer la peau doucement et enlever les tissus résiduels. Nettoyez le crâne à l’aide de bourgeons de coton recouverts de peroxyde d’hydrogène. Percer deux petits trous de radii de 1,0 à 1,5 mm sur les deux côtés gauche et droit du crâne pour permettre l’insertion des microélectrodes d’enregistrement dans les régions M2 sous un stéréomicroscope (Figure 1A).REMARQUE : Emplacements stéréotaxiques de M2 bilatéral : 1,94 mm antérieur au bregma, 1,0 mm latérale à la ligne médiane, et 0,8-1,1 mm ventral à la dura. Retirer soigneusement la dura mater à l’aiguille de tungstène. Tirez des micropipettes borosilicate en verre (diamètre extérieur : 1,0 mm) comme microélectrodes d’enregistrement avec une résistance de 1-2 M. Insérer deux microélectrodes d’enregistrement séparées remplies de 0,5 M DeNcl dans les trous à l’aide de micromanipulateurs mécaniques (à 60 degrés, figure 1B). 2. Enregistrements LFP dans des M2 bilatéraux de souris Abaissez lentement les électrodes de verre gauche et droite dans les coordonnées appropriées de M2 bilatérale (figure1C). Pour le contrôle de la qualité, testez la résistance de chaque électrode à l’aide de l’amplificateur différentiel avant de capturer les LFP. Définir le processus d’enregistrement à 0,1 Hz haute passe et 1000 Hz low-pass avec 1000x amplification. Recueillir des données lFP brutes numérisées d’au moins 60 activités spontanées dans un état stable, avec des souris respirant uniformément à un taux respiratoire de 2 respirations par seconde sous anesthésie. Après l’enregistrement, soulevez lentement les électrodes hors du cerveau, puis euthanasiez les souris par dislocation cervicale rapide. Enregistrez les données et analysez hors connexion. 3. Analyse de corrélation croisée Analyse de clic – corrélation de forme d’onde dans le logiciel d’analyse et importer les données. Paramètres Définissez un signal de canal de forme d’onde comme le premier canal et l’autre comme référence. Définir la largeur comme 2 et décalée comme 1 (Figure 2A). Définir la durée des deux LFP pour 100 s en sélectionnant l’heure de début et l’heure de fin. Appuyez sur le bouton Processus pour effectuer une analyse de corrélation croisée (Figure 2B).REMARQUE : Les signaux bilatéraux simultanés avec de telles durées seraient assez longs pour montrer des activités spontanées neuronales, révélant ainsi les propriétés de base de la synchronisation. Cliquez sur Fichier – Export As, puis enregistrez les résultats de corrélation croisée correspondant au graphique pop-up résultant dans le format .txt. Ouvrez le fichier .txt (Figure 2C), supprimez les valeurs de corrélation au moment où les décalages variaient de 0 à 0,01 s (puisque deux ondes gamma continues ont un intervalle d’au moins 0,01 s), puis faites la moyenne du reste des données de corrélation croisée dans la partie ou la moyenne du décalage négatif. le reste des données de corrélation croisée dans la partie de décalage positif. 4. Analyse de cohérence Importer et exécuter les données dans le logiciel d’analyse. Attribuer les deux signaux LFP pour être les canaux de première et deuxième forme d’onde séparément. Définir ensuite la valeur de taille du bloc (Figure 3A).REMARQUE : La taille du bloc désigne le nombre de points de données utilisés dans la FFT. Plus la taille du bloc est grande, meilleure est la résolution de fréquence. Ici, nous vous recommandons de le définir comme 4096. Déplacez manuellement les lignes pointillées pour s’assurer que la précision du temps pour les signaux dans les deux canaux est réglée comme la même période (figure 3B). Appuyez sur le bouton Ajouter zone pour charger la zone et effectuer une analyse de cohérence. Cliquez sur Fichier – Enregistrer pour enregistrer les résultats de cohérence correspondant au graphique pop-up résultant dans le format .txt ( Figure3B).

Representative Results

Pour voir si la pathologie précoce de la MA altère la capacité de la latéralisation de l’hémisphère, nous avons effectué des enregistrements bilatéraux de LFP extracellulaires dans le M2 gauche et droit des souris APP/PS1 et des contrôles de WT (âgés 3-5 mois), et avons analysé la corrélation croisée de ces gauches et lFP de droite. Chez les souris WT, les résultats ont démontré que la corrélation moyenne entre les LPF gauche s’agità droite à des décalages positifs différait considérablement de cel…

Discussion

Nous rapportons ici la procédure pour l’enregistrement extracellulaire bilatéral de vivo, avec l’analyse de la synchronisation des signaux lFP de double région, qui est flexible et facile à conduire pour estimer la latéralisation de l’hémisphère cérébral, aussi bien que le la connectivité, la directionnalité ou le couplage entre les activités neuronales de deux zones du cerveau. Cela peut être largement utilisé pour révéler non seulement les activités de groupe-neuronal, mais aussi certaines pro…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la National Natural Science Foundation of China (31771219, 31871170), de la Division des sciences et de la technologie du Guangdong (2013KJCX0054) et de la Natural Science Foundation of Guangdong Province (2014A030313418, 2014A030313440).

Materials

AC/DC Differential Amplifier A-M Systems Model 3000
Analog Digital converter Cambridge Electronic Design Ltd. Micro1401
Glass borosilicate micropipettes Nanjing spring teaching experimental equipment company 161230 Outer diameter: 1.0mm
Microelectrode puller Narishige PC-10
NaCl Guangzhou Chemical Reagent Factory 7647-14-5
Pin microelectrode holder World Precision Instruments, INC. MEH3SW10
Spike2  Cambridge Electronic Design Ltd.
Stereomicroscope Zeiss 435064-9020-000
Stereotaxic apparatus  RWD Life Science 68045
Urethane Sigma-Aldrich 94300

References

  1. Goedert, M., Spillantini, M. G. A century of Alzheimer’s disease. Science. 314 (5800), 777-781 (2006).
  2. Perrin, R. J., Fagan, A. M., Holtzman, D. M. Multimodal techniques for diagnosis and prognosis of Alzheimer’s disease. Nature. 461 (7266), 916-922 (2009).
  3. Cummings, B. J., Pike, C. J., Shankle, R., Cotman, C. W. Beta-amyloid deposition and other measures of neuropathology predict cognitive status in Alzheimer’s disease. Neurobiology of aging. 17 (6), 921-933 (1996).
  4. Gordon, M. N., et al. Correlation between cognitive deficits and Abeta deposits in transgenic APP+PS1 mice. Neurobiology of aging. 22 (3), 377-385 (2001).
  5. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Cryo-EM structures of tau filaments from Alzheimer’s disease. Nature. 547 (7662), 185-190 (2017).
  6. Shankar, G. M., et al. Amyloid-beta protein dimers isolated directly from Alzheimer’s brains impair synaptic plasticity and memory. Nature medicine. 14 (8), 837-842 (2008).
  7. Buchman, A. S., Bennett, D. A. Loss of motor function in preclinical Alzheimer’s disease. Expert review of neurotherapeutics. 11 (5), 665-676 (2011).
  8. Arnold, S. E., Hyman, B. T., Flory, J., Damasio, A. R., Van Hoesen, G. W. The topographical and neuroanatomical distribution of neurofibrillary tangles and neuritic plaques in the cerebral cortex of patients with Alzheimer’s disease. Cerebral cortex. 1 (1), 103-116 (1991).
  9. Giannakopoulos, P., Hof, P. R., Michel, J. P., Guimon, J., Bouras, C. Cerebral cortex pathology in aging and Alzheimer’s disease: a quantitative survey of large hospital-based geriatric and psychiatric cohorts. Brain research. Brain research reviews. 25 (2), 217-245 (1997).
  10. Renteria, M. E. Cerebral asymmetry: a quantitative, multifactorial, and plastic brain phenotype. Twin research and human genetics : the official journal of the International Society for Twin Studies. 15 (3), 401-413 (2012).
  11. Derflinger, S., et al. Grey-matter atrophy in Alzheimer’s disease is asymmetric but not lateralized. Journal of Alzheimer’s disease : JAD. 25 (2), 347-357 (2011).
  12. Abdul Manan, H., Yusoff, A. N., Franz, E. A., Sarah Mukari, S. Z. Early and Late Shift of Brain Laterality in STG, HG, and Cerebellum with Normal Aging during a Short-Term Memory Task. ISRN neurology. 2013, 892072 (2013).
  13. Kim, S. G., et al. Functional magnetic resonance imaging of motor cortex: hemispheric asymmetry and handedness. Science. 261 (5121), 615-617 (1993).
  14. Bartolomeo, P., D’Erme, P., Perri, R., Gainotti, G. Perception and action in hemispatial neglect. Neuropsychologia. 36 (3), 227-237 (1998).
  15. Bartolomeo, P., et al. Right-side neglect in Alzheimer’s disease. Neurology. 51 (4), 1207-1209 (1998).
  16. Thompson, P. M., et al. Tracking Alzheimer’s disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1097, 183-214 (2007).
  17. Cabeza, R., Anderson, N. D., Locantore, J. K., McIntosh, A. R. Aging gracefully: compensatory brain activity in high-performing older adults. NeuroImage. 17 (3), 1394-1402 (2002).
  18. Bellis, T. J., Nicol, T., Kraus, N. Aging affects hemispheric asymmetry in the neural representation of speech sounds. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20 (2), 791-797 (2000).
  19. Jankowsky, J. L., et al. Co-expression of multiple transgenes in mouse CNS: a comparison of strategies. Biomolecular engineering. 17 (6), 157-165 (2001).
  20. Venegas, C., et al. Microglia-derived ASC specks cross-seed amyloid-beta in Alzheimer’s disease. Nature. 552 (7685), 355-361 (2017).
  21. Busche, M. A., et al. Tau impairs neural circuits, dominating amyloid-beta effects, in Alzheimer models in vivo. Nat Neurosci. 22 (1), 57-64 (2019).
  22. Velazquez, R., et al. Maternal choline supplementation ameliorates Alzheimer’s disease pathology by reducing brain homocysteine levels across multiple generations. Molecular Psychiatry. , (2019).
  23. Huo, Q., et al. Prefrontal Cortical GABAergic Dysfunction Contributes to Aberrant UP-State Duration in APP Knockout Mice. Cerebral Cortex. 27 (8), 4060-4072 (2017).
  24. Palop, J. J., et al. Aberrant excitatory neuronal activity and compensatory remodeling of inhibitory hippocampal circuits in mouse models of Alzheimer’s disease. Neuron. 55 (5), 697-711 (2007).
  25. Ang, G., et al. Absent sleep EEG spindle activity in GluA1 (Gria1) knockout mice: relevance to neuropsychiatric disorders. Translational Psychiatry. 8 (1), 154 (2018).
  26. Funk, C. M., Honjoh, S., Rodriguez, A. V., Cirelli, C., Tononi, G. Local Slow Waves in Superficial Layers of Primary Cortical Areas during REM Sleep. Current Biology. 26 (3), 396-403 (2016).
  27. Gregoriou, G. G., Gotts, S. J., Zhou, H., Desimone, R. High-frequency, long-range coupling between prefrontal and visual cortex during attention. Science. 324 (5931), 1207-1210 (2009).
  28. Zheng, C., Bieri, K. W., Hsiao, Y. T., Colgin, L. L. Spatial Sequence Coding Differs during Slow and Fast Gamma Rhythms in the Hippocampus. Neuron. 89 (2), 398-408 (2016).
  29. Freeman, W. J., Holmes, M. D., West, G. A., Vanhatalo, S. Fine spatiotemporal structure of phase in human intracranial EEG. Clinical neurophysiology : official journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 117 (6), 1228-1243 (2006).
  30. Fries, P. Rhythms for Cognition: Communication through Coherence. Neuron. 88 (1), 220-235 (2015).
  31. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  32. Verret, L., et al. Inhibitory interneuron deficit links altered network activity and cognitive dysfunction in Alzheimer model. Cell. 149 (3), 708-721 (2012).
  33. Ahlbeck, J., Song, L., Chini, M., Bitzenhofer, S. H., Hanganu-Opatz, I. L. Glutamatergic drive along the septo-temporal axis of hippocampus boosts prelimbic oscillations in the neonatal mouse. Elife. 7, (2018).
  34. Spellman, T., et al. Hippocampal-prefrontal input supports spatial encoding in working memory. Nature. 522 (7556), 309-314 (2015).
  35. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  36. Seidenbecher, T., Laxmi, T. R., Stork, O., Pape, H. C. Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval. Science. 301 (5634), 846-850 (2003).
  37. Zitnik, G. A., Curtis, A. L., Wood, S. K., Arner, J., Valentino, R. J. Adolescent Social Stress Produces an Enduring Activation of the Rat Locus Coeruleus and Alters its Coherence with the Prefrontal Cortex. Neuropsychopharmacology : official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. 41 (5), 1376-1385 (2015).
  38. Rogers, L. J., Zucca, P., Vallortigara, G. Advantages of having a lateralized brain. Proceedings. Biological sciences / The Royal Society. 271, 420-422 (2004).
  39. Vallortigara, G. The evolutionary psychology of left and right: costs and benefits of lateralization. Developmental psychobiology. 48 (6), 418-427 (2006).
  40. MacNeilage, P. F., Rogers, L. J., Vallortigara, G. Origins of the left, right brain. Scientific American. 301 (1), 60-67 (2009).
  41. Habas, P. A., et al. Early folding patterns and asymmetries of the normal human brain detected from in utero MRI. Cerebral cortex. 22 (1), 13-25 (2012).
  42. Dennis, N. A., Kim, H., Cabeza, R. Effects of aging on true and false memory formation: an fMRI study. Neuropsychologia. 45 (14), 3157-3166 (2007).
  43. Cabeza, R., et al. Task-independent and task-specific age effects on brain activity during working memory, visual attention and episodic retrieval. Cerebral cortex. 14 (4), 364-375 (2004).
  44. Cherbuin, N., Reglade-Meslin, C., Kumar, R., Sachdev, P., Anstey, K. J. Mild Cognitive Disorders are Associated with Different Patterns of Brain asymmetry than Normal Aging: The PATH through Life Study. Frontiers in psychiatry / Frontiers Research Foundation. 1, 11 (2010).
  45. Jankowsky, J. L., et al. Mutant presenilins specifically elevate the levels of the 42 residue beta-amyloid peptide in vivo: evidence for augmentation of a 42-specific gamma secretase. Human molecular genetics. 13 (2), 159-170 (2004).
  46. Radde, R., et al. Abeta42-driven cerebral amyloidosis in transgenic mice reveals early and robust pathology. EMBO reports. 7 (9), 940-946 (2006).
  47. Lacor, P. N., et al. Abeta oligomer-induced aberrations in synapse composition, shape, and density provide a molecular basis for loss of connectivity in Alzheimer’s disease. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27 (4), 796-807 (2007).

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Citer Cet Article
Chen, Y., Li, M., Zheng, Y., Yang, L. Evaluation of Hemisphere Lateralization with Bilateral Local Field Potential Recording in Secondary Motor Cortex of Mice. J. Vis. Exp. (149), e59310, doi:10.3791/59310 (2019).

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