Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Étudier l'infection à Cryptosporidium dans les systèmes de culture organoïde humaine dérivés de tissus 3D par microinjection

9.4K vues

⸱

DOI :

10.3791/59610

⸱

14 septembre 2019

 ,  , 
1Hubrecht Institute, Oncode Institute, Royal Netherlands Academy of Arts and Sciences (KNAW), UMC Utrecht, 2Veterinary Microbiology and Pathology, College of Veterinary Medicine, Washington State University, 3Janssen Pharmaceutica

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons des protocoles pour préparer des oocysts et purifier des sporozoites pour étudier l'infection des organoïdes intestinaux et de voie aérienne humains par Cryptosporidium parvum. Nous démontrons les procédures pour la microinjection des parasites dans le lumen intestinal organoïde et l'immunostaining des organoïdes. Enfin, nous décrivons l'isolement des oborcystes générés des organoïdes.

Résumé

Cryptosporidium parvum est l'une des principales causes de la maladie diarrhéique humaine. Pour comprendre la pathologie du parasite et développer des médicaments efficaces, un système de culture in vitro qui récapitule les conditions dans l'hôte est nécessaire. Les organoïdes, qui ressemblent étroitement aux tissus de leur origine, sont idéaux pour étudier les interactions hôte-parasite. Les organoïdes sont des structures tridimensionnelles (3D) dérivées de tissus qui sont dérivées de cellules souches adultes et se développent en culture pendant de longues périodes de temps sans subir d'aberration génétique ou de transformation. Ils ont une polarité bien définie avec des surfaces apicales et basolatérales. Les organoïdes ont diverses applications dans le dépistage des drogues, la biobanque, et la modélisation des maladies et les études d'interaction hôte-microbe. Ici, nous présentons un protocole étape par étape de la façon de préparer les oocystes et les sporozoites de Cryptosporidium pour infecter les organoïdes intestinaux et respiratoires humains. Nous démontrons ensuite comment la microinjection peut être utilisée pour injecter les microbes dans le lumen organoïde. Il existe trois méthodes principales par lesquelles les organoïdes peuvent être utilisés pour les études d'interaction hôte-microbe : microinjection, tonte mécanique et placage, et en fabriquant des monocouches. La microinjection permet le maintien de la structure 3D et permet un contrôle précis des volumes de parasites et un contact latéral actoical direct pour les microbes. Nous fournissons des détails pour la croissance optimale des organoïdes pour la production d'imagerie ou d'oocyst. Enfin, nous démontrons également comment les oocysts nouvellement générés peuvent être isolés de l'organoïde pour un traitement et une analyse en aval.

Introduction

Le développement de médicaments ou de vaccins pour le traitement et la prévention de l'infection à Cryptosporidium a été entravé par l'absence de systèmes in vitro qui imitent précisément la situation in vivo chez l'homme1,2. Bon nombre des systèmes actuellement disponibles ne permettent que l'infection à court terme (5 jours) ou ne soutiennent pas le cycle de vie complet du parasite3,4. D'autres systèmes qui permettent le développement complet du parasite sont basés sur des lignées cellulaires immortalisées ou des lignées de cellules cancéreuses qui ne récapitulent pas fidèlement la situation physiologique chez l'homme5,6,7 . Les organoïdes ou « mini-organes » sont des structures dérivées de tissus 3D qui sont cultivées dans une matrice extracellulaire complétée par divers facteurs de croissance spécifiques aux tissus. Des organoïdes ont été développés à partir de divers organes et tissus. Ils sont génétiquement stables et récapitulent la plupart des fonctions des organes de leur origine, et peuvent être maintenus en culture pendant de longues périodes de temps. Nous avons développé une méthode pour infecter les organoïdes intestinaux et pulmonaires humains avec Cryptosporidium qui fournit un modèle in vitro précis pour l'étude des interactions hôte-parasite pertinentes à la cryptosporidiose intestinale et respiratoire8 ,9,10,11,12,13. Contrairement à d'autres modèles de culture publiés, le système organoïde est représentatif des interactions réelles des parasites hôtes, permet d'achever le cycle de vie afin que toutes les étapes du cycle de vie du parasite puissent être étudiées, et maintient la propagation du parasite pour un jusqu'à 28 jours10.

Cryptosporidium parvum est un parasite apicomplexan qui infecte l'épithélium des voies respiratoires et intestinales, causant une maladie diarrhéique prolongée. Le stade environnemental résistant est l'oocyste, trouvé dans les aliments et l'eau contaminés14. Une fois ingérés ou inhalés, l'oocyste excyste et libère quatre sporozoites qui se fixent aux cellules épithéliales. Sporozoites glisser sur les cellules hôtes et engager les récepteurs cellulaires hôtes, mais le parasite n'envahit pas complètement la cellule, et semble induire la cellule hôte pour l'engloutir15. Le parasite, qui est intériorisé dans un compartiment intracellulaire mais extracytoplasmique, reste à la surface apicale de la cellule, se reproduisant dans un vacuole parasitophore. Il subit deux séries de reproduction asexuée, un processus appelé mérogonie. Pendant la mérogonie, les meronts de type I se développent qui contiennent huit mériozoites qui sont libérés pour envahir de nouvelles cellules. Ces mériozoites envahissent de nouvelles cellules pour se développer en meronts de type II contenant quatre mériozoites. Ces mériozoites, lorsqu'ils sont libérés, infectent les cellules et se développent en macrogamonts et microgamonts. Les microgametes sont libérés et fécondent les macrogametes produisant des zygotes qui mûrissent en oocystes. Les oocystes matures sont ensuite libérés dans le lumen. Les okys sont soit à parois minces qui excystent immédiatement pour réinfecter l'épithélium, soit à d'épais parois s'éparpés qui sont libérés dans l'environnement pour infecter le prochain hôte14. Toutes les étapes du cycle de vie de Cryptosporidium ont été identifiées dans le système de culture organoïde précédemment développé par notre groupe10.

Depuis organoïdes humains reproduisent fidèlement les tissus humains9,11,13, et de soutenir toutes les étapes réplicatrices de Cryptosporidium10, ils sont le système idéal de culture tissulaire pour étudier Biologie du cryptosporidium et interactions hôte-parasite. Ici nous décrivons les procédures pour infecter des organoïdes avec des oocysts de Cryptosporidium et des sporozoites excystés, et isoler les nouveaux oocysts produits dans ce système de culture de tissu.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toute la manipulation et la résection des tissus ont été effectuées en vertu des protocoles approuvés par la Commission d'examen institutionnel (CISR) avec le consentement du patient.

1. Préparation de C. parvum Oocysts pour l'injection

REMARQUE: Les oocystes de Cryptosporidium ont été achetés auprès d'une source commerciale (voir le Tableau des matériaux). Ces oocystes sont produits chez les veaux et sont stockés dans des salins tamponnés de phosphate (PBS) avec des antibiotiques. Ils peuvent être conservés pendant environ 3 mois à 4 oC et ne doivent jamais être congelés. Nous utilisons normalement des oocysts dans un délai d'un mois. Les organoïdes peuvent être infectés par des olécystes intacts, ou les sporozoites peuvent être isolés des olécystes exkysés et utilisés pour infecter les organoïdes s'il est important de ne pas avoir de report d'oocysts de l'inoculum d'origine.

  1. Préparer des oocystes de Cryptosporidium pour infecter les cellules (Figure 1A).
    1. Gardez les oocysts sur la glace tout au long de toutes les manipulations jusqu'à ce qu'ils soient ajoutés aux organoïdes.
    2. Calculer le nombre d'oocystes nécessaires pour une plaque complète de six puits d'organoïdes (généralement environ 5 x 105-2,5 x 105 pour la plaque). Comptez le nombre d'ougtiques dans un hémocytomètre pour vérifier la quantité et le transfert à un tube de centrifugeuse.
      REMARQUE: Pour faciliter la visualisation, les oocysts peuvent être mélangés 1:1 avec un anticorps fluorescent spécifique à l'oocyst (voir le Tableau des matériaux)avant d'être chargés sur l'hémocytomètre. Les oocysts étiquetés fluorophore peuvent alors être facilement visualisés et énumérés à l'aide d'un microscope à fluorescence. Nous suggérons d'injecter environ 100 à 1 000 oocystes/organoïdes. En général, 1 000 à 2 000 organoïdes peuvent être cultivés dans une assiette de six puits.
    3. Apportez le volume de la suspension des oocysts jusqu'à 900 L avec PBS. Ajouter 100 l'eau de javel au sodium (p. ex. Clorox) (à 4 oC). Incuber 10 min sur glace.
    4. Centrifugeuse de 3 min dans un microcentrifugeà 8 000 x g à 4 oC. Orientez les tubes de la centrifugeuse avec l'ouverture du bouchon vers l'intérieur. Le granule peut être difficile à voir afin de savoir où les parasites ont pelleté dans le tube est essentiel.
    5. Retirez le supernatant avec une pipette en prenant soin d'éviter le granule. Ajouter 1 ml du milieu Eagle modifié (DMEM) de Dulbecco pour mélanger.
    6. Centrifugeuse de 3 min dans un microcentrifugeà 8 000 x g à 4 oC.
    7. Répétez les lavages avec DMEM deux fois de plus.
    8. Préparer le milieu d'expansion (OME) ou le milieu organoïde de différenciation (OMD) auquel le taurocholate a été ajouté à une concentration finale de 0,5 % (w/v) (voir tableau des matériaux). Le taurocholate doit toujours être préparé et ajouté frais.
      REMARQUE: Nous avons utilisé avec succès 0,5% de taurocholate dans nos tests d'infection où l'inoculum est intact oocysts, et vu des taux améliorés d'infection sans effets délétères sur les cellules hôtes. Cependant, le taurocholate peut avoir des effets imprévus sur les cellules, et des concentrations plus faibles ont été utilisées avec succès dans les essais d'infection16.
    9. Resuspendre les oocysts dans 100 l de milieu de culture organoïde complété par 0,5% (w/v) taurocholate de sodium. Compter les oocysts à nouveau comme décrit dans l'étape 1.1.2.
    10. Ajouter le colorant vert rapide à la suspension afin de visualiser l'injection.
    11. Remplissez les pointes de microchargeur (voir le tableau des matériaux)avec la suspension d'oocyst et utilisez-la pour remplir les capillaires tirés.
      MISE EN GARDE: L'ensemble de la procédure doit être fait dans une hotte de culture de tissu avec des protocoles de sécurité de niveau 2. L'utilisation de masques est recommandée car les oocystes de Cryptosporidium peuvent également être infectieux lorsqu'ils sont en vol.

2. Purification in vitro des sporozoites de C. parvum Oocysts

  1. Purifiez les sporozoites des oocystes de C. parvum après le blanchiment et le lavage de l'eau de Javel comme décrit ci-dessus.
    1. Transférer les oocysts dans un tube de 15 ml. Resuspendre les oocysts dans le milieu d'excystation à température ambiante (0,75% w/v taurocholate de sodium dans DMEM) pour obtenir 1 x 107 oocystes/mL. L'ajout de taurocholate améliore le taux d'excystation des oocysts, améliorant le rendement de sporozoite.
    2. Suspension d'oocyst d'incubation à 37 oC pour 1 à 1,5 h.
    3. Vérifier l'échantillon au microscope pour vérifier l'étendue de l'excystation; 60-80% excystation est raisonnable pour une bonne récupération des sporozoites. Si le niveau d'excystation est faible, incuber plus longtemps (encore 30 min à 1 h).
    4. Déterminer le pourcentage d'excystation par rapport au nombre d'oocystes de départ. Excystation est calculé comme :
      % excystation [1 - (nombre d'oocystes intacts/nombre d'oocystes intacts au début)] x 100
    5. Laver les cellules pour enlever les réactifs excystation en ajoutant 14 ml de PBS ou de milieu, en mélangeant et en récupérant les cellules (oocystes intacts, coquilles d'oocyste et sporozoites) par centrifugation à 3 400 x g pendant 20 min pour récupérer les sporozoites. Aspirez soigneusement pour éviter de perdre des cellules.
    6. Resuspendre la pastille de sporozoite dans 1/2 ml de DMEM pour obtenir 3 x 107 oocystes/mL (basé sur le nombre d'oocystes de départ).
    7. Pour enlever les oocystes et les coquilles restants, filtrez la suspension à l'intérieur d'un filtre de 3 m (Figure 1B). Utilisez un appareil de décoche de filtre de 47 mm mladage muni d'un filtre en polycarbonate (taille de 3 pores m) fixé à un baril de seringue de 10 ml. Placez l'appareil de porte-filtre sur un tube de 15 ml. Placez l'assemblage dans un seau à glace ou dans une chambre froide.
    8. Ajouter 7,5 ml de suspension de sporozoite à l'assemblage du filtre et laisser filtrer par gravité. Lavez-vous avec un autre 7,5 ml de DMEM.
      REMARQUE: Pour assurer le succès dans l'isolement de sporozoite les oocysts frais et l'excystation bonne sont critiques. S'il y a trop d'oocystes non-xcysted, la suspension ne coulera pas par gravité. L'application de pression sur la seringue peut forcer des oocysts non-xcysted à travers. La microinjection de sporozoites est plus difficile que celle des ocycystes parce que les sporozoites peuvent s'agglutiner et bloquer le capillaire. Pour éviter cela, nous recommandons de faire une pointe capillaire plus large lors de l'injection d'organoïdes avec des sporozoites. Pour atteindre des niveaux suffisants d'infection, 2 à 4 fois le nombre de sporozoites doit être injecté dans chaque organoïde par rapport aux organoïdes infectés par des opostes.
    9. Centrifugelant la suspension filtrée de sporozoite à 3.400 x g utilisant un rotor de seau oscillant pendant 20 min aux sporozoites de granule.
    10. Resuspendre en 50 à 100 oL de milieu de culture organoïde OME ou OMD (voir le Tableau des Matériaux)complété par 0,05% (w/v) Colorant vert rapide et L-glutathione, bêtaine, L-cystéine, acide linoléique et tampon de réduction contenant de la taurine5 (voir le Tableau des matériaux).
      REMARQUE: L'incubation d'oocystes trop longtemps peut entraîner la lyse des sporozoites et une mauvaise récupération et devrait donc être évitée.

3. In Vitro Culture of Human Intestinal and Lung Organoids for Microinjection

  1. Organoïdes intestinaux de culture sous l'expansion et les conditions de médias de différenciation.
    note:    Les détails de la propagation intestinale et pulmonaire d'organoïde ont été précédemment décrits dans d'autres articles8,13(voirTableau des matériauxpour les recettes médiatiques). Ici, nous décrivons brièvement la méthode de culture organoïde avec une référence spécifique à l'optimisation pourCryptosporidiuml'injection et la croissance. Nous avons constaté que pour l'imagerie des parasites dans les organoïdes, les organoïdes cultivés dans le milieu d'expansion sont préférables à ceux dans les milieuis de différenciation cultivées car il y a moins d'accumulation de débris que celle observée dans les organoïdes cultivés dans le milieu de différenciation. Cependant, si l'objectif est d'isoler les opostes, les organoïdes cultivés dans les médias de différenciation produisent un nombre beaucoup plus élevé d'oocystes.
    1. Maintenir les organoïdes dans les cultures 3D dans la matrice extracellulaire (voir le Tableau des Matériaux) à 37 oC. Ajouter OME (médias d'expansion) sur le dessus et rafraîchir tous les jours.
      REMARQUE: Pour les organoïdes pulmonaires, nous n'avons pas de supports d'expansion et de différenciation distincts.
    2. Pour fendre et plaquer les organoïdes pour la microinjection, retirez les supports de la plaque de 6 puits contenant des organoïdes humains et ajoutez f12MD (Voir la table des matériaux)au puits et décomposez la matrice par pipetage avec une pointe de pipette de 1 ml plusieurs fois. Recueillir les cellules dans un tube de 15 ml (2 ml de F12 md par tube est suffisant pour d'autres procédures).
    3. Ajoutez 10 à 12 ml de F12 ML dans un autre tube de 15 ml et placez une tuyauterie en verre polie par le feu dans le milieu, pipette de haut en bas 3 fois pour briser les organoïdes intestinaux et pulmonaires humains.
      REMARQUE: Utilisez un long tuyau en verre (20 à 30 cm) et polissez-le brièvement. Ne pas faire l'ouverture (1 mm de diamètre) très petit parce que les organoïdes peuvent être endommagés. Rendre la pointe de la tuyauterie lisse en la polissant brièvement. Casser les organoïdes en petits morceaux de 50 m. Les organoïdes pulmonaires ont une membrane externe plus épaisse et nécessitent donc un cisaillement plus fort avec la pipette en verre par rapport aux organoïdes intestinaux. En outre, ils ont un taux de croissance plus lent que les organoïdes intestinaux (jusqu'à 14 jours entre chaque passage).
    4. Ajouter le F12MD jusqu'à 5 x 7 ml et la centrifugeuse à 350 x g pendant 5 min.
      REMARQUE: La vitesse de centrifugation dans cette étape est plus élevée que la normale afin de faire une bonne pastille cellulaire qui est bien séparée de la matrice extracellulaire (voir le tableau des matériaux). Nous avons observé que par rapport aux organoïdes de l'intestin grêle de souris, les organoïdes intestins grêles humains sont plus difficiles à perturber.
    5. Retirer le plus de milieu possible sans déranger les cellules, puis resuspendre la pastille avec une matrice maintenue à 4 oC; Il faut 200 à 300 l de matrice par puits d'une plaque de six puits. Les organoïdes doivent être divisés un sur trois pour maintenir une densité cellulaire assez élevée.
    6. Déposer les organoïdes dans des gouttelettes matricielles d'environ 5 à 10 l chacun dans le puits d'une plaque de six puits. Incuber de 20 à 30 min à 37 oC, puis ajouter le milieu d'expansion (OME) sur le dessus.
    7. Changez le support tous les 2/3 jours.
      REMARQUE: En environ 5 à 7 jours, les organoïdes poussant dans l'EM atteignent une taille de 100 à 200 m et sont prêts pour l'injection.
    8. Pour différencier les organoïdes, après 5 à 6 jours en EM, changer les médias en conditions de médias de différenciation (DM) et de garder pendant 5 à 6 jours supplémentaires avant d'injecter les parasites.
      REMARQUE: Pour l'expansion des organoïdes, il est recommandé de plaquer les organoïdes densément. Pour la microinjection, l'utilisation d'une plaque de six puits est recommandée avec des organoïdes plaqués à une densité moindre. Par exemple, les organoïdes de plaque de trois puits d'une plaque de six puits dans une plaque pleine de six puits pour des microinjections. La matrice doit être maintenue à -20 oC pour l'entreposage à long terme et décongelée à 4 oC ou sur la glace avant utilisation. L'expansion des organoïdes pulmonaires est faite est d'une manière similaire, mais en utilisant des composants médias spécifiques organoïdes pulmonaires (tableau 1)8 .

4. Microinjection d'Oocysts/Sporozoites dans l'Organoid Lumen

  1. Micro-injecter des parasites dans le côté apical de l'organoïde 3D (Figure 2).
    1. Préparer des capillaires en verre de 1 mm de diamètre à l'aide d'un puller micropipette.
      REMARQUE: Les paramètres utilisés sur le puller micropipette (Voir tableau des matériaux)sont les suivantes : Chaleur 663, Pull 100, Vitesse 200, Temps et 40 ms. Les paramètres devront être ajustés en fonction des instructions de l'utilisateur pour une machine particulière.
    2. Couper la pointe du capillaire avec des forceps. La taille/diamètre de l'extrémité capillaire mesure environ 9 à 12 m; cela permet un flux facile d'oocysts (taille de 4 à 5 m).
    3. Remplissez les capillaires d'une suspension d'oocyste ou de sporozoite à l'aide de pointes de microchargeur.
    4. Chargez le capillaire rempli d'oocystsur un micro-injecteur.
    5. Microinjecter 100 à 200 nL suspension dans chaque organoïde sous un microscope inversé à grossissement 5x, en gardant la pression constante. Après la microinjection, rafraîchissez les médias avec OME ou OMD tous les jours et maintenez la plaque à 37 oC.
      REMARQUE: Nous n'utilisons pas de micromanipulateur pour la microinjection. L'utilisation du même capillaire est recommandée pour toute l'expérience afin d'assurer une injection égale dans chaque échantillon.

5. La coloration immunofluorescence des organoïdes

  1. Recueillir les organoïdes (1/2 x 24 puits) avec une pipette P1000 dans un tube de 15 ml contenant du F12 froid.
  2. Pellet organoïdes à 300 x g pendant 2 min, retirer le supernatant sans perturber la pastille, et doucement pipet la boulette lâche dans le volume restant.
  3. Ajouter 5 ml de paraformaldéhyde de 2 % dans le PBS. Pour empêcher les organoïdes de coller au mur ne pas inverser le tube. Laisser les organoïdes se déposer au fond du tube et fixer à 4 oC pendant la nuit ou 1 h à température ambiante.
  4. Retirez le fixatif et ajoutez 10 ml de tampon de perméabilisation (0,2 % de Triton en PBS).
  5. Faire pivoter le tube à température ambiante pendant 20 min (ce qui garantit que tous les organoïdes restent en suspension).
  6. Pelleter les organoïdes à 300 x g pendant 2 min, puis jeter le supernatant.
  7. Resuspendre délicatement les organoïdes dans 500 l de solution de blocage (Voir la Table des Matériaux)et transférer dans un tube microcentrifuge de 2 ml.
  8. Incuber 20 min à température ambiante sur un shaker. Laisser les organoïdes se déposer au fond du tube par gravité. Remplacez la solution de blocage par une solution d'anticorps primaire (Voir tableau des matériaux)et incubez pendant 1 h à la température ambiante ou pendant la nuit à 4 oC.
  9. Laver 3x avec PBS contenant 0,1% d'entretrois. Laissez les organoïdes s'installer à chaque fois et retirez le supernatant.
  10. Ajouter la solution d'anticorps secondaire (Voir la table des matériaux) et couver pendant 2 h à température ambiante.
  11. Laver 3x avec PBS contenant 0,1% d'entretrois. Laisser 50 l de PBS après le troisième lavage.
  12. Montez sur la glissière en pipetilant les organoïdes suspendus dans 50 L de PBS sur la glissière. Retirez l'excès de PBS, ajoutez une goutte d'agent de montage (Voir la table des matériaux) et ajoutez la feuille de couverture sur le dessus. Sceller les côtés avec du vernis à ongles et laisser sécher.

6. Isolement des okysdes des organoïdes

  1. Isoler les oocysts nouvellement formés du lumen organoïde.
    note:    Les okycystes sont isolés des organoïdes par séparation immunomagnétique à l'aide d'un kit d'isolementTableau des matériaux) avec les modifications décrites ci-dessous. Les oocysts isolés peuvent alors être analysés par immunofluorescence et microscopie électronique.
    1. Commencez par les organoïdes différenciés qui ont été maintenus dans OMD pendant 5-7 jours et qui sont non infectés, infectés pendant 1 jour et infectés pendant 5 jours. Utilisez les deux premiers comme contrôles négatifs.
      REMARQUE: Nous avons constaté que les organoïdes différenciés produisent plus d'oocystes que les organoïdes intestinaux ou en expansion10.
    2. Recueillir les organoïdes dans des tubes centrifugeurs de 15 ml. Centrifuger les organoïdes pendant 20 min à 3 000 x g et 10 oC.
      REMARQUE: Cette vitesse élevée est nécessaire pour s'assurer qu'aucun oocysts n'est perdu hors de tous les organoïdes qui peuvent être cassés.
    3. Retirer le support organoïde et le remplacer par 5 ml d'eau.
    4. Perturber les organoïdes en répétant des pipetilles vigoureuses avec une pipette Pasteur en verre poli e.
    5. Si les amas sont visibles, transférer la suspension organoïde à un homogénéisateur de dounce de verre, et homogénéiser jusqu'à ce que les organoïdes soient bien perturbés. L'homogénéisateur dounce n'affectera pas les oocysts.
    6. Une fois qu'il n'y a pas d'amas visibles, ajoutez 5 ml de tampon A du kit d'isolement d'oocyst. Mélanger, puis ajouter 120 l de perles magnétiques recouvertes d'igM anti-oocyst.
    7. Incuber la suspension cellulaire et les perles magnétiques pendant 2 h à température ambiante avec un mélange continu sur une plate-forme de bascule.
    8. À la fin de l'incubation, placez les tubes contenant des cellules et des perles sur un support de séparation magnétique conçu pour les tubes de 15 ml.
    9. Faire pivoter manuellement les tubes dans un support de séparation magnétique pendant 3 min. Les perles adhéreront au côté du tube à côté de l'aimant.
    10. Soigneusement, avec une pipette de 10 ml, retirer le supernatant des perles. Resuspendre les perles dans 450 L de tampon B et transférer dans un tube microcentrifuge de 1,5 ml.
      REMARQUE: Gardez le supernatant jusqu'à ce que l'isolement des oocysts soit confirmé.
    11. Pour recueillir les perles et les oocystes restants, lavez le tube de 15 ml avec 450 l de tampon B et ajoutez ce lavage aux perles magnétiques dans le tube de microcentrifuge.
    12. Répétez l'étape 6.1.11 une fois de plus. Toutes les perles et les ougtiques capturés doivent maintenant être transférés dans le tube de microcentrifuge.
    13. Placez le tube de microcentrifuge sur un support de séparation magnétique conçu pour tenir des tubes de microcentrifuge.
    14. Faire pivoter le tube dans le support de séparation magnétique à la main pendant 3 min.
    15. Retirez soigneusement le supernatant avec une pipette dans un nouveau tube.
      REMARQUE: Gardez le supernatant jusqu'à ce que l'isolement des oocysts soit confirmé.
    16. Retirez le tube de microcentrifuge contenant des perles magnétiques et des oocysts du support de séparation magnétique.
    17. Ajouter 100 OL de 0,1 N HCl aux perles magnétiques pour éliper les oocysts des perles. Vortex pour 30 s.
      REMARQUE: Vortexer doit être réglé à un peu moins de la vitesse maximale.
    18. Incuber les perles dans 0.1 N HCl pendant 10 min à température ambiante.
    19. Vortex encore. Placez ensuite le tube sur le support de séparation magnétique. Attendez que les perles adhèrent au côté du tube, puis transférez le supernatant dans un nouveau tube de microcentrifuge.
    20. Répétez les étapes 6.1.17 à 6.1.19 et combinez la deuxième éluate avec la première élution.
    21. Neutralisez l'éluate avec 20 oL de 1 N NaOH, ou un autre tampon neutralisant tel que 1 M Tris, pH 8.
    22. Pour compter les oocystes, prenez 10 l'uluate, combinez-le avec 10 oL d'anticorps spécifiques à l'oocyste (Voir tableau des matériaux)et comptez les oocystes fluorescents sur un hémocytomètre.
      REMARQUE: Les oocystes isolés peuvent être stockés à 4 oC ou utilisés immédiatement pour l'immunofluorescence ou la microscopie électronique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les protocoles présentés ici donnent lieu à une purification efficace des oocystes et des sporozoites (Figure 1A) prêts pour la microinjection. Le protocole d'excystation entraîne la libération de sporozoites à partir d'environ 70 à 80 % des oocystes, il est donc essentiel de filtrer les oocystes et les coquilles restants à l'intérieur d'un filtre de 3 m. La filtration entraîne près de 100 % de purification de la sporozoite (figure 1B). En outre, l'ajout d'un co...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La culture des parasites de Cryptosporidium dans les organoïdes intestinaux et de voie aérienne fournit un modèle précis pour étudier des interactions hôte-parasite10 mais a également beaucoup d'autres applications. Par exemple, les méthodes actuelles de sélection et de propagation des parasites cryptosporidium génétiquement modifiés nécessitent un passage chez la souris19 qui ne permet pas l'isolement des parasites qui ont des modifications essentielles p...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Nous sommes reconnaissants à Deborah A. Schaefer de l'École des sciences biomédicales animales et comparées, College of Agriculture and Life Sciences, University of Arizona, Tucson, AZ, Usa pour nous aider avec la production et l'analyse d'oocyst. Nous remercions également Franceschi Microscopy and Imaging Center et D.L. Mullendore de l'Université d'État de Washington pour la préparation et l'imagerie tem des ovocytes organoïdes isolés.

D.D. est le bénéficiaire d'une subvention VENI de l'Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (NWO-ALW, 016.Veni.171.015). I.H. est le bénéficiaire d'une subvention VENI de l'Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (NWO-ALW, 863.14.002) et a été soutenu par les bourses Marie Curie de la Commission européenne (Proposition 330571 FP7-PEOPLE-2012-IIF). La recherche menant à ces résultats a reçu un financement du Conseil européen de la recherche dans le cadre de l'accord de subvention avancée no 67013 de l'ERC et de la NIAIH des NIH dans le cadre de R21 AT009174 à RMO. Ce travail fait partie de l'Institut Oncode, qui est en partie financé par la Société néerlandaise du cancer et a été financé par une subvention de la Société néerlandaise du cancer.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Extrait de membrane basale (matrice extracellulaire)amsbio3533-010-02  ; Anticorps
Crypt-a-Glo (anticorps spécifique de l’oocyste)Waterborne, IncA400FLR-1XConcentration finale = Utiliser 2-3 gouttes/lame
Crypto-Grab IgM coated Magnetic billesWaterborne, IncIMS400-20  ;
Dynamag 15rack Thermofisher Scientific12301D  ;
Dynamag 2 rackThermofisher Scientific12321D  ;
EMD Millipore  ; Filtres à membrane en polycarbonate isopore - 3µ ; mEMD-MilliporeTSTP02500  ;
Colorant vert rapideSIGMAF7252-5G  ;   ;  ;
Micro-injecteur Femtojet 4iEppendorf5252000013  ;
Capillaires en verre de 1 mm de diamètreWPITW100F-4  ;
Matrigel (matrice extracellulaire)Corning356237  ;
Tube microfuge 1,5 mLEppendorfT9661-1000EA  ;
Embouts de micro-chargeurEppendorf612-7933  ;
Extracteur de micropipette P-97Instrument à obturateurP-97  ;
Sérum d’âne normalBio-RadC06SB&nbsp ;
PenstrepGibco15140-122  ;
Hypoclorite de sodium (utiliser 5 %)Clorox50371478  ;
Super stick slidesWaterborne, IncS100-3  ;
Swinnex-25 47 mm Porte-filtre en polycarbonateEMD-MilliporeSX0002500  ;
Sel de sodium d’acide taurocholique hydratéSIGMAT4009-5G  ;
Tween-20Merck8221840500  ;
Agent de montage VectashieldVector LabsH-1000  ;
Vortex Genie 2Scientific industries, IncSI0236  ;
Adv+++ (DMEM+Penstrep+Glutamax+Hepes)  ;   ; Quantité finale
DMEMInvitrogen12634-010500 mL
PenstrepGibco15140-1225 mL de stock dans 500 mL de DMEM
GlutamaxGibco350500385 mL de stock dans 500 mL de DMEM
HepesGibco156300565 mL de stock dans 500 mL de DMEM
ORGANOÏDE INTESTINAL (Milieu d’expansion)  ;   ; Concentration finale
A83-01Tocris2939-50mg0,5 & micro ; M
Adv+++  ;  ;jusqu’à 100 ml
B27Invitrogen175040441x
EGFPeprotechAF-100-1550 ng/mL
GastrinTocris3006-1mg10 nM
NACSigmaA9125-25G1,25 mM
NICSigmaN0636-100G10 mM
Noggin CMSur place*  ;10 %
Inhibiteur de P38 (SB202190)SigmaS7076-25 mg10 µ ; M
PGE2Tocris2296/1010 nM
PrimocinInvivoGenant-pm-11 mL/500 mL media
RSpoI CMSur place*  ;20 %
Wnt3a CMSur place*  ;50 %
Sur place* - des lignées cellulaires seront fournies sur demande.  ;  ;
ORGANOÏDES INTESTINAUX-OMD (Milieu de différenciation)nbsp ;  ;Pour différencier les organoïdes, des organoïdes de l’intestin grêle en expansion ont été cultivés dans un milieu riche en Wnt pendant six à sept jours après la séparation, puis cultivés dans un milieu de différenciation (retrait de Wnt, de nicotinamide, de SB202190, dans un milieu de différenciation (retrait de Wnt, de nicotinamide, de SB202190, de prostaglandine E2 d’un milieu riche en Wnt ou OME)
LUNG ORGANOID MEDIA- LOM (Differentiation media)  ;   ; Concentration finale
Adv+++  ;  ;jusqu’à 100 ml
ALK-I A83-01Tocris2939-50mg500 nM
B27Invitrogen175040440.0763888889
FGF-10Peprotech100-26100 ng/mL
FGF-7Peprotech100-1925 ng/mL
N-acétylcystéineSigmaA9125-25G1,25 mM
NicotinamideSigmaN0636-100G5 mM
Noggin UPEU-Protein ExpressContacter l’entreprise directement10 %
p38 MAPK-ISigmaS7076-25 mg1 µ ; M
PrimocinInvivoGenant-pm-11:500
RhoKI Y-27632Abmole BioscienceM1817_100 mg2.5 µ ; m
Rspo UPEU-Protein ExpressContacter directement l’entreprise10
 %Tampon réducteur (pour la remise en suspension des oocystes et des sporozoïtes pour injection)  ;   ; Concentration finale
L-Glutathion réduitSigmaG4251-10MG0,5 &mu ; g/&mu ; L de OME/OMD/LOM
BetaineSigma619620.5 &mu ; g/&mu ; L de OME/OMD/LOM
L-CysteineSigma168149-2.5G0.5 &mu ; g/&mu ; L d’OME/OMD/LOM
Acide linoléiqueSigmaL1376-10MG6.8 &mu ; g/mL d’OME/OMD/LOM
TaurineSigmaT0625-10MG0.5 &mu ; g/&mu ; L de tampon bloquant OME/OMD/LOM
(pour la coloration par immunofluorescence)  ;   ; Concentration finale
Âne/Chèvre sérumBio-RadC06SB2 %
PBSThermo-Fisher70011044Jusqu’à 100 mL
Tween 20MerckP13790,1
 %Liste des anticorps utilisés   ;   ;   ;
Alexa 568 chèvre anti-lapinInvitrogenA-11011Dilution-1:500 ; RRID : AB_143157
Crypt-a-Glo Comprehensive Kit- Anticorps marqué à la fluorescéine Crypto-GloWaterborne, IncDilution A400FLK- 1:200
Crypta-Grab IMS Beads- Perles magnétiques enrobées d’anticorps monoclonal réactifWaterborne, IncIMS400-20Dilution-1:500
DAPIThermo Fisher ScientificD1306Dilution-1:1 000 ; RRID : AB_2629482
Phalloïdine-Alexa 674InvitrogenA22287Dilution-1:1 000 ; RRID :
Anticorps anti-gp15 de AB_2620155 Rabbit généré par R. M. O' Connor (co-auteur).Sur demandeSur demandeDilution-1:500
Sporo-GloWaterborne, IncA600FLR-1XDilution- 1:200
&

Références

  1. Checkley, W., et al. A review of the global burden, novel diagnostics, therapeutics, and vaccine targets for Cryptosporidium. The Lancet Infectious Diseases. 15 (1), 85-94 (2015).
  2. Bones, A. J., et al. Past and future trends of Cryptosporidium in vitro research. Experimental Parasitology. 196, 28-37 (2018).
  3. Muller, J., Hemphill, A. In vitro culture systems for the study of apicomplexan parasites in farm animals. International Journal for Parasitology. 43 (2), 115-124 (2013).
  4. Karanis, P., Aldeyarbi, H. M. Evolution of Cryptosporidium in vitro culture. International Journal for Parasitology. 41 (12), 1231-1242 (2011).
  5. Morada, M., et al. Continuous culture of Cryptosporidium parvum using hollow fiber technology. International Journal for Parasitology. 46 (1), 21-29 (2016).
  6. DeCicco RePass, M. A., et al. Novel Bioengineered Three-Dimensional Human Intestinal Model for Long-Term Infection of Cryptosporidium parvum. Infection and Immunity. 85 (3), (2017).
  7. Miller, C. N., et al. A cell culture platform for Cryptosporidium that enables long-term cultivation and new tools for the systematic investigation of its biology. International Journal for Parasitology. 48 (3-4), 197-201 (2018).
  8. Sachs, N., et al. Long-term expanding human airway organoids for disease modelling. bioRxiv. , https://www.biorxiv.org/content/early/2018/05/09/318444 (2018).
  9. Dutta, D., Clevers, H. Organoid culture systems to study host-pathogen interactions. Current Opinion in Immunology. 48, 15-22 (2017).
  10. Heo, I., et al. Modelling Cryptosporidium infection in human small intestinal and lung organoids. Nature Microbiology. 3 (7), 814-823 (2018).
  11. Dutta, D., Heo, I., Clevers, H. Disease Modeling in Stem Cell-Derived 3D Organoid Systems. Trends in Molecular Medicine. 23 (5), 393-410 (2017).
  12. Clevers, H. Modeling Development and Disease with Organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
  13. Sato, T., et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett's epithelium. Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).
  14. O'Hara, S. P., Chen, X. M. The cell biology of Cryptosporidium infection. Microbes and Infection. 13 (8-9), 721-730 (2011).
  15. Lendner, M., Daugschies, A. Cryptosporidium infections: molecular advances. Parasitology. 141 (11), 1511-1532 (2014).
  16. Feng, H., Nie, W., Sheoran, A., Zhang, Q., Tzipori, S. Bile acids enhance invasiveness of Cryptosporidium spp. into cultured cells. Infection and Immunity. 74 (6), 3342-3346 (2006).
  17. O'Connor, R. M., Kim, K., Khan, F., Ward, H. Expression of Cpgp40/15 in Toxoplasma gondii: a surrogate system for the study of Cryptosporidium glycoprotein antigens. Infection and Immunity. 71, 6027-6034 (2003).
  18. Wilke, G., et al. Monoclonal Antibodies to Intracellular Stages of Cryptosporidium parvum Define Life Cycle Progression In Vitro. mSphere. 3 (3), (2018).
  19. Vinayak, S., et al. Genetic modification of the diarrhoeal pathogen Cryptosporidium parvum. Nature. 523 (7561), 477-480 (2015).
  20. Dijkstra, K. K., et al. Generation of Tumor-Reactive T Cells by Co-culture of Peripheral Blood Lymphocytes and Tumor Organoids. Cell. 174 (6), 1586-1598 (2018).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Technique de microinjectionPurification des sporozo tesProtocole d excystationSyst me d organo des 3DInteraction h te microbeEssai d immunofluorescenceM thode de filtrationInjection apicale
Étudier l'infection à Cryptosporidium dans les systèmes de culture organoïde humaine dérivés de tissus 3D par microinjection
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.