Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Livraison d'anticorps dans le cerveau murine via la livraison convection-améliorée

8.6K vues

⸱

DOI :

10.3791/59675

⸱

18 juillet 2019

 ,  ,  , 
1Institute of Laboratory Animal Science, University of Zurich

Dans cet article

Résumé

L'accouchement par convection (CED) est une méthode permettant une livraison efficace des produits thérapeutiques dans le cerveau par perfusion directe de grands volumes de tissus. La procédure nécessite l'utilisation de cathéters et une procédure d'injection optimisée. Ce protocole décrit une méthodologie pour LED d'un anticorps dans un cerveau de souris.

Résumé

L'accouchement enrichi par convection (DEC) est une technique neurochirurgicale permettant une perfusion efficace de gros volumes cérébraux à l'aide d'un système de cathéter. Une telle approche fournit une méthode d'accouchement sûre en contournant la barrière hémato-encéphalique (BBB), permettant ainsi un traitement à l'aide d'une thérapie à faible perméabilité à la BBB ou pour laquelle l'exposition systémique n'est pas souhaitée, par exemple, en raison de la toxicité. Le CED nécessite l'optimisation de la conception du cathéter, du protocole d'injection et des propriétés de l'infusate. Avec ce protocole, nous décrivons comment effectuer LECE d'une solution contenant jusqu'à 20 g d'un anticorps dans le putamen caudate de souris. Il décrit la préparation des cathéters d'étape, les testant in vitro et exécutant le CED chez les souris utilisant un programme d'injection rampant. Le protocole peut être facilement ajusté pour d'autres volumes de perfusion et peut être utilisé pour injecter divers traceurs ou substances pharmacologiquement actives ou inactives, y compris les chimiothérapies, cytokines, particules virales et liposomes.

Introduction

La barrière hémato-encéphalique (BBB) forme une frontière semi-perméable séparant le système nerveux central (SNC) de la circulation sanguine. Atteindre le SNC avec des traitements est cependant nécessaire dans le contexte de diverses maladies, comme les tumeurs cérébrales, la maladie d'Alzheimer (MA) ou la maladie de Parkinson (PD) entre autres1. Cela devient important dans le développement de nouvelles thérapies, surtout si le médicament testé présente une faible perméabilité BBB ou son exposition systémique peut conduire à une toxicité dangereuse1,2. Certains des anticorps cliniquement utilisés affichent ces deux caractéristiques. Une solution à ce problème serait de livrer la thérapeutique directement derrière le BBB.

L'accouchement enrichi par convection (DEC) est une technique neurochirurgicale permettant une perfusion efficace de grands volumes cérébraux. Ceci est réalisé en installant chirurgicalement un ou plusieurs cathéters dans la zone cible. Pendant l'application de drogue, un gradient de pression est formé à l'ouverture du cathéter, qui devient la force motrice de la dispersion d'infusate dans le tissu3,4. C'est donc la durée de l'infusion et non les coefficients de diffusion qui déterminent la plage de perfusion2,4,5. Ceci fournit la livraison uniforme de l'infusate au-dessus d'un volume de cerveau beaucoup plus grand comparé aux méthodes conventionnelles, de diffusion basée d'injection intracérébrale2,6. Dans le même temps, cette modalité d'administration a un risque plus faible de lésions tissulaires2. En conséquence, LE DEC peut permettre l'administration sûre et efficace des chimiothérapeutiques conventionnels pour le traitement des tumeurs de CNS, aussi bien que la livraison des agents immunomodulateurs ou des anticorps agonistiques et antagonistes dans une multitude d'autres désordres de CNS2 ,7,8,9. CED est actuellement testé dans les thérapies de la maladie de Parkinson, la maladie d'Alzheimer, ainsi que le gliome de haute qualité2,7,8,10,11.

La conception du cathéter et le régime d'injection sont parmi les facteurs les plus importants influençant le résultat de CED 10,12,13,14,15,16. En outre, il nécessite des propriétés physicochimiques spécifiques de l'infusate, y compris la taille modérée des particules, une charge anionique, et une faible affinité tissulaire 10,17. Chacun de ces paramètres doit être potentiellement ajusté en fonction des caractéristiques histologiques de la région du cerveau pour être ciblé2,10,17.

Ici nous décrivons la méthodologie pour exécuter CED d'une solution d'anticorps dans le putamen caudate (striatum) des souris. En outre, le protocole comprend la préparation de cathéters d'étape dans une configuration de laboratoire, les tester in vitro et effectuer le CED.

Il existe plusieurs conceptions de cathéter disponibles dans la littérature, différant par la forme de la canule, les matériaux utilisés et le nombre d'ouvertures de cathéter12,15,18,19,20 ,21,22. Nous utilisons un cathéter d'étape fait d'un capillaire de silice fusionné dépassant 1 mm d'une aiguille en métal d'extrémité émoussée. Cette conception de cathéter peut être facilement fabriquée dans un laboratoire de recherche et donne de façon reproductible de bons résultats DEC une fois examiné in vitro avec des blocs d'agarose avec des paramètres physiques ressemblant au parenchyme cérébral in vivo23.

De plus, nous mettons en œuvre un régime de rampe ment pour la livraison de 5 L d'infusate in vivo. Dans un tel protocole, le taux d'injection est augmenté de 0,2 L/min à un maximum de 0,8 L/min, minimisant ainsi les chances d'infuser le reflux le long du cathéter ainsi que le risque de lésions tissulaires16. En utilisant ce protocole, nous avons administré avec succès des souris avec jusqu'à 20 g d'anticorps dans 5 L de PBS au cours de 11 min 30 s.

Le protocole peut être facilement ajusté pour d'autres volumes de perfusion ou pour l'injection de diverses autres substances, par exemple chimiothérapeutiques, cytokines, particules virales ou liposomes2,10,14,18 ,22. En cas d'utilisation d'infusate avec des propriétés physicochimiques radicalement différentes par rapport à une solution de saline tamponnée de phosphate (PBS) ou de liquide céphalo-rachidien artificiel (aCSF) d'anticorps, des étapes de validation supplémentaires sont recommandées. Pour l'assemblage, la validation et le CED du cathéter, nous décrivons toutes les étapes à l'aide d'un robot stéréotaxique avec une unité de forage et d'injection montée sur un cadre stéréotaxique régulier. Cette procédure peut également être effectuée avec un cadre stéréotaxique manuel relié à la pompe programmable de microinfusion qui peut conduire les microseringues en verre décrites.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par l'Office vétérinaire cantonal suisse sous le numéro de licence ZH246/15.

1. Préparation des cathéters d'étape

  1. Préparation d'un tube de silice fusionné pour l'étape du cathéter
    1. Couper le capillaire de silice fusionné avec un diamètre intérieur de 0,1 mm et une épaisseur de mur de 0,0325 mm à une longueur de 30 mm.
    2. Examinez le tube pour les fissures et polir la chaleur les extrémités à l'aide d'une microforge pour s'assurer que les ouvertures de tuyauterie ont une surface lisse.
  2. Fixation du tube intérieur dans une aiguille métallique
    1. Montez une aiguille de 27 G sur une seringue de 10 l et placez la seringue dans un robot stéréotaxique.
    2. À l'aide du robot, déplacez la seringue sur une surface dure et touchez-la avec la pointe de l'aiguille. Cette position doit être notée ou enregistrée dans le logiciel car elle servira de surface de référence pour définir la longueur de l'étape cathéter.
    3. Élever l'aiguille pour permettre le placement du capillaire de silice fusionné à l'intérieur de l'aiguille
    4. Placez le capillaire de silice fusionné dans l'aiguille de telle sorte que 20 mm du capillaire dépassent de l'aiguille.
    5. À l'aide d'une pipette, répartir uniformément 2 l d'adhésif cyanoacrylate à haute viscosité sur le capillaire, à partir de l'aiguille métallique et en finissant 10 mm au-dessus de l'extrémité inférieure du capillaire, comme le montre la figure 2.
    6. À l'aide du robot stéréotaxique, abaisser l'aiguille jusqu'à ce que la pointe de l'aiguille métallique soit de 1 mm au-dessus de la surface de référence. De cette façon, le capillaire de silice fusionné sera fixé dans l'aiguille métallique et formera un pas de 1 mm de la pointe de l'aiguille métallique. Enlever tout excès de colle qui se forme à l'extrémité de l'aiguille métallique pour éviter d'émousser l'étape.
    7. Attendez 15 min pour que la colle durcisse et retirez la seringue avec le cathéter du robot stéréotaxique. Confirmez qu'à l'étape toute la colle excédentaire a été enlevée en vérifiant la pointe du cathéter sous un microscope.
  3. Test du cathéter d'étape à l'aide d'un bloc d'agarose
    1. Préparer la solution d'agarose de 0,6 % dans LE PBS dans un bac à gel conventionnel et attendre qu'elle polymérise. Couper l'agarose en blocs d'environ 20 mm x 20 mm. Jusqu'à utilisation, gardez les blocs immergés dans PBS.
    2. Remplissez manuellement la seringue de cathéter d'étape avec 10 l de la solution de 0,4% de bleu trypan filtré.
    3. À l'aide du robot stéréotaxique, distribuez 1 l à 0,2 l/min afin d'évaluer l'étanchéité de l'étape du cathéter pendant la procédure de fixation. La solution bleu Trypan doit être visible uniquement sur la pointe du cathéter. Essuyez-le avec un papier mouchoir.
    4. Placez le bloc d'agarose dans le robot stéréotaxique et calibrez le robot de sorte que la pointe du cathéter soit référencée contre la surface du bloc d'agarose.
    5. Programmez les paramètres d'injection pour LE DEC.
      1. Pour le volume d'injection de 5 L, utilisez les étapes suivantes : 1 L à 0,2 l/min, puis 2 l à 0,5 l/min et 2 l à 0,8 L/min. Ajuster le volume d'injection final selon le plan expérimental spécifique en modifiant proportionnellement la durée de chacune des étapes.
      2. Afin d'injecter la solution dans le putamen caudé murine (striatum), effectuer une telle injection dans une position de 1 mm frontale et 1,5 -2 mm latérale de bregma à la profondeur de 3,5 mm.
      3. Après l'injection, laisser le cathéter en place pendant 2 min, puis se rétracter à 1 mm/min pour assurer une dispersion adéquate du liquide dans le cerveau et l'étanchéité du tractus d'injection pendant l'ablation du cathéter.
        REMARQUE: Selon le robot stéréotaxique spécifique utilisé, tous les paramètres peuvent être programmés en un seul script. Un script d'exemple est disponible sous forme de matériel supplémentaire..
    6. Démarrer la procédure CED et injecter 5 l l de solution trypan bleu dans le bloc d'agarose.
    7. Évaluer la forme du nuage de bleu trypan dans l'agarose et les fuites potentielles le long du cathéter. Trypan bleu devrait former un ellipsoïde ou un nuage rond avec le centre autour de l'extrémité du cathéter et un diamètre d'au moins 1 mm. Aucun reflux important sur la pointe de l'aiguille métallique ne doit être visible.
    8. Placez un nouveau bloc d'agarose et commencez une deuxième injection de 1 l à 0,2 L/min afin d'évaluer le colmatage du cathéter avec l'agarose. Trypan bleu devrait à nouveau commencer à former un nuage à partir de la pointe du cathéter immédiatement après le début de l'injection.
    9. Évaluer si le volume restant de la seringue correspond à 3 L. Toute variation peut pointer vers une fuite de liquide à travers le montage du cathéter ou le piston de seringue.
    10. Si toutes les injections d'essai sont réussies, le cathéter est bien scellé, droit et aucune solution bleu trypan n'est observée à partir d'autres endroits que la pointe du cathéter, laver le cathéter avec déionisé H2O (dH2O) jusqu'à ce qu'aucune trace de bleu trypan ne soit visible et laver dix fois comme suit : 70 % d'éthanol et 100 % d'éthanol, suivi s'il est de nouveau rincé avec 70 % d'éthanol et de l'eau déionisée propre.
    11. Conserver le cathéter dans des conditions sèches.

2. Convection-amélioré livraison de la solution d'anticorps dans le cerveau de Murine

REMARQUE: Selon les règlements locaux sur le bien-être animal, divers types d'anesthésiques, d'analgésiques et d'antibiotiques peuvent être mis en œuvre pour cette procédure. Ce protocole décrit l'utilisation de l'anesthésie par injection. Les anesthésiques par inhalation tels que l'isoflurane peuvent également être utilisés en montant un masque nasal sur le cadre stéréotaxique. En outre, nous recommandons d'ajouter des antibiotiques à l'eau potable pour la prophylaxie infectieuse.

  1. Configuration chirurgicale
    1. Préparer des solutions d'anesthésie et d'antidote. Les souris peuvent être anesthésiées en toute sécurité à l'aide d'une anesthésie à trois composants contenant du fentanyl (0,05 mg/kg), du midazolam (5 mg/kg) et de la médetomidine (0,5 mg/kg) diluée en dH 2 O stérile. Nous effectuons une procédure de réveil en deux étapes à l'aide de deux solutions antidote, l'une contenant du flumazenil (0,5 mg/kg) et la buprénorphine (0,1 mg/kg) en dH2O stérile (première solution antidote). Le second contient de l'atipamézole (2,5 mg/kg) en dH2O stérile (deuxième solution antidote).
    2. Préparer une solution d'analgésie contenant du carprofène (5,667 mg/kg) dilué avec dH2O stérile.
    3. Nettoyez le cadre stéréotaxique, le coussin chauffant et les éléments du robot stéréotaxique. Gardez à l'esprit que toutes les parties du robot ne peuvent pas être nettoyées sans risque de dommages. Consultez le manuel du robot pour plus de détails sur le nettoyage et la préparation à l'utilisation.
    4. Assembler la seringue avec le cathéter d'étape et la rincer plusieurs fois avec dH2O, 70% d'éthanol et 100% d'éthanol suivi de rinçage à nouveau avec 70% d'éthanol et dH2O. Enfin, rincer la seringue avec du PBS ou d'autres tampons à utiliser pour la préparation de la solution pour l'injection intracrânienne, par exemple le liquide céphalo-rachidien artificiel. Le piston de la seringue doit se déplacer en douceur et librement pendant toute la procédure.
    5. Calibrer le logiciel robot stéréotaxique avec le cadre stéréotaxique.
    6. Testez le logiciel robot stéréotaxique en veillant à ce que les bras du robot se déplacent librement et que la pompe d'injection est correctement connectée et peut effectuer la procédure CED sans aucune perturbation. Cela comprend l'essai du mouvement du robot, l'injection rampante, la vérification de l'étape d'attente de 2 min et la vitesse de rétraction du cathéter. Tous les paramètres doivent s'adapter à la procédure DEC préprogrammée décrite au point 1.3.5.
    7. Insérez le morceau de perceuse dans la perceuse. Il est recommandé de stériliser les morceaux de forage avant utilisation.
    8. Préparer la solution d'anticorps à l'aide de PBS ou d'autres solutions tampons telles que l'aCSF. 1 à 20 g d'anticorps sur 5 L peuvent être injectés en une seule procédure DEC. D'autres volumes et quantités de protéines doivent être testés avant d'effectuer l'expérience. Soyez conscient que l'utilisation de solutions à haute viscosité pourrait conduire à l'engorgement du cathéter.
    9. Chargez manuellement la seringue avec l'anticorps dilué.
  2. Injection d'anticorps par CED en striatum
    1. Pesez la souris et injectez la solution d'anesthésie à trois composants dans le péritoine en fonction du poids corporel. Notez l'heure d'injection. Transférer la souris dans une cage séparée chauffée à l'' entrée d'un coussin chauffant.
    2. Observez la souris pour déterminer quand la sédation commence. Dès que la souris cesse de bouger, appliquez un onduleur ophtalmique sur les yeux pour protéger la cornée contre le dessèchement pendant la chirurgie. La sédation complète commence habituellement 10 à 15 min à partir de l'injection de la solution d'anesthésie à trois composants.
    3. Vérifiez les réactions de douleur à l'aide du test de pincement-réflexe pour assurer une anesthésie complète de l'animal.
    4. Raser la tête à l'aide d'un coupe-cheveux.
    5. Désinfecter la peau avec des cotons-tiges imbibés de solution d'iode. Frotter la peau trois fois en mouvement circulaire.
    6. À l'aide d'un scalpel, faire une incision cutanée de 10 mm le long de la ligne médiane crânienne en finissant au niveau des yeux.
    7. Fixez la souris dans le cadre stéréotaxique à l'aide de la pince nasale et des barres d'oreilles. Assurez-vous que la surface du crâne est horizontale et bien fixée. Outre la navigation anatomique correcte, cela est également crucial pour éviter l'inclinaison du crâne pendant le forage et la procédure CED.
    8. Placez la seringue dans le robot stéréotaxique.
    9. Synchroniser le morceau de forage avec la pointe du cathéter sur un point de référence. Il est crucial que la relation entre la position de la perceuse et la seringue soit déterminée avec précision dans le logiciel, de sorte que l'injection peut être effectuée dans la région anatomique désirée du cerveau.
    10. Retirez la peau à l'aide de forceps et localisez le bregma sur la surface du crâne.
    11. Bregma de référence dans le logiciel en utilisant la pointe de la partie de forage.
    12. Déplacez la perceuse vers une position frontale de 1 mm et latérale de 2 mm à partir du brégma et percez un trou de bavure. Veillez à ne pas endommager le dura mater.
    13. Déplacez la seringue sur le trou de bavure.
    14. Distribuez 0,5 à 1 L de la seringue pour s'assurer qu'il ne reste plus de bulles d'air dans le cathéter.
    15. Démarrer le programme CED décrit au point 1.3.5. Observez la surface du crâne pour détecter toute trace de reflux liquide provenant du point d'injection. Surveillez le rythme respiratoire de l'animal.
    16. Une fois le programme DEC terminé et le cathéter retiré du cerveau, démarrez la pompe d'injection à 0,2 L/min afin de vérifier si le cathéter obstrue le cathéter pendant le DEC. Si aucun colmatage ne s'est produit, vous devriez immédiatement voir une gouttelette de mélange d'injection provenant de la pointe du cathéter.
    17. Avant de réutiliser ou de stocker le cathéter, examinez visuellement l'étape du cathéter pour déceler tout signe de dommage ou d'usure au microscope et nettoyez-le comme à l'étape 1.3.10.
  3. Procédure de réveil
    1. Retirez doucement la souris du cadre stéréotaxique.
    2. Laver le site de la chirurgie avec une solution saline stérile.
    3. À l'aide de forceps, remplissez le trou de la bavure avec de la cire osseuse.
    4. Fermez la peau avec des forceps à bout mince et appliquez de la colle chirurgicale avec une pipette de 10 l sur la coupe. Attendez 15 à 30 s pour que la colle polymérise.
    5. Appliquer la solution d'analgésie par injection sous-cutanée. Notez l'heure de l'injection.
    6. Appliquer la première solution antidote. Notez l'heure de l'injection.
    7. Transférer la souris dans une cage séparée avec un coussin chauffant et surveiller l'animal pour les réflexes de sursaut.
    8. Si la souris n'a pas pris conscience 15 min après l'administration de la première solution antidote, appliquez la deuxième solution antidote par injection sous-cutanée.
    9. Surveiller les animaux pendant la phase de récupération.
    10. Vérifiez 1/2 h plus tard ainsi que le lendemain pour les complications post-opératoires. Si nécessaire, réappliquer l'analgésie.
    11. Pour la prophylaxie de l'infection, ajouter la sulfadoxine (concentration finale de 0,08 % w/v) et le trimethoprim (concentration finale de 0,016 % w/v) à l'eau potable à laquelle les animaux ont accès au libitum ad pendant 1 semaine après la chirurgie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Ce protocole permet la préparation de cathéters d'étape (figure 1) pour une utilisation dans la procédure CED dans un environnement de laboratoire. Afin de contrôler les cathéters pour les fuites, le reflux le long de la région de l'aiguille et le colmatage, nous recommandons d'effectuer des injections d'un colorant, par exemple, solution bleu trypan, dans un bloc d'agarose. La figure 3 représente un nuage de formation bleue trypan après injection de 1 l à 0,5 l...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L'accouchement par convection, ou perfusion médicamenteuse sous pression dans le cerveau, a été proposé pour la première fois au début des années 19903. Cette approche promet la perfusion de gros volumes de cerveau derrière la barrière hémato-encéphalique d'une manière contrôlée2. Cependant, jusqu'à présent, seuls quelques essais cliniques ont été réalisés en utilisant cette approche, en partie parce que LE CED dans une configuration clinique s'est avéré techniquement exige...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Johannes vom Berg est mentionné comme inventeur sur demande de brevet (PCT/EP2012/070088) de l'Université de Zurich. Michal Beffinger, Linda Schellhammer et Johannes vom Berg sont cités comme inventeurs sur une demande de brevet (EP19166231) de l'Université de Zurich. Les auteurs n'ont pas d'intérêts financiers supplémentaires.

Remerciements

Ces travaux ont été soutenus par des subventions de l'Université de Zurich (FK-15-057), de la Novartis Foundation for medical-biological Research (16C231) et de Swiss Cancer Research (KFS-3852-02-2016, KFS-4146-02-2017) à Johannes vom Berg et BRIDGE Proof of Concept (20B1-1 177300) à Linda Schellhammer.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10 &mu ; Seringue LHamilton7635-01
27 G aiguille à extrémité émousséeHamilton7762-01
AgarosePromegaV3121
AtipamezolJanssen
Cire d’osBraun1029754
BuprénorphineIndivior Schweiz AG
CarprofènePfizer AG
Mèches dentaires, acier, taille ISO 009Hager & Meisinger1RF009
Éthanol 100 %Reuss-Chemie AG179-VL03K-/1
FentanylHelvepharm AG
FITC-Dextran, 2000 kDaSigma AldrichFD2000S
FlumazenilLabatec Pharma AG
FormaldéhydeSigma AldrichF8775-500ML
viscosité colle cyanoacrylateMigros
Solution d’iodeMundipharma
MedetomidinOrion Pharma AG
MicroforgeNarishigeMF-900
MidazolamRoche Pharma AG
Pommade ophtalmiqueBausch + LombVitamin A Blache
PBSThermoFischer Scientific10010023
Anticorps polyclonaux de chèvre anti-IgG (H+L) couplé à Alexa Fluor 647Jackson Immuno
ScalpelsBraunBB518
Tube en silice diamètre intérieur 0,1 mm, épaisseur de paroi de 0,0325 mmPostnovaZ-FSS-100165
Cadre stéréotaxique pour sourisStoelting51615
Robot stéréotaxiqueNeurostarRobot de forage et d’injection Succrose
Sigma AldrichS0389-500G
Adhésif tissulaire topiqueZoetisGLUture
Trypan blueThermoFischer Scientific15250061
Bichseld’eau1000004
Haute

Références

  1. Scherrmann, J. M. Drug delivery via the blood-brain barrier. Vascular Pharmacology. 38 (6), 349-354 (2002).
  2. Barua, N. U., Gill, S. S. Convection-enhanced drug delivery: prospects for glioblastoma treatment. CNS Oncology. 3 (5), 313-316 (2014).
  3. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  4. Morrison, P. F., Laske, D. W., Bobo, H., Oldfield, E. H., Dedrick, R. L. High-flow microinfusion: tissue penetration and pharmacodynamics. American Journal of Physiology. 266 (1 Pt 2), R292-R305 (1994).
  5. Zhou, Z., Singh, R., Souweidane, M. M. Convection-Enhanced Delivery for diffuse intrinsic pontine glioma treatment. Current Neuropharmacology. 15 (1), 116-128 (2017).
  6. Barua, N. U., et al. Intrastriatal convection-enhanced delivery results in widespread perivascular distribution in a pre-clinical model. Fluids and Barriers of the CNS. 9 (1), 2(2012).
  7. Shoji, T., et al. Local convection-enhanced delivery of an anti-CD40 agonistic monoclonal antibody induces antitumor effects in mouse glioma models. Neuro-Oncology. 18 (8), 1120-1128 (2016).
  8. Souweidane, M. M., et al. Convection-enhanced delivery for diffuse intrinsic pontine glioma: a single-centre, dose-escalation, phase 1 trial. The Lancet Oncology. , (2018).
  9. Zhang, X., et al. Targeting immune checkpoints in malignant glioma. Oncotarget. 8 (4), 7157-7174 (2017).
  10. Barua, N. U., Gill, S. S., Love, S. Convection-enhanced drug delivery to the brain: therapeutic potential and neuropathological considerations. Brain Pathology. 24 (2), 117-127 (2014).
  11. Mehta, A. M., Sonabend, A. M., Bruce, J. N. Convection-Enhanced Delivery. Neurotherapeutics. 14 (2), 358-371 (2017).
  12. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  13. Nash, K. R., Gordon, M. N. Convection Enhanced Delivery of Recombinant Adeno-associated Virus into the Mouse Brain. Methods in Molecular Biology. 1382, 285-295 (2016).
  14. Ohlfest, J. R., et al. Combinatorial antiangiogenic gene therapy by nonviral gene transfer using the sleeping beauty transposon causes tumor regression and improves survival in mice bearing intracranial human glioblastoma. Molecular Therapy. 12 (5), 778-788 (2005).
  15. Yin, D., Forsayeth, J., Bankiewicz, K. S. Optimized cannula design and placement for convection-enhanced delivery in rat striatum. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 46-51 (2010).
  16. Mamot, C., et al. Extensive distribution of liposomes in rodent brains and brain tumors following convection-enhanced delivery. Journal of Neuro-Oncology. 68 (1), 1-9 (2004).
  17. Saito, R., et al. Tissue affinity of the infusate affects the distribution volume during convection-enhanced delivery into rodent brains: implications for local drug delivery. Journal of Neuroscience Methods. 154 (1-2), 225-232 (2006).
  18. Oh, S., et al. Improved distribution of small molecules and viral vectors in the murine brain using a hollow fiber catheter. Journal of Neurosurgery. 107 (3), 568-577 (2007).
  19. Barua, N. U., et al. A novel implantable catheter system with transcutaneous port for intermittent convection-enhanced delivery of carboplatin for recurrent glioblastoma. Drug Delivery. 23 (1), 167-173 (2016).
  20. Rosenbluth, K. H., et al. Design of an in-dwelling cannula for convection-enhanced delivery. Journal of Neuroscience Methods. 196 (1), 118-123 (2011).
  21. Debinski, W., Tatter, S. B. Convection-enhanced delivery for the treatment of brain tumors. Expert Review of Neurotherapeutics. 9 (10), 1519-1527 (2009).
  22. MacKay, J. A., Deen, D. F., Szoka, F. C. Jr Distribution in brain of liposomes after convection enhanced delivery; modulation by particle charge, particle diameter, and presence of steric coating. Brain Research. 1035 (2), 139-153 (2005).
  23. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  24. Sampson, J. H., et al. Poor drug distribution as a possible explanation for the results of the PRECISE trial. Journal of Neurosurgery. 113 (2), 301-309 (2010).
  25. Wick, W., Weller, M., et al. Trabedersen to target transforming growth factor-beta: when the journey is not the reward, in reference to Bogdahn et al. (Neuro-Oncology 2011;13:132-142). Neuro-Oncology. 13 (5), author reply 561-552 559-560 (2011).
  26. Saito, R., Tominaga, T. Convection-enhanced delivery of therapeutics for malignant gliomas. Neurologia Medico-Chirurgica. 57 (1), 8-16 (2017).
  27. Bedussi, B., et al. Clearance from the mouse brain by convection of interstitial fluid towards the ventricular system. Fluids Barriers CNS. 12, 23(2015).
  28. Noroxe, D. S., Poulsen, H. S., Lassen, U. Hallmarks of glioblastoma: a systematic review. ESMO Open. 1 (6), e000144(2016).
  29. Boucher, Y., Salehi, H., Witwer, B., Harsh, G. R. t, Jain, R. K. Interstitial fluid pressure in intracranial tumours in patients and in rodents. British Journal of Cancer. 75 (6), 829-836 (1997).
  30. Glushakova, O. Y., et al. Prospective clinical biomarkers of caspase-mediated apoptosis associated with neuronal and neurovascular damage following stroke and other severe brain injuries: Implications for chronic neurodegeneration. Brain Circulation. 3 (2), 87-108 (2017).
  31. Vom Berg, J., et al. Inhibition of IL-12/IL-23 signaling reduces Alzheimer's disease-like pathology and cognitive decline. Nature Medicine. 18 (12), 1812-1819 (2012).
  32. Vom Berg, J., et al. Intratumoral IL-12 combined with CTLA-4 blockade elicits T cell-mediated glioma rejection. Journal of Experimental Medicine. 210 (13), 2803-2811 (2013).
  33. Kurdi, A., et al. Continuous administration of the mTORC1 inhibitor everolimus induces tolerance and decreases autophagy in mice. British Journal of Pharmacology. 173 (23), 3359-3371 (2016).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Administration d'anticorpsSystème de cathéterBarrière hémato-encéphaliqueInjection stéréotaxiqueEssai au bleu de trypanTest de cathéter échelonnéPutamen caudéOptimisation de l'infusat
Livraison d'anticorps dans le cerveau murine via la livraison convection-améliorée
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.