Article de méthode

Injection d'œufs Gryllus bimaculatus

DOI :

10.3791/59726

⸱

22 août 2019

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1Colby College, 2Division of Evolutionary Developmental Biology, National Institute for Basic Biology, 3Department of Biological Sciences, National University of Singapore, 4Department Biology and Department of Neuroscience, Bowdoin College, 5Department of Organismic and Evolutionary Biology and Department of Molecular and Cellular Biology, Harvard University

Dans cet article

Résumé

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Ici, nous présentons un protocole pour injecter des œufs de cricket, une technique qui sert de méthode fondamentale dans de nombreuses expériences dans le cricket, y compris, mais sans s'y limiter, l'interférence de l'ARN et la manipulation génomique.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La modification de la fonction génique dans un organisme en développement est au cœur de différents types d'expériences. Bien que des outils génétiques extrêmement puissants aient été développés dans les systèmes modèles traditionnels, il est difficile de manipuler des gènes ou de l'ARN messager (ARNM) dans la plupart des autres organismes. Dans le même temps, les approches évolutives et comparatives reposent sur une exploration de la fonction génique chez de nombreuses espèces différentes, nécessitant le développement et l'adaptation de techniques de manipulation de l'expression en dehors de la situation actuellement génétiquement traitable. espèce. Ce protocole décrit une méthode d'injection de réactifs dans les œufs de cricket pour évaluer les effets d'une manipulation donnée sur le développement embryonnaire ou larvaire. Des instructions sur la façon de recueillir et d'injecter des œufs avec des aiguilles bevées sont décrites. Cette technique relativement simple est flexible et potentiellement adaptable à d'autres insectes. On peut recueillir et injecter des dizaines d'œufs en une seule expérience, et les taux de survie pour les injections de tampon seulement s'améliorent avec la pratique et peuvent être aussi élevés que 80%. Cette technique soutiendra plusieurs types d'approches expérimentales, y compris l'injection d'agents pharmacologiques, l'ARNm plafonné in vitro pour exprimer des gènes d'intérêt, l'ARN à double brin (dsRNA) pour obtenir des interférences d'ARN, l'utilisation de grappes régulièrement répétitions palindromic courtes interspatiales (CRISPR) de concert avec des réactifs de protéines 9 (Cas9) associés au CRISPR (Cas9) pour la modification génomique, et des éléments transposables pour générer des lignes transgéniques transitoires ou stables.

Introduction

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La capacité de modifier le génome ou d'influencer l'expression des gènes dans les organismes est à la base de la conception de nombreux types d'expériences testant la causalité fonctionnelle. Il est également essentiel pour les travaux comparatifs et évolutionnaires que les techniques de modification génomique et non génomique soient disponibles dans les organismes en dehors des systèmes traditionnels de modèle animal de laboratoire génétique (par exemple, Mus musculus, Danio rerio, Drosophila melanogaster, et Caenorhabditis elegans). Qu'il s'agisse du désir de comprendre la diversité organistique1 ou de l'adhésion au principe de Krogh, que pour chaque question biologique il existe un organisme le mieux adapté à sa solution2,3, la capacité de modifier les génomes ou l'influence de l'expression de gène est essentielle pour des conceptions expérimentales modernes.

Le cricket Gryllus bimaculatus est un système modèle émergent. Utilisé pour le siècle dernier dans les expériences de neuroéthologie4, les deux dernières décennies ont été témoins d'un intérêt expérimental accru pour le cricket, en particulier axé sur l'évolution et le développement de cet organisme5. Le cricket est un insecte hémimétabolous qui se ramifie basally à des insectes holometabolous bien étudiés, tels que D. melanogaster et Tribolium castaneum6. En raison de sa position utile sur l'arbre évolutif, les scientifiques sont intéressés à poser des questions expérimentales modernes et sophistiquées dans cet insecte, ce qui a conduit à un intérêt croissant dans l'adaptation des outils moléculaires pour l'utilisation dans G. bimaculatus.

Les injections de réactifs moléculaires dans les œufs de cricket peuvent être utilisées pour des expériences de modification génomique ainsi que des manipulations non génomiques de l'expression génique chez les embryons. Par exemple, transgénique G. bimaculatus portant des insertions eGFP ont été créés à l'aide de la transposase piggyBac7,8. Les chercheurs ont réussi à créer des nucléases knock-out G. bimaculatus à l'aide de nucléases de zinc-doigt (ZNN) et d'activateurs de transcription (TAL) nucléases effecteurs (TALENs) pour introduire des pauses à double brin dans des régions génomiques spécifiques9. Bien que les ZFN et les TALEN permettent un ciblage spécifique au site chez les animaux au-delà des quatre grands systèmes modèles, ces réactifs ont rapidement été dépassés par le système CRISPR/Cas9, qui est plus simple à utiliser, plus efficace et très flexible10. CRISPR a été utilisé dans G. bimaculatus pour produire knock-out11 ainsi que knock-in lignes12,13 En plus de la modification génomique, dsRNA peut être injecté dans les œufs pour renverser l'expression de l'ARNm en développement embryons, permettant aux chercheurs de comprendre le rôle de transcriptions spécifiques tout au long du développement14,15. Quelques détails limités sur la façon d'injecter des œufs de cricket ont été publiés précédemment12.

Ici, nous décrivons un protocole détaillé pour injecter les oeufs tôt de G. bimaculatus. Ce protocole est efficace et facilement adaptable à divers milieux de laboratoire, matériaux d'injection, et peut-être à d'autres insectes. Bien que des détails supplémentaires pour la conception et la mise en œuvre de modifications génomiques et d'expériences de renversement ont été publiés ailleurs12,13, ces approches finiront par s'appuyer sur le protocole d'injection détaillé ici.

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Protocole

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1. Configuration et préparation de matériel

REMARQUE: Veuillez consulter le tableau 1 et le tableau des matériaux pour la préparation des solutions, du réactif et des détails de l'équipement.

  1. Installez un microscope disséquant afin de voir les œufs et de guider l'aiguille d'injection. (La figure 1A montre un microscope disséquant équipé de fluorescence.) La capacité de fluorescence est avantageuse mais pas nécessaire.
  2. Placez un micromanipulateur à 3 axes pour manœuvrer l'aiguille d'injection en place (figure 1A).
  3. Mettre en place un micro-injecteur avec tube et un porte-aiguille pour injecter de petites quantités de matière (Figure 1A). Utiliser en option une pédale de pied qui n'est pas indiquée dans la figure.
  4. Concevez et créez un timbre pour créer des puits pour les œufs (Figure 1C) en imprimant l'inverse du motif désiré, soit avec une imprimante 3D ou un graveur laser.
    REMARQUE: Le timbre d'échantillon imprimé en 3D est de 4,5 cm x 5 cm avec 128, 3 cm x 1 cm x 1 mm de saillie pour la création de puits individuels. Détails sur la façon de faire une variété de moules personnalisables ont été publiés ailleurs16.
  5. Préparer 10x Tampon d'injection, saline tamponnée HEPES (HBS), et une solution de stock de tetramethylrhodamine Dextran colorant et stocker à 4 oC.
  6. Préparer des solutions expérimentales à injecter, telles que dsRNA, CRISPR/Cas912, éléments transposables, ARNm plafonné in vitro7,8, agents pharmacologiques17, ZFNs, ou TALENS9.
  7. Placez du ruban adhésif à double bâton sur plusieurs couches de ruban de laboratoire standard sur une lame de microscope en verre afin de créer une plate-forme d'environ 1 mm au-dessus de la glissière en verre, qui sera utilisée pour retenir les aiguilles pour l'évaluation.
  8. Préparer un contenant de grillage d'environ 40 cm x 60 cm de taille avec un couvercle possédant une ouverture recouverte de maille pour la circulation de l'air.
  9. Ajouter de la nourriture, de l'eau et des matériaux d'hébergement.
  10. Ajoutez plusieurs douzaines de grillons adultes mâles et femelles en bonne santé. Identifiez le cricket adulte par la présence d'ailes.
    REMARQUE: Une gamme d'âges post-imaginaires peut augmenter les rendements des œufs. La densité des grillons devrait être relativement élevée afin d'être en mesure de recueillir suffisamment d'œufs pour une expérience, mais pas si encombré que le cannibalisme se produit. Par exemple, environ deux douzaines de grillons sains, avec un rapport mâle/femelle à peu près égal, dans un contenant de la taille indiquée ci-dessus devraient être suffisants pour recueillir environ 200 œufs dans une période de un à deux h. Les grillons peuvent être maintenus à température ambiante, mais le développement et le comportement seront optimaux si les grillons sont maintenus dans un incubateur chaud (23,5 à 26 oC), humide (40 à 60 % d'humidité relative).

2. Fabrication d'aiguilles pour l'injection

  1. Utilisez des capillaires en verre Borosilicate avec filament (voir le tableau des matériaux pour plus de détails de taille). Préparer les aiguilles de traction le même jour, ou jusqu'à quelques jours avant que les injections soient terminées.
  2. Placez un verre capillaire dans le tire-laur, centrez le verre sur le filament, et serrez les boutons pour fixer le verre en place.
  3. Définir la température du tire-lasseur près de la température de la rampe de verre (-5 oC à 10 oC).
  4. Utilisez un protocole à une étape et à haute chaleur pour tirer un long cône avec une petite ouverture, mais éviter de faire fondre les extrémités fermées.
    REMARQUE: Par exemple, lorsque vous utilisez le tire-micropipette détaillé dans le tableau des matériaux équipé d'un filament de boîte, utilisez les paramètres suivants pour le verre avec une température de rampe de 478 : Chaleur 478; Tirez 45; Vel 75; Del 120. Les conditions optimales pour la production d'une aiguille avec la forme indiquée dans la figure 2B doivent être déterminées empiriquement par chaque utilisateur.
  5. Conseils d'aiguille de bevel en préparation pour les injections.
  6. Mouillez le plan de broyeur tournant du beveler (Figure 2A) avec de l'eau qui coule. Utilisez soit l'osmose inverse (RO) soit l'eau distillée traitée par diethylpyrocarbonate (DEPC).
  7. Placer l'aiguille tirée dans le beveler et tourner à un angle de 20 degrés.
  8. Baisser l'aiguille jusqu'à ce qu'elle touche juste le plan de meulage et le bevel pendant 2 à 3 min.
  9. Évaluez le bevel en plaçant l'aiguille bevée sur du ruban adhésif double qui a été collé à une lame de microscope en verre.
  10. Placez la glissière tenant l'aiguille sur la scène d'un microscope composé équipé d'une caméra et d'un logiciel d'acquisition d'images.
  11. Acquérir une image de la pointe de l'aiguille à l'aide d'un objectif 20x.
  12. Utilisez le logiciel d'imagerie pour mesurer le diamètre de lumen intérieur de l'aiguille juste proximale à l'ouverture beveled (Figure 2C). La taille optimale est de 10 m et 2 m.
  13. Jeter les aiguilles dont l'ouverture est inférieure à 8 m et au-dessus de 12 m.
  14. Conserver les aiguilles dans un contenant avec un couvercle pour éviter d'être poussiéreux. Utilisez une bande de cire ou un matériau similaire pour élever les aiguilles du fond du récipient afin d'éviter de briser les pointes (Figure 2D).

3. Collecte et préparation d'oeufs

  1. Maximisez le nombre d'œufs pondus en privant les grillons de tout matériau de ponte humide (flacons d'eau, plats d'œufs) pendant la nuit ou pendant au moins 8 à 10 h avant de tenter de ramasser les œufs.
    REMARQUE: Puisque les femelles ont la capacité de stocker le sperme intérieurement, une procédure chronométrée différemment peut être nécessaire si la fertilisation soigneusement chronométrée est expérimentalement essentielle18.
  2. Faire 40 ml d'agarose de 1 % dans l'eau et verser dans un plat de pétri de 10 cm.
  3. Placer un timbre d'œuf sur la surface de l'agarose avant qu'il ne se solidifie.
  4. Retirez le timbre, une fois l'agarose solidifié, pour révéler les puits (figure 1C).
  5. Remplissez la plaque de puits d'agarose avec HBS contenant 1% de pénicilline/Streptomycine.
  6. Placer le couvercle sur le plat, l'envelopper dans le parafilm et le conserver à 4 oC.
    REMARQUE: Les plats peuvent être conservés pendant quelques jours à 4 oC, mais doivent être réchauffés à température ambiante avant d'être utilisés pour éviter la condensation.
  7. Faire un plat de collecte d'œufs pour les grillons pour pondre les œufs en remplissant un plat de 35 mm de pétri avec du sable blanc de terrain de jeu (Figure 1B).
    REMARQUE: Le sable spécifié dans le Tableau des matériaux est de la taille appropriée du grain. Si les grains de sable sont trop gros, le sable endommagera les œufs.
  8. Couvrir le plat d'œufs d'un carré de papier essuie-tout coupé d'environ 18 cm x 18 cm, et placer sur le dessus du plat avec du sable. Grâce à cette serviette en papier couvrir le plat rempli avec de l'eau du robinet.
  9. Inclinez le plat de pétri et pressez doucement le dessus pour enlever l'excès d'eau.
  10. Placez les coins du carré de serviette en papier sous le plat et placez le plat d'oeufs dans le couvercle inversé, qui aidera à maintenir le couvercle de serviette en papier en place.
  11. Placer le plat d'œufs dans le bac de cricket et permettre aux femelles adultes d'oviposit oeufs pendant un à deux h.
    REMARQUE: Le temps relativement court ici assure que tous les œufs seront similaires au stade de développement au moment de l'injection. Si l'injection avant la cellularisation est importante, les injections devraient se produire dans les 14 h de la ponte19.
  12. Pendant ce temps, laisser le plat d'agarose (à partir de l'étape 3.6) réchauffer à la température ambiante en préparation pour la tenue des œufs pour l'injection.
  13. Retirer le plat de collecte des œufs, qui contient maintenant des œufs fraîchement pondus, du bac de cricket et retirer le couvercle de papier essuie-tout. Placer une passoire d'une taille de pores de 0,5 à 1 mm sur un bécher d'une capacité d'au moins 500 ml (figure 1B).
  14. Rincer le contenu du plat de pont (sable et œufs) dans la passoire sous l'eau du robinet en cours d'exécution doucement laisser les grains de sable tomber à travers le maillage de passoire dans l'eau dans le bécher ci-dessous, mais en laissant les œufs de cricket dans le panier de passoire.
  15. Remplissez un récipient d'eau RO et placez-le dans un plateau. Inverser la passoire sur le récipient et la taper contre le plat pour déloger les œufs dans l'eau. Les œufs s'enfonceront au fond du récipient.
  16. Couper la pointe d'une pointe de pipette P1000 avec des ciseaux pour faire une ouverture d'environ 3 mm de diamètre. Placez cette pointe sur un pipettor P1000 et utilisez-la pour transférer les œufs du récipient au plat de moule d'oeuf d'agarose, transférant le moins d'eau possible.
  17. Utilisez une pince à épiler en plastique pour aligner les œufs dans les puits d'agarose remplis de HBS plus 1% de pénicilline/streptomycine. Chaque œuf coulera au fond d'un puits individuel. Couvrir du couvercle du couvercle de la boîte à pétrijusqu'à ce qu'il soit prêt à l'injecter.

4. Préparer le micro-injecteur

  1. Fixez le micro-injecteur à une source d'air comprimé ou de gaz (ce protocole a été optimisé à l'aide d'air comprimé ou de N2).
    REMARQUE: Si vous utilisez un réservoir d'air portatif, remplissez à au moins 75 psi. Le réservoir perdra la pression d'air tout au long des injections et peut avoir besoin d'être rempli; les injections deviennent difficiles en dessous de 40psi.
  2. Allumez le micro-injecteur. Fixez le temps d'injection à 0,17 s et la pression à 10 à 15 psi.
    REMARQUE: La pression exacte nécessaire dépendra de l'ouverture de l'aiguille et doit être déterminée empiriquement pour chaque cycle d'injection et/ou nouvelle aiguille utilisée.
  3. Assurez-vous que le bouton BALANCE du micro-injecteur est tourné vers 0 (généralement entièrement dans le sens inverse des aiguilles d'une montre) et que le micro-injecteur est pressurisé et en mode injection.

5. Injections

  1. Filtrer environ 500 l de tampon d'injection 10x à l'aide d'une seringue de 1 ml et d'un filtre à seringues de 0,45 m.
  2. Mélanger les réactifs par injection (les détails qui suivent sont pour l'injection de dsRNA préparé comme décrit dans12).
    REMARQUE: Il peut être conseillé de concevoir et d'effectuer plusieurs contrôles, surtout quand on apprend d'abord cette technique. Poking oeufs sans injection, l'injection tampon - colorant seul, ou l'injection tampon - colorant - un réactif de contrôle (comme eGFP dsRNA) sont tous de bons tests de la façon dont perturbateur divers éléments du protocole d'injection pourrait être. Voir La figure 3 pour la survie d'un certain nombre de contrôles différents.
  3. Commencez par un dsRNA aliquot de 4 ml.
  4. Ajouter 0,5 ml du tampon d'injection 10x filtré à l'aliquot dsRNA.
  5. Ajouter 0,5 mL de 50 mg/mL de rhodathyle tétramé Thyréthyle solution de stock de colorant Dextran. Si vous travaillez sur une portée de dissection sans fluorescence, utilisez Phenol Red à la place.
  6. Gardez tous les matériaux sur la glace pendant toute la durée de la période d'injection.
  7. Chargez la solution d'injection dans une aiguille d'injection à l'aide de pointes de chargement de 20 ml et d'un tuyauterie p10.
  8. Élaborez une solution d'injection de 1,5 ml et insérez la pointe de chargement dans l'extrémité large de l'aiguille d'injection.
  9. Éjectez la solution aussi loin que possible dans l'aiguille et éliminez les bulles d'air en clignotant doucement; veillez à ne pas casser l'aiguille.
  10. Placez le plat d'œufs sous le microscope disséquant et sélectionnez un grossissement faible d'environ 10x (1x grossissement vu à travers les objectifs 10x oeil).
  11. Insérez l'aiguille dans le boîtier d'injection et serrez-la.
    REMARQUE: Veillez à ce que l'aiguille soit correctement et fermement insérée dans le boîtier. Pour ce faire, tirez l'extrémité large de l'aiguille de retour de la habitation en métal, apportant le tube de silicium dans le boîtier avec elle. Ajustez le tube de silicium de sorte que l'extrémité en verre de l'aiguille dépasse juste au-delà du silicium. Si ce n'est pas fait, le tube de silicium peut être pincé entre le verre et le boîtier en métal, bloquant l'extrémité de l'aiguille.
  12. Insérez soigneusement le boîtier d'injection avec une aiguille attachée dans le micromanipulateur. Soyez conscient de l'extrémité pointue de l'aiguille et faites attention qu'elle n'est pas heurtée dans les surfaces et cassée.
  13. Tout en regardant à la fois les œufs et l'aiguille à travers le microscope, déplacer l'aiguille près des œufs dans le coin supérieur gauche de la grille de plat.
  14. Abaissez l'aiguille jusqu'à ce que la pointe pénètre dans le HBS plus 1% Pénicilline / Streptomycine solution tamponnée dans le plat.
  15. Centrez l'aiguille dans le champ de vision et déplacez le plat d'œufs de sorte que l'aiguille soit quelques mm plus près du bord du plat que les œufs.
  16. Ne pas obstruer la vue de la grille d'œufs avec l'aiguille.
  17. Mettre le microscope au filtre approprié pour la rhodamine afin qu'il soit possible d'observer la fluorescence dans l'aiguille et de se concentrer sur la pointe de l'aiguille.
  18. Sur le micro-injecteur, tournez lentement le bouton BALANCE dans le sens des aiguilles d'une montre jusqu'à ce que la solution d'injection commence à s'échapper de l'aiguille dans la solution de suspension. Le nombre de solde sur l'écran du micro-injecteur va commencer à augmenter, bien que la valeur numérique n'est pas important. Ensuite, retournez le bouton dans le sens inverse des aiguilles d'une montre légèrement juste jusqu'à ce que le colorant cesse de fuir hors de l'aiguille.
    REMARQUE: Il est essentiel de définir cet équilibre chaque fois qu'une nouvelle aiguille est utilisée. Sans l'équilibre réglé de manière appropriée, le micro-injecteur continuera à s'injecter pendant un certain temps après le déclenchement de l'injection. Il est même possible qu'une seule pression du bouton d'injection avec une aiguille déséquilibrée entraîne l'expulsion de tout le contenu de l'aiguille chargée.
  19. Avec l'aiguille centrée dans le champ de vision, déplacer le plat d'oeufs de sorte que l'aiguille est dirigée vers l'œuf à injecter en premier. Il est recommandé que les injections commencent dans un coin de la grille d'œufs disposés, par exemple, le coin supérieur gauche.
  20. Ajuster le grossissement à environ 50x; à ce grossissement, un seul oeuf remplira la majeure partie du champ de vision.
  21. Utilisez à la fois le micromanipulateur et la main sur le plat d'œufs pour déplacer l'aiguille en position pour l'injection.
  22. Avancez l'aiguille à l'aide du micromanipulateur et insérez la pointe de l'aiguille dans le premier œuf à injecter.
  23. Insérer l'aiguille à une longueur d'œuf de 20 à 30 % à partir de l'extrémité postérieure (blunter) de l'œuf (Figure 1E), perpendiculaire à l'axe long de l'œuf.
  24. Injecter la solution soit avec la pédale d'injection ou le bouton d'injection sur le micro-injecteur. Un petit bolus de matière fluorescente à l'intérieur de l'œuf indiquera une injection réussie (Figure 1D).
    REMARQUE: Il n'est pas rare qu'un jaune soit éjecté de l'œuf pendant l'injection (Figure 1F), ce qui n'indique pas nécessairement que l'œuf injecté sera inviable.
  25. Retirez l'aiguille de l'œuf. Si l'œuf est soulevé involontairement hors de son puits après la rétraction de l'aiguille, utilisez de petits forceps pour pousser l'œuf dans son puits tout en rétractant l'aiguille.
  26. Si l'aiguille obstrue pendant l'injection, retirer l'aiguille de l'œuf et, en gardant l'aiguille immergée dans le HBS plus 1% de pénicilline/streptomycine solution couvrant les œufs, effacer l'aiguille obstruée en utilisant soit la fonction Clear ou en poussant l'injection bouton.
  27. En continuant d'utiliser la même aiguille, répétez la procédure d'injection pour autant d'œufs que possible. Au début, ce n'est peut-être qu'environ 20 ou 30 œufs, mais il passera à plus de 100 avec la pratique.
  28. Si l'aiguille est obstruée et ne peut pas être nettoyée, jetez l'aiguille, remplissez une nouvelle aiguille et recommencez (c.-à-d., retour à l'étape 5.7).
  29. Conserver le plat d'œufs injectés dans un incubateur chaud (23,5 à 26 oC) légèrement humide (pour minimiser l'évaporation) jusqu'à ce que les embryons aient atteint le stade de développement souhaité pour l'analyse.
  30. Au moins tous les 24 h, retirer les œufs qui ne sont plus viables (Figure 3A, B), et remplacer la solution de suspension par du SHB frais plus 1 % de pénicilline/streptomycine.
  31. Deux à trois jours après l'injection, transférez les œufs par pipetilisation douce ou avec des forceps en plastique dans des essuie-tout humidifiés avec du HBS plus 1% de pénicilline/Streptomycine dans un plat de pétri à couvercle pour continuer le développement dans l'incubateur chaud et humide.
  32. Surveiller les œufs et enlever les œufs qui ne sont plus viables chaque jour (Figure 3A, B).

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Résultats

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Les grillons pondent facilement des œufs dans le matériau humide, et fournir des matériaux adéquats, comme le sable humide ou la saleté, les incite à pondre un grand nombre d'œufs. Ceci est particulièrement efficace si les grillons sont d'abord privés de matériel de ponte pendant 8 à 10 h. Les œufs pondus dans du sable propre peuvent être facilement séparés, recueillis (figure 1B) et placés dans des puits d'œufs conçus sur mesure pour être injectés (

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Discussion

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Les deux principaux défis de cette technique sont les questions connexes de taille optimale des aiguilles et de la survie. Bien que les aiguilles plus petites améliorent la survie, les aiguilles avec des lumens plus étroits ont un plus grand degré de forces capillaires à l'œuvre, ce qui rend plus probable que le jaune se déplacera dans l'aiguille provoquant son obstruement. Dans le meilleur des cas, les blocages peuvent être éliminés simplement en injectant un autre œuf ou en dégageant l'aiguille comme décrit ci-dessus. ...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les recherches rapportées dans le cadre de ce projet ont été soutenues par un prix de développement institutionnel (IDeA) de l'Institut national des sciences médicales générales des National Institutes of Health sous le numéro de subvention P20GM10342 à HH3, et par le numéro de prix de la NSF IOS-1257217 Cge.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Microscope de dissection fluorescentLeicaM165 FCStéréomicroscope avec fluorescence
Source de lumière externe pour la fluorescenceMicro-injecteur LeicaEL 6000
NarishigeIM-300Les accessoires peuvent inclure un porte-aiguilles d’injection, un tuyau d’entrée (avec un connecteur de tuyau), un cordon d’alimentation secteur, une pédale de commande, un joint en caoutchouc de silicone-mCube
de filtre en cerisierLeicaM205FA/M165FCLe cube de filtre pour mCherry ou un colorant rouge similaire fonctionnera
MicromanipulatorWorld Precision Instruments, Inc.M3301RUtilisé avec support magnétique (Narishige, type GJ-8)
Support magnétiqueNarishigeMMO-202ND
Porte-pipette (porte-aiguille)Tube NarishigeHD-21
pour connecter la source d’air au micro-injecteur
Tampon de puits d’œufimprimé en 3Dimprimé en3D personnalisé sur un Lulzbot Taz 5 à l’aide d’un thermoplastique
Micro-ondesdivers
Incubateur ou pièce à température contrôléediversesTempératures de 23,5-26 ° ; C sont nécessaires.
Nourriture pour grillonsdiversaliments pour chats ou flocons de poisson sont des aliments appropriés.
L’eau de cricketpeutêtre conservée dans des flacons et présentée aux grillons à travers des boules de coton
Réf. 1B100F-4Kwik-Fil&trade ; Capillaires en verre borosilicaté, longueur 100 mm, diamètre intérieur 0,58 mm, diamètre extérieur 1,0 mm, avec
extracteur de micropipetteFlaming/BrownModèle P-97Distribué par Sutter Instrument Co.
Biseauteur/Micro-broyeurNarishigeModèle EG-45/EG-400EG-400 comprend une tête de microscope
Boîtes de PétriCellTreatCode produit 22969390 mm de diamètre
Play SandSandtastik Products Ltd.B003U6QLVSSable blanc
AgaroseAB000972 bioanalytique américaineAgarose GPG/LE
passoire à œufs ultra-pure : Filtre conique en acier inoxydable à mailles sergées extra fines Filtres coniques en acier inoxydableUS Kitchen SupplyModèle SS-C123taille des pores doit être comprise entre 0,5 et 1,0 mm
Pénicilline StreptomycineGibco by Life TechnologiesRef 15070-063streptocoque
Sipel Electronic SAP3C-STDNoir Dissipateur d’électricité statique, filtres à seringue de 118 mm
, diamètre 25 mm, 0,45 & micro ; mNalgene725-2545utiliser avec une seringue de 1 mL
Seringue de 1 mL, avec embout à glissement de tuberculineBecton Dickinson309602À utiliser avec un filtre de seringue pour filtrer le tampon d’injection, les seringues à embout Luer-Lok fonctionneraient également
Réservoir d’air (facultatif)Midwest ProductsAir Works® ;Réservoir d’air portable
Colorant à la rhodamineThermofisherD-1817dextran, tétraméthylrhodamine 10 000 MW,
20 mL conseils de chargementEppendorfN° d’article 5242 956.003epT.I.P.S. 20 &mu ; L Microloader
Microscope composéZeissAxioskope 2 plus
objectif 20xZiessPlan-Apochromat 20x/0.75 M27
Appareil photoLeicaDMC 5400
Leica Application SuiteLeicaLASVersion 4.6.2 utilisé ici
d’acide polylactique, Abri de cricket arious Les matériaux de l’abri peuvent inclure des serviettes en papier froissées ou des cartons d’œufs Tubes capillaires en verre World Precision Instruments, Inc. à filament La Pince à épiler en plastique pour À logiciel

Références

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