Article de méthode

Utilisation de stimuli visuels imminente pour évaluer la vision de la souris

DOI :

10.3791/59766

⸱

13 juin 2019

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Visual and Anatomical Sciences, Wayne State University School of Medicine

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour examiner la vision de la souris, nous avons mené un test imminent. Des souris ont été placées dans une grande arène carrée avec un moniteur sur son plafond. La stimulation visuelle imminente évoquaient systématiquement le gel ou les réactions de vol chez les souris.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le système visuel du système nerveux central traite divers signaux visuels. Bien que la structure globale ait été caractérisée de la rétine à travers le noyau géculate latéral vers le cortex visuel, le système est complexe. Des études cellulaires et moléculaires ont été menées pour élucider les mécanismes qui sous-tendent le traitement visuel et, par extension, les mécanismes de la maladie. Ces études peuvent contribuer au développement de systèmes visuels artificiels. Pour valider les résultats de ces études, des tests de vision comportementale sont nécessaires. Ici, nous montrons que l’expérience de stimulation imminente est un test de vision de la souris fiable qui nécessite une configuration relativement simple. L’expérience imminente a été menée dans une grande enceinte avec un abri dans un coin et un moniteur d’ordinateur situé sur le plafond. Une caméra CCD placée à côté du moniteur d’ordinateur a servi à observer le comportement de la souris. Une souris a été placée dans l’enceinte pendant 10 minutes et a permis d’acclimatent et d’explorer les environs. Ensuite, le moniteur a projeté une stimulation imminente du programme 10 fois. La souris a répondu aux stimuli soit par congélation, soit en fuyant vers la cachette. Le comportement de la souris avant et après les stimuli imminente a été enregistré, et la vidéo a été analysée en utilisant le logiciel de suivi de mouvement. La vitesse du mouvement de la souris a considérablement changé après les stimuli imminente. En revanche, aucune réaction n’a été observée chez les souris aveugles. Nos résultats démontrent que la simple expérience imminente est un test fiable de la vision de la souris.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le système visuel commence à la rétine, où les signaux visuels sont capturés par les photorécepteurs, canalisés aux cellules bipolaires (2 neurones d’ordreND), et finalement transmis aux cellules ganglionnaires (3 neurones d’ordre derd). Les neurones de l’ordre 2NDet 3 e de la rétine sont pensés pour former de multiples voies neuronales qui véhiculent des aspects particuliers de la signalisation visuelle comme la couleur, le mouvement ou la forme. Ces diverses caractéristiques visuelles sont relayées au noyau geniculaire latéral et au cortex visuel. En revanche, les signaux visuels menant au mouvement oculaire sont envoyés au colliculus supérieur. Classiquement, deux voies retino-corticales ont été identifiées: les voies magnocellulaires et parvocellulaires. Ces voies encodent des objets mobiles et stationnaires, respectivement, et leur existence incarne le concept de base du traitement parallèle1,2,3,4,5, le 6. Récemment, plus de 15 types de cellules bipolaires7,8,9,10,11 et cellules ganglionnaires12,13,14 ,15,16 ont été rapportés dans la rétine de nombreuses espèces, y compris la rétine du primate. Ces cellules sont distinguées non seulement par des aspects morphologiques, mais aussi par l’expression de marqueurs distincts et de gènes8,10,17,18, suggérant que diverses caractéristiques de les signaux visuels sont traités en parallèle, ce qui est plus compliqué que prévu à l’origine.

Les technologies cellulaires et moléculaires ont contribué à notre compréhension du traitement visuel et des mécanismes potentiels de la maladie qui peuvent résulter d’un traitement visuel aberrant. Une telle compréhension peut contribuer au développement des yeux artificiels. Bien que les examens et l’analyse cellulaires offrent des connaissances approfondies au niveau cellulaire, une combinaison d’expériences comportementales et d’expériences cellulaires augmenterait considérablement notre compréhension actuelle des processus visuels des minutes. Par exemple, Yoshida et coll.19 ont trouvé que les cellules amacrines de starburst sont les neurones clés pour la détection de mouvement dans la rétine de la souris. Après des expériences cellulaires, ils ont effectué l’expérience comportementale du nystagmus optocinétique (OKN) pour montrer que les souris mutantes dans lesquelles les cellules de l’amacrines de Starburst étaient dysfonctionnelles ne répondraient pas aux objets en mouvement, confirmant ainsi leur Enquêtes. De plus, Pearson et coll.20 ont mené une greffe de photorécepteurs dans la rétine de la souris pour rétablir la vision chez les souris malades. Ils ont effectué non seulement des expériences cellulaires, mais aussi mesuré le comportement de la souris grâce à l’utilisation d’enregistrements de réponse optomotor et des tâches de labyrinthe d’eau permettant ainsi Pearson et coll. de vérifier que les photorécepteurs transplantés ont restauré la vision dans l’ancien aveugle souris. Prises ensemble, les expériences comportementales sont des outils solides pour évaluer la vision de la souris.

Plusieurs méthodes sont disponibles pour mesurer la vision de la souris. Ces méthodes ont des avantages et des limitations. In vivo ERG fournit des informations sur la question de savoir si la rétine de la souris, en particulier les photorécepteurs et les cellules bipolaires, réagit adéquatement aux stimuli légers. ERG peut être testé soit sous scotopique ou photopique conditions21,22. Cependant, ERG nécessite une anesthésie, ce qui peut affecter la mesure de sortie23. Le réflexe optocinétique (OKR) ou la réponse d’optomotor (OMR) est une méthode robuste pour évaluer la sensibilité de contraste et la résolution spatiale, les deux composants fonctionnels de la vision de la souris. Cependant, l’OKR nécessite une intervention chirurgicale pour attacher un dispositif de fixation au crâne de la souris24. OMR ne nécessite ni chirurgie ni formation de souris; Cependant, il nécessite une formation pour permettre à un expérimentateur de détecter subjectivement les mouvements de la tête de souris subtiles en réponse à une grille mobile dans un tambour optique 25,26. Le réflexe lumineux élève mesure la constriction des pupilles en réponse à des stimuli légers, ce qui ne nécessite pas d’anesthésie et présente des réponses objectives et robustes 19. Bien que le réflexe de la pupille simule la réponse de la lumière rétinienne in vivo, le réflexe est principalement médiatisé par les cellules ganglionnaires rétiniennes intrinsèquement photosensibles (ipRGCs) 27. Étant donné que les ipRGCs représentent une petite minorité de RGCs et ne servent pas de cellules ganglionnaires conventionnelles formant des images, cette mesure ne fournit pas d’informations relatives à la majorité des cellules ganglionnaires.

L’expérience de la lumière imminente n’a pas été auparavant considérée comme un test majeur pour mesurer la vision de la souris. Cependant, il est également un test de vision robuste et fiable à travers diverses espèces, comme la souris28,29, poisson zèbre30, criquet31,32, et Human33,34, 35. fait important, l’expérience imminente est l’une des seules quelques méthodes pour tester la voie de formation d’images-ce n’est pas une voie réflexe-étant donné le visuel et les systèmes limbes dans le système nerveux central sont impliqués dans ce circuit36, 37,38. Nous avons établi un système de stimulation visuelle imminente et avons démontré sa capacité à susciter la détection de mouvement dans la souris, que nous utilisons comme un proxy pour évaluer l’intégrité du système visuel de la souris.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les expériences et les soins aux animaux ont été menés conformément au protocole approuvé par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux à l’Université Wayne State (protocole n ° 17-11-0399).

1. préparation de l’expérience

  1. Construisez une enceinte rectangulaire à couvercle ouvert pour loger la souris pendant la présentation des stimuli visuels imminente. Nous avons construit un boîtier de 40 cm x 50 cm x 33 cm à l’aide de cadres en aluminium et de panneaux en PVC (figure 1a, B). Poser une feuille de papier pour couvrir tout le plancher de l’enceinte pour assurer un nettoyage facile entre les essais. Ajouter un abri opaque dans un coin de l’enceinte avec une entrée donnant sur le centre de l’arène pour une entrée et une sortie faciles.
  2. Configurez une caméra avec un objectif grand angle pour capturer le comportement de la souris. Fixez l’appareil photo à un support monté sur table adjacent au boîtier. Pour une capture vidéo de meilleure qualité, utilisez une cadence de caméra de 60 FPS ou plus.
  3. Configurez un moniteur d’ordinateur au-dessus du boîtier. Étant donné que le moniteur n’a pas pu être vu de l’extérieur, un second moniteur a été préparé, qui duplique les images affichées sur le moniteur principal.
  4. Préparez un motif imminent pour la projection. Une façon de le faire est d’utiliser le PsychToolbox3 dans le logiciel MatLab pour coder un cercle noir en expansion (figure 1C). Réglez le stimulus pour commencer à un angle visuel de 2 ° et étendre à 50 ° sur 250 ms; ces paramètres déterminent la vitesse de stimulation (voir la figure 1D pour le calcul de l’angle visuel). Réglez le code pour répéter le stimulus 10 fois avec un intervalle de 1 s.
    NOTE: le stimulus a commencé chaque répétition immédiatement après la fin de la présentation précédente. Pour plus d’informations sur la présentation des stimuli, veuillez vous reporter à la section 3.
  5. Sélectionnez les souris d’intérêt pour les stimuli imminente. Ici, utilisez 32 souris aux yeux sains d’un fond C57, mâle et femelle, âgés de 4 à 14 semaines. En outre, utilisez 3 souris aveugles (cataractes sévères dans les deux yeux) pour évaluer si la réponse à la stimulation imminente était vraiment un comportement visuellement guidé. Ces souris aveugles n’avaient pas de réflexe de lumière pupillaire et aucune réponse d’optomoteur.

2. acclimatation de la souris

  1. Placez une souris dans l’enceinte et laissez-la explorer librement son environnement. Si possible, essayez de minimiser le stress pendant le transfert d’animaux en utilisant le dos de votre main libre comme un lieu de repos pour la souris au lieu de le laisser pendre sans support. La souris devrait trouver l’enceinte entière pour être sûr et devrait découvrir la cachette. Déposer quelques boulettes de nourriture dans le coin en face du refuge pour encourager la souris à rester à l’extérieur du refuge.
  2. Laissez la souris acclimater n’importe où de 7 à 15 min29,39. Nous avons permis 10 min d’acclimatation avant l’apparition du stimulus. En outre, 10 min d’acclimatation un jour avant l’expérience peut soulager les souris.

3. projection de stimuli visuels imminente

  1. Avant d’insérer la souris dans l’arène, assurez-vous que le code de stimulation est prêt à fonctionner pour faciliter le moins de changements d’éclairage possible pendant que la souris est dans l’enceinte. Une fois que le logiciel est prêt à fonctionner, placez doucement la souris dans le boîtier.
  2. 10 secondes avant la stimulation, démarrez la capture vidéo.
  3. Démarrez les stimuli visuels imminente lorsque la souris est loin de l’abri et se déplace librement dans l’arène ouverte. Attendez 10 secondes après la dernière présentation de stimulus pour terminer l’enregistrement.
    1. Commencez la présentation de stimulus lorsque la souris est dans le coin le plus éloigné du refuge. Cependant, quand les souris semblent réticentes à explorer le coin lointain, présentez le stimulus quand la souris est dans un coin différent de l’arène. Cela ne semble pas faire une différence dans la réponse comportementale des animaux.
  4. Retransférez la souris vers sa cage d’origine. Nettoyez le boîtier pour la souris suivante en pulvérisant les parois et le refuge avec 70% d’éthanol et en l’essuyant. Remplacez la doublure de plancher de papier si sale et repositionnez le refuge au même emplacement initial si déplacé pendant le transfert d’animal et le nettoyage de coffret.

4. analyse vidéo

  1. Enregistrez le clip vidéo pour chaque souris au format. avi sans compression de fichiers afin de ne pas perdre de données pendant le transfert vers le logiciel d’analyse.
    Remarque: le manque de compression entraînera une plus grande taille de fichier; par conséquent, utilisez le disque dur externe pour le stockage.
  2. Utilisez le logiciel d’analyse pour suivre le mouvement de l’animal autour de l’arène avant, pendant et après la présentation de stimulus. Utilisez le logiciel disponible dans le commerce (voir le tableau des matériaux) avec une capacité de suivi manuel pour suivre la position de la tête de la souris dans chaque trame vidéo, qui a généré la coordination X et Y tous les 1/60 ms. les autres logiciels de suivi des mouvements incluent Fiji (NIH )40 et éthovision (noldus).
  3. Calculez la vélocité et la distance de la souris à partir du refuge. Si l’image de l’arène est déformée en raison de l’angle de la vidéo, corrigez la coordination X et Y avant le calcul (figure 2).
  4. Comparez les paramètres avant et après l’apparition imminente du stimulus afin de déterminer comment la souris a réagi aux stimuli, que ce soit par congélation, fuite ou démonstration d’aucun changement de comportement29. Définir la congélation comme des épisodes où la vitesse était inférieure à 20 mm/s pendant 0,5 s ou plus. Définir le vol comme des épisodes où la vitesse a augmenté à 400 mm/s ou plus et s’est terminée avec la souris dans le refuge. Les définitions relatives au gel et au vol étaient fondées sur celles fixées par Franceschi et al.29

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une souris avec des yeux sains a été placée dans l’enceinte et a permis d’acclimater pendant 10 min. L’arène avec le moniteur sur le plafond a été maintenue sous des conditions de lumière mésopique (7 x 105 photons/μm2/s). Pendant la période d’acclimatation, la souris explore l’espace et trouve le dôme opaque comme refuge. Lorsque la souris s’éloigna du refuge, la capture vidéo commença, suivie par l’initiation du stimulus visuel. En réponse à la stimulation imminente, la plupart des souris ont cour...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Avec le système de stimuli visuels imminente, une majorité (97%) des souris oculaires saines a montré une réponse en vol. Une des 29 souris n’a pas montré une réponse de vol évidente. Cependant, la souris marchait vers le dôme et est restée près d’elle jusqu’à ce que imminente disparu, indiquant que la souris était au moins prudent lorsque les stimuli imminente se sont produites. Par conséquent, les stimuli imminente ont systématiquement suscité des réactions de peur innée chez des souris à l’œil sain. D’autre part, troi...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ces travaux ont été soutenus par les subventions NIH R01 EY028915 (TI) et RPB.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Moniteur 10,1 » (affichage 2° ;)Elecrow Elecrow10,1 pouces Raspberry Pi 1920x1080p Résolution Affichage
14 » Classe Affaires Ordinateur portable 5490Dell84 / rcrc961481-4860836
20 » x 50 » Liners absorbantsFisher ScientificAL2050fonctionne bien pour protéger le sol de l’arène, pourrait utiliser n’importe quel type de
moniteur 21,5 » (1° ; écran)AcerAcer R221Q bid 21,5 pouces IPS Full HD
Display CCD CaméraLumenera CorporationInfiniyy3S-1URexcellent pour les études comportementales en raison de son taux de fps élevé (60 fps)
Boîtier (cadres en alminum et panneaux en PVC)80/20 Inc.4x cat.#9010, 4x cat.#9005, 1x cat.#9000, 5x cat.#65-2616excellent, utilisé onglet de construction rapide pour trouver le PVC, les joints et le cadre
EthanolFisher Scientific22-032-601
Tableur ExcelMicrosoft Officeconvivial et connaissance répandue du logiciel Microsoft Office
FreearmAmazonutilisé pour monter la caméra sur la table, pourrait utiliser n’importe quel montable bras extensible
ImagePro Premiere 3DMedia Cyberneticsversion 9.3bon programme, pourrait utiliser une mise à jour avec la fonction de suivi automatisé
du logiciel Matlab (Psychotoolbox 3)MathWorksMatlab R2018b 64 bits (9.5.0.944444)excellent logiciel pour générer des stimuli de motif de toutes les conditions
SteamPix sorftwareNorpixStreamPix 7 64-bit Single Camerafonctionne bien, quelques problèmes avec la chute d’image mais bon service client
WD My Book Disque dur externeWestern DigitalWDBBGB0080HBK disque dur 8 To USB 3.0nécessaire si vous utilisez des fichiers .avi sans codec de compression en raison de la grande taille des fichiers
Objectif grand angleNavitarNMV-5M23excellent et nécessaire pour capturer toute l’arène

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187 (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat's retina. The Journal of Physiology. 240 (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240 (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7 (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5 (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20 (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469 (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29 (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500 (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166 (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451 (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512 (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489 (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512(2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529 (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, Pt 7 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15 (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30 (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485 (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, Pt 3 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48 (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055(2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479 (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23 (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26 (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25 (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95 (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108 (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42 (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8 (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756(2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9 (1), 1232(2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557 (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988(2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63 (5), 215-220 (2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Mouse Vision TestVisual Behavior AssayMotion Tracking SoftwareVelocity AnalysisOpen Lid EnclosureCCD Camera SetupComputer Monitor StimulusBlind Mouse ControlPupil Light Reflex

Articles connexes