Nous décrivons l'utilisation de l'ultrason à haute fréquence avec la formation image de contraste comme méthode pour mesurer le volume de réservoir souple, l'épaisseur de mur de réservoir souple, la vitesse d'urine, le volume vide, la durée de vide, et le diamètre urétral. Cette stratégie peut être employée pour évaluer le dysfonctionnement d'annulation et l'efficacité de traitement dans divers modèles de souris du dysfonctionnement inférieur d'appareil urinaire (LUTD).
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Article de méthode
Ultrasonographie de l'appareil urinaire masculin adulte pour l'essai fonctionnel urinaire
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Dans cet article
Résumé
Résumé
L'incidence de l'hyperplasie prostatique bénigne clinique (HBP) et des symptômes inférieurs d'appareil urinaire (LUTS) augmente en raison de la population vieillissante, ayant pour résultat un fardeau économique et de qualité de vie significatif. Des modèles transgéniques et d'autres modèles de souris ont été développés pour recréer divers aspects de cette maladie multifactorielle ; cependant, les méthodes pour quantifier avec précision le dysfonctionnement urinaire et l'efficacité de nouvelles options thérapeutiques font défaut. Ici, nous décrivons une méthode qui peut être employée pour mesurer le volume de réservoir souple et l'épaisseur de mur de detrusor, la vitesse urinaire, le volume et la durée de vide de vide, et le diamètre urétral. Cela permettrait d'évaluer la progression de la maladie et l'efficacité du traitement au fil du temps. Des souris ont été anesthésiées avec l'isoflurane, et la vessie a été visualisée par ultrason. Pour l'imagerie non-contraste, une image 3D a été prise de la vessie pour calculer le volume et évaluer la forme ; l'épaisseur de la paroi de la vessie a été mesurée à partir de cette image. Pour l'imagerie contrastée, un cathéter a été placé à travers le dôme de la vessie à l'aide d'une aiguille de calibre 27 reliée à une seringue par des tubes PE50. Un bolus de 0.5 ml de contraste a été infusé dans la vessie jusqu'à ce qu'un événement de miction se produise. Le diamètre urétral a été déterminé à la pointe de la fenêtre d'échantillon de vitesse de Doppler pendant le premier événement de vidage. La vitesse a été mesurée pour chaque événement ultérieur donnant un débit. En conclusion, l'ultrason à haute fréquence s'est avéré être une méthode efficace pour évaluer les mesures de la vessie et de l'urétral pendant la fonction urinaire chez la souris. Cette technique peut être utile dans l'évaluation de nouvelles thérapies pour BPH/LUTS dans un cadre expérimental.
Introduction
L'hyperplasie prostatique bénigne (HBP) est une maladie qui se développe chez les hommes à mesure qu'ils vieillissent et touche près de 90 % des hommes de plus de 80 ans1,2. Bien que le développement de l'HBP soit généralement associé au vieillissement, d'autres facteurs, y compris l'obésité et le syndrome métabolique, peuvent mener à l'HBP chez les hommes relativement plus jeunes3,4. Beaucoup d'hommes avec BPH développent des symptômes inférieurs d'appareil urinaire (LUTS) qui diminuent de manière significative leur qualité de vie, et quelques complications d'expérience qui peuvent inclure le saignement, l'infection, l'obstruction de sortie de réservoir souple (BOO), les pierres de réservoir souple, et l'échec rénal. Le coût du traitement de l'HBP dépasse 4 milliards de dollars par an5,6,7. Le diagnostic de LUTS provoqué par BPH repose généralement sur l'utilisation de l'indice de symptôme d'AUA (AUASI) score, uroflowmetry, et évaluation de la taille de prostate8. L'étiologie de BPH/LUTS est complexe et multifactorielle, et le développement et la progression de la maladie ont été associés à l'hyperplasie prostatique (prolifération de prostate), à la contractilité lisse de muscle, et à la fibrose. Les traitements actuels comprennent l'utilisation de bloqueurs adrénergiques pour réguler le tonus musculaire lisse dans la vessie et la prostate afin d'alléger les inhibiteurs du LUTS et/ou de la réductase de 5 ans pour diminuer le métabolisme des androgènes et la taille de la prostate. De meilleurs modèles de maladie, murine et autres, pour permettre l'étude précise des effetsdes facteurs causatifs et thérapeutiques variés dans ce processus de maladie au fil du temps est fortement souhaitable 9.
Les modèles de rongeurs ont été largement utilisés pour étudier l'urodynamique; cependant, la plupart des études sont axées sur la micturition féminine et la maladie10. Afin d'examiner pleinement tous les aspects de LUTS mâle, des modèles de rongeurs ont été développés et utilisés pour étudier différents aspects de l'HBP, y compris les changements dans la prolifération cellulaire, la fonction musculaire lisse, dépôt de collagène, et l'inflammation11, 12 Ans, états-unis , 13 (en) , 14. Cependant, l'anatomie de prostate de rongeur et humaine diffèrent. Tandis que la prostate humaine est compacte et enfermée par une couche fibromusculaire condensée, la prostate de rongeur est lobulaire ; et ces différences compliquent les comparaisons directes de la progression de la maladie et de l'efficacité du traitement. En outre, les LUTS sont difficiles à évaluer chez la souris, car il n'est pas possible de mesurer directement la tracasme. Au lieu de cela, les méthodes actuelles pour étudier la maladie corrèlent les caractéristiques histologiques avec des dispositifs physiologiques (c.-à-d., volume de réservoir souple et épaisseur de mur avec uroflowmetry, essais de tache vide, et données de point de terminaison de cystométrie) qui comparent le niveau des données urinaires dysfonctionnement entre le modèle BPH et les animaux témoins12,15,16,17,18. Les caractéristiques physiologiques sont fréquemment évaluées comme des critères d'autopsie post-mortem, et il y a une incapacité au sein d'un même animal d'observer BOO à travers le temps. Récemment, nous avons identifié une subdivision de l'urètre pelvien (l'urètre prostatique) où les implants exogènes d'hormone causent un rétrécissement basé sur des évaluations post mortem d'autopsie12. Les méthodes actuelles ne permettent pas l'évaluation directe et in vivo du rétrécissement urétral pendant l'annulation.
L'échographie est une technique de diagnostic et d'évaluation non invasive qui a été utilisée avec succès dans d'autres modèles de maladies. Il est utilisé pour quantifier le volume des organes et évaluer le flux vasculaire19,20,21. L'échographie est également utilisée pour visualiser et guider les microinjections, permettant des injections ciblées de cellules souches ou d'autres médicaments, et pour évaluer la fonction cardiaque systolique et diastolique.
Ce protocole décrit l'utilisation de l'ultrason à haute fréquence pour évaluer l'anatomie inférieure des voies urinaires et évaluer la physiologie urinaire chez les souris anesthésiés. Nous décrivons l'utilisation de l'ultrason pour mesurer le volume de la vessie et l'épaisseur de la paroi. Nous décrivons également l'utilisation de l'ultrason contrast-amélioré pour mesurer la vitesse d'urine, le volume d'urine, la durée de vide, et le diamètre d'urètre. L'utilisation de l'échographie fournit une compréhension plus complète des voies urinaires inférieures in vivo, détermine comment la maladie modifie la fonction normale d'annulation, et nous donne les outils pour mieux évaluer l'efficacité de nouvelles options thérapeutiques. À l'heure actuelle, le protocole d'imagerie sans contraste n'est pas terminal, tandis que le protocole d'imagerie actuel amélioré par contraste est une procédure terminale.
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Protocole
Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux (IACUC) de l'Université du Wisconsin à Madison.
1. Préparation animale
- Placez une souris mâle C57Bl6/J de 24 mois dans une chambre préchargée avec 3-5% d'isoflurane jusqu'à ce que le réflexe de redressement soit perdu et que le taux de respiration ralentisse.
- Si nécessaire, utilisez des tondeuses pour raser les poils abdominaux de l'animal pour la chirurgie et / ou l'imagerie. Retirer tous les cheveux restants à l'aide d'une crème dépilatoire.
- Placez la souris en position de supine dans un cône de nez avec 2% d'isoflurane sur une plate-forme chauffée pour maintenir l'anesthésie. Confirmer la profondeur de l'anesthésie par la perte de mouvement de l'animal en réponse à un réflexe de pédalage-retrait (Figure 1B).
2. Mise en place d'ultrasons
- Connectez une sonde MV707 avec une fréquence centrale de 30 MHz au port actif, avec l'application préréglé pour « imagerie abdominale » (Figure 1A).
- Placez la sonde à ultrasons parallèle à l'axe long de la vessie (Figure 1C).
- Les images longues et courtes de la vessie, de la prostate et de l'urètre sont réalisées en mode B (figure1D).
- Utilisez les micro-manipulateurs "xy" pour déplacer la souris.
3. Protocole d'imagerie sans contraste
- Mesurez l'épaisseur de la paroi de la vessie à l'aide de l'outil de mesure de la distance linéaire et tracez le bord extérieur jusqu'au bord intérieur de la paroi de la vessie après l'acquisition du mode B.
- Mesurez le volume 3D de la vessie avec l'outil volumétrique sur l'acquisition du mode 3D en traçant l'intérieur des parois de la vessie pour créer un contour. Plusieurs contours sont ensuite générés par l'épaisseur de la vessie pour calculer le volume.
4. Resuspension/activation de contraste de microbulle
- Activer l'agent de contraste (par exemple, DEFINITY) en secouant dans le mélangeur vortex pour 45 s pour encapsuler les microbulles en solution. Cette étape est essentielle pour améliorer le contraste optimal.
5. Insertion de cathéter
- Avec la souris anesthésié et scotché à la plate-forme chauffée, exposer la vessie avec une incision de la ligne médiane à l'aide de ciseaux droits pointus / émoussés à travers la peau et la paroi abdominale.
- Insérer une aiguille de calibre 27 reliée à une seringue par un tube flexible en polyéthylène (PE 50) dans la vessie. Préremplir le tube avec de la saline pour s'assurer qu'aucune bulle d'air n'est injectée dans la vessie.
6. Protocole d'imagerie amélioré par contraste
- Pour confirmer le placement de l'aiguille, inculquez 10 ll de salin dans la vessie tout en étant observé par ultrasons.
- Remplacez la seringue saline par une seringue contenant du contraste pour améliorer la visualisation des parois urétrales et des événements d'annulation, parce que l'urètre est normalement effondré. Une fois qu'une vue complète de l'axe long de l'urètre est obtenue et qu'une image est sauvegardée, faites pivoter la sonde à 90 degrés pour obtenir une vue d'axe courte et une image M-Mode.
- Instiller un bolus de microbulles à 0,5 ml par 3 s dans la vessie jusqu'à ce qu'un événement de miction se produise.
- Au cours du premier événement de vidage, mesurez le diamètre urétral à la pointe de la fenêtre de l'échantillon de vitesse Doppler à l'aide de l'outil de distance linéaire et du bord de mesure sur le bord.
- Avec l'urètre correctement localisé, angle de la sonde par rapport à l'urètre pour devenir plus parallèle à l'écoulement urinaire.
- Instiller un deuxième bolus de microbulles dans la vessie, et mesurer la vitesse de l'événement à l'aide de l'outil intégral de temps de vitesse (VTI).
- Après la collecte de données, euthanasiez la souris avec la dislocation cervicale.
7. Calcul et analyse des données
- Sélectionnez l'outil VTI pour mesurer la vitesse en traçant les images enregistrées.
- Mesurez le diamètre de l'urètre à partir de l'image en mode B ou en mode M à l'aide du bord d'avant à la convention de bord d'avant.
- Calculer la zone transversale (CSA) à l'aide de la formule suivante (CSA) à l'aide des mesures d'image obtenues ci-dessus.
- Calculer le volume vide à l'aide de l'ASC de l'urètre et en multipliant celui par la zone sous la trace Doppler (temps de vitesse intégral)(CSA x VTI - volume).
- Calculez le volume réel d'urine annulée en supposant une densité d'un gramme par centimètre cube.
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Résultats
L'échographie peut être utilisée avec ou sans amélioration de contraste en fonction de la conception expérimentale et de la mesure du point de terminaison. Les souris sont anesthésiés avec de l'isoflurane et rasées et toutes les traces de cheveux enlevés avec une crème dépilatoire. Les animaux anesthésiés sont placés sur une plate-forme chauffée avec la sonde à ultrasons positionnée le long axe de la vessie (Figure 1).
La figure 2 mon...
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Discussion
Les techniques actuelles d'évaluation des voies urinaires inférieures des rongeurs sont limitées par leur capacité à corréler directement les changements dans la physiologie de l'annulation avec les changements dans l'histologie prostatique qui résulte de la progression de la maladie. Les essais de tache de vide et l'uroflowmetry peuvent être employés pour évaluer des événements spontanés de miction chez les rongeurs, et ces techniques peuvent être employées pour évaluer des changements sur une période de temps
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont rien à révéler
Remerciements
Nous tenons à remercier Emily Ricke, Kristen Uchtmann et le laboratoire Ricke pour leur aide dans l'élevage et leurs commentaires sur ce manuscrit. Nous tenons à remercier le NIDDK et le NIEHS pour leur soutien financier à ces études : U54 DK104310 (WAR, JAM, PCM, CMV, DEB), R01 ES001332 (WAR, CMV), K12 DK100022 (TTL, AR-A, DH). Le contenu est la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas les vues officielles des NIH.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Tube transparent 21mm | Supera Anesthesia Innov | 301-150 | |
| Aiguille de calibre 27 | BD | Z192376 | |
| 4 ports Collecteur | Supera Anesthesia Innov | RES536 | |
| DEFINITY | Lantheus Medical Imaging | DE4 | |
| F/AIR Canister | Supera Anesthesia Innov | 80120 | |
| Pince Graefe (Dentelée, Droit) | F.S.T. | 11050-10 | |
| Raccords d’entrée/sortie Supera | Anesthesia Innov | VAP203/4 | |
| Isoflurane | Midwest Vet Supply | 193.33161.3 | |
| Vaporisateur Isoflurane | Supera Anesthesia Innov | VAP3000 | |
| MV707 sonde | Fujifilm VisualSonics Inc | ||
| Débitmètre d’oxygène | Supera Anesthesia Innov | OXY660 | |
| Tube en polyéthylène 50 | BD | 427516 | |
| Pression Reg/Gauge | Supera Anesthesia Innov | OXY508 | |
| Circuits de réinspiration | Supera Anesthesia Innov | CIR529 | |
| Petites souris Nez Cône | Supera Anesthesia Inov | ACC526 | |
| Saline stérile | Midwest Vet Supply | 193.74504.3 | NaCl 0.9 %, Injectable |
| Ciseaux droits tranchants/émoussés | Outils scientifiques fins (F.S.T) | 14054-13 | |
| Seringue | BD | 309646 | 5mL |
| Vevo 770 | Fujifilm VisualSonics Inc | ||
| VIALMIX | Lantheus Medical Imaging | VMIX |
Références
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Réimpressions et autorisations
