La méthode décrit les dommages hypoxiques-ischémiques et hyperoxiques hypoxiques et hyperoxic inflammation-sensibilités de cerveau dans le furet de P17 pour modeler l'interaction complexe entre l'inflammation prolongée et les dommages de cerveau oxydants éprouvés dans un certain nombre de enfants en bas âge prématurés en retard.
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Article de méthode
Un modèle de furet de l'inflammation-sensibilisée dommages du cerveau hypoxique-ischémique sténomique s'est
Dans cet article
Résumé
Résumé
Il existe un besoin continu de modèles cliniquement pertinents d'infection périnatale et d'hypoxie-ischémie (HI) dans lesquels tester des interventions thérapeutiques pour les nourrissons atteints de la séquelle neurologique de la prématurité. Les furets sont des candidats idéaux pour modéliser le cerveau humain prématuré, car ils naissent lissencephalic et développent des cerveaux gyrencephalic postnatally. À la naissance, le développement du cerveau du furet est semblable à un fœtus humain de 13 semaines, avec 17 trousses postnatales (P) considérées comme équivalentes à celles d'un nourrisson à 32 à 36 semaines de gestation. Nous décrivons un modèle de blessure dans le furet de P17, où l'administration de lipopolysaccharide est suivie par l'ischémie cérébrale bilatérale, l'hypoxie, et l'hyperoxia. Ceci simule l'interaction complexe de l'inflammation prolongée, de l'ischémie, de l'hypoxie, et du stress oxydatif éprouvé dans un certain nombre de nouveau-nés qui développent des dommages de cerveau. Les animaux blessés présentent une gamme de sévérité brute de blessure, avec des changements morphologiques dans le cerveau comprenant le rétrécissement du gyri cortical multiple et du sulci associé. Les animaux blessés montrent également un développement réflexe ralenti, une vitesse de locomotion plus lente et plus variable dans une passerelle automatisée, et une diminution de l'exploration dans un champ ouvert. Ce modèle fournit une plate-forme dans laquelle tester les thérapies putatives pour les nourrissons atteints d'encéphalopathie néonatale associée à l'inflammation et à l'HI, les mécanismes d'étude des blessures qui affectent le développement cortical, et d'étudier les voies qui fournissent la résilience dans animaux non affectés.
Introduction
Il existe un besoin continu de grands modèles animaux qui reflètent la physiopathologie de la prématurité et de l'hypoxie-ischémie périnatale dans lesquelles des interventions thérapeutiques pour les nourrissons peuvent être testées. En 2017, 9,93 % des 382 726 nourrissons nés aux États-Unis sont nés prématurément, et 84 % de ces nourrissons sont nés entre 32 et 36 semaines de gestation1. Chez les prématurés, l'exposition périnatale à l'infection ou à l'inflammation est courante, où l'activation immunitaire maternelle due à des agents pathogènes viraux ou bactériens peut initier un travail prématuré. Après la naissance, les nouveau-nés prématurés sont à risque élevé de septicémie précoce ou tardive2. Les enfants en bas âge prématurés éprouvent également fréquemment des périodes d'hypoxie, d'hypotension, et d'hyperoxia dues à leur système cardiorespiratoire immature, tension élevée d'oxygène dans l'atmosphère relative à ceux éprouvés in utero, et expositions iatrogenic. En outre, chez les nouveau-nés prématurés, les défenses antioxydantes sont immatures3 et les facteurs pro-apoptotiques sont naturellement upregulated4. Le stress oxydatif et la mort cellulaire conduisent à l'activation du système immunitaire et à la neuroinflammation. Ces facteurs combinés sont pensés pour contribuer à la vulnérabilité développementale et physiologique du cerveau, et ont comme conséquence ou exacerber l'encéphalopathie liée aux résultats développementaux pauvres dans les enfants en bas âge prématurés5,6,7.
En raison des similitudes physiques et développementales que le cerveau du furet partage avec le cerveau humain, le furet est une espèce attrayante dans laquelle modéliser les lésions cérébrales8,9,10,11,12. Les furets sont également des candidats idéaux pour modéliser le cerveau humain prématuré, car ils sont nés lissencephalic et développent des cerveaux gyrencephalic postnatally, qui fournit une fenêtre dans laquelle exposer le cerveau en développement aux insultes qui imitent ceux éprouvés par les enfants en bas âge prématurément. À la naissance, le développement du cerveau du furet est semblable à un fœtus humain de 13 semaines, avec 17 trousses postnatales (P) considérées comme équivalentes à celles d'un nourrisson à 32 à 36 semaines de gestation13.
Notre groupe a récemment publié un modèle de lésions cérébrales extrêmement prématurées (28 semaines de gestation) chez le furet P10 en combinant la sensibilisation inflammatoire avec escherichia coli lipopolysaccharide (LPS) avec une exposition ultérieure à l'hypoxie et à l'hyperoxie12. Dans le protocole suivant, nous décrivons maintenant un modèle prématuré en retard dans le furet de P17, où la sensibilisation de LPS est suivie par l'ischémie cérébrale bilatérale, l'hypoxie, et l'hyperoxia. Il en résulte des blessures plus graves chez un sous-ensemble d'animaux, et modélise plus étroitement l'interaction complexe de l'inflammation prolongée, de l'ischémie, de l'hypoxie, et du stress oxydatif éprouvé dans un certain nombre de nouveau-nés prématurés qui développent des dommages de cerveau.
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Protocole
Les procédures ont été effectuées conformément au Guide des NIH pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire et dans le cadre d'un protocole approuvé par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université de Washington.
1. Préparation et administration LPS
REMARQUE: Reportez-vous à la figure 1 pour une chronologie des procédures.
- Avant de commencer la procédure, sceller, stériliser et autoclave tous les instruments chirurgicaux et rideaux chirurgicaux. Préparer des médicaments préopératoires dans des flacons stériles. Calculez le débit nécessaire pour remplacer l'air dans la chambre d'hypoxie/hyperoxie par le gaz expérimental en 8 à 10 min.
- Préparer le lipopolysaccharide (LPS de E. coli 055:B5) en salin stérile pour produire une concentration de 1 mg/mL. Retirez les kits de furet P17 de leurs jills. Pesez-les et numéroez-les. Randomisez les animaux par litière et sexe aux groupes témoins ou blessés (ou traités).
- À l'aide d'une seringue à insuline de 300 ll, administrer 3 mg/kg de LPS par voie intrapéritone à des trousses dans le groupe des blessés, et un volume équivalent de véhicule salin stérile (3 l/g) pour contrôler les animaux.
- Placer les animaux dans une chambre dans un bain d'eau à 37-40 oC afin de maintenir une température rectale cible de 36 à 37 oC tout au long des interventions chirurgicales.
2. Anesthésie
- Pendant la procédure, surveillez continuellement la température, la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque de l'animal.
- Administrer la buprénorphine (0,05 mg/kg) sous-cutanée 30 min avant l'intervention chirurgicale. Induire l'anesthésie dans un mélange de 3% isoflurane équilibré avec 100% d'oxygène. Retirez le kit de la chambre d'induction et placez-le en supin sur une couverture d'eau chirurgicale drapée fixée à 37 oC. Transférer l'anesthésie sur le cône nasal et réduire le niveau d'isoflurane à 2 à 3%.
3. Préparation chirurgicale
- À l'aide de petites tondeuses pour animaux, enlever tous les poils de la région du cou ventral. Raser dans un modèle rectangulaire avec soin pour éviter de grignoter la peau ou de générer des éruptions cutanées de rasoir. Administrer l'anesthésie locale à la zone rasée en utilisant la lidocaïne intradermique (4 mg/kg) et la bupivacaine (2,5 mg/kg).
- Préparer le cou en alternant l'application de povidone-iode et 70% gommage à l'éthanol avec des cotons-tiges stériles. Répétez le gommage de telle sorte que le povidone-iode et 70% d'éthanol sont appliqués 3x en alternance.
- Confirmer la profondeur de l'anesthésie par l'absence de réflexe de pincement des orteils. Maintenir le niveau d'isoflurane au pourcentage minimum requis pour un plan chirurgical d'anesthésie. À l'aide de rideaux stériles et jetables qui exposent la région du cou, drapez l'animal.
4. Ligation bilatérale de l'artère carotide
- Avec une lame #11 scalpel à usage unique, faire une incision médiane de 1,5 cm au centre du cou. À l'aide d'hémostats fins et de forceps incurvés, disséquez carrément vers le bas à l'artère carotide gauche. Disséquer l'artère loin du faisceau neurovasculaire associé.
- À l'aide d'une paire de forceps fins incurvés, passez une longueur en boucle de 10 cm de suture stérile de soie 5-0 sous l'artère. Couper la suture en deux. Ligate l'artère en attachant solidement les deux longueurs de suture, laissant au moins 2 mm entre les noeuds. Transect l'artère carotide gauche entre les sutures, en prenant soin de laisser le nerf intact.
- Répétez la dissection sur le côté droit. Ligate réversiblement ligate l'artère carotide droite avec une cravate ombilicale stérile simple 1/8 pouce. Fermez la plaie avec des pinces de peau chirurgicales.
- Laisser l'animal se rétablir dans un bain d'eau à température contrôlée pendant au moins 30 minutes avant l'hypoxie.
REMARQUE: Si les artères ne sont pas complètement isolées du reste du faisceau neurovasculaire, une mortalité accrue peut être observée avant ou pendant l'hypoxie ultérieure.
5. Hypoxie séquentielle, Hyperoxie et Hypoxie
- Pendant l'hypoxie et l'hyperoxyie, modifiez la température du bain d'eau au besoin pour maintenir la température rectale pendant l'hypoxie à 37 oC chez l'animal sentinelle.
- Placez les animaux dans le groupe de blessures dans une chambre hermétique à l'intérieur d'un bain d'eau. Surveillez continuellement la concentration en oxygène dans la chambre, ainsi que la température rectale dans au moins un animal sentinelle. Rincer la chambre avec de l'oxygène humidifié de 9 % (91 % d'azote) puis maintenir un débit de 3 à 5 L/min, selon la taille de la chambre. Une fois que la concentration d'oxygène dans la chambre a atteint 9%, continuer pendant 30 min.
- Après 30 min, passez l'alimentation en gaz à 80 % d'oxygène humidifié (20 % d'azote) et permettez à la chambre d'atteindre la concentration cible en fonction du débit et de la taille de la chambre. Continuer pendant 30 min d'hyperoxie. Ouvrez la chambre pour lui permettre d'atteindre plus rapidement la normoxie en équilibrant avec l'air de la pièce.
- Scellez la chambre et rincez avec 9 % d'oxygène humidifié. Surveillez en permanence tous les animaux visuellement, en prenant note des animaux qui présentent la bradypnée. Une fois que la concentration d'oxygène dans la chambre a atteint 9%, continuer pendant 30 min. Si la mortalité intra-hypoxique (arrêt respiratoire) chez l'un des animaux est observée avant la fin de la période de 30 minutes, mettre fin à l'hypoxie immédiatement.
6. Inversion de la ligation de l'artère carotide droite
- Remettre les animaux dans la zone chirurgicale, et induire l'anesthésie dans un mélange de 3% isoflurane équilibré avec 100% d'oxygène. Transférer l'anesthésie sur le cône nasal et réduire le niveau d'isoflurane à 2 à 3%. Retirez les pinces de plaie chirurgicale et préparez à nouveau la zone de la plaie avec de la povidone-iode. Confirmer la profondeur de l'anesthésie par l'absence de réflexe de pincement des orteils. Maintenir le niveau d'isoflurane au pourcentage minimum requis pour un plan chirurgical d'anesthésie. À l'aide de rideaux stériles et jetables qui exposent la région du cou, drapez l'animal.
- À l'aide de forceps incurvés, identifiez et détachez le ruban ombilical de l'artère carotide droite. Fermez la plaie avec des pinces de peau chirurgicales.
7. Récupération et gestion de la température
- Retournez tous les kits à leurs jills pendant 60 min, pour les soins infirmiers et la récupération. Après 60 min, remettre les animaux blessés dans les bains d'eau à 37'40 oC pendant 6 h, en ajustant la température de l'eau au besoin afin de maintenir la température rectale à 36-37 oC. Retournez les kits à leurs jills.
- Enlever les clips chirurgicaux 10 à 14 jours après la chirurgie (P27-P31).
8. Test réflexe
- Effectuez tous les tests réflexes quotidiens à partir de P21-P28, et au moins 3fois par semaine à partir de P28-P42, tout en restant aveuglé par le groupe d'exposition (ou de traitement). Avant les tests réflexes, placez les kits dans une chambre avec assistance thermique (bain d'eau de 37 oC, coussin chauffant, etc.) pendant 1 h. Pour chaque test, terminez tous les essais par kit avant de tester le kit suivant.
- Géotaxis négatifs (25 degrés)
- Placez une planche plate (16 1/2 po x 12 po.) enveloppée dans un protecteur absorbant sur le dessus de la table contre un objet de sorte que la planche forme un angle de 25 degrés avec la table. Placez une trousse sur la planche sujette et orientée vers la descente, environ 75 % du chemin jusqu'à la planche.
- Assurez-vous que le corps du kit est droit et qu'il a les quatre pattes saisies contre le conseil avant de le relâcher. Dès que le kit est placé, commencez l'évaluation de temps.
- Enregistrez le temps où le kit parvient à faire pivoter son corps à 90 degrés par rapport à sa position de départ. Enregistrez l'heure à laquelle le kit tourne son corps à 180 degrés et fait un pas en avant vers le haut de la planche. Effectuez 3 essais à l'inclinaison de 25 degrés avant de passer au test suivant.
- Géotaxis négatifs (45 degrés)
- Effectuez à nouveau 3 essais du test de géotaxie négatif décrit précédemment, cette fois avec la planche fixée à un angle de 45 degrés.
- Aversion de falaise
- Placez une plate-forme rembourrée environ 1 pied sous le rebord pour minimiser les blessures aux kits s'ils tombent.
- Placez un kit face, et perpendiculaire ment au bord du banc de laboratoire. Assurez-vous que le corps du kit est droit, avec ses pattes avant rincer avec le bord. Commencez l'évaluation de l'heure à partir du moment où le kit est placé. Veillez à faire la différence entre le mouvement conscient loin de la falaise et d'autres mouvements spontanés qui n'impliquent pas une marche coordonnée.
- Enregistrez le moment où le kit déplace son corps loin du bord (défini comme le kit de sauvegarde, tourner son corps, ou déplacer ses membres avant loin du bord). Enregistrez le temps que le kit effectue sa première étape dans la direction opposée du bord (définie comme n'importe quelle direction ou angle au-delà d'une rotation de 90 degrés à partir de sa position de départ face au bord).
- Effectuez 3 essais d'aversion à la falaise par kit avant de passer au test suivant.
- Réflexe de redressement
- Placez un kit en supine sur le banc, en le tenant doucement dans cette position avant de le relâcher et en commençant simultanément le chronomètre. Enregistrez le temps que le kit se met au repos avec les quatre pattes simultanément à plat contre le banc dans des positions portantes. Enregistrez le moment où le kit fait un pas complet dans n'importe quelle direction (défini comme le placement des quatre pattes pour réaliser des progrès dans une direction donnée sans rotation ou traînage du corps).
- Effectuer 5 essais du test réflexe de redressement par animal.
- Après que chaque kit a terminé les 5 essais réflexes de redressement, retournez la litière à la jill.
9. Test de passerelle
- Sur P42, retirez les kits de la jill. Placez les kits dans des cages en plastique environ 10 minutes avant les essais, afin qu'ils puissent s'acclimater à l'environnement. Éteignez les lumières dans la salle d'essai pour vous assurer que la lumière ambiante n'affecte pas la fonction de la passerelle.
- Créez une nouvelle expérience dans le logiciel pertinent. Ajuster les réglages expérimentaux de sorte que la durée maximale de l'exécution ne dépasse pas 10,00 s et la durée minimale de l'exécution n'est pas inférieure à 1,50 s. Définir la variation de vitesse maximale afin qu'elle ne dépasse pas 60 %. Définir une exigence minimale de trois courses conformes pour chaque animal.
- Ajuster la largeur de la passerelle par rapport à la taille de l'animal afin qu'il soit capable de locomote librement sans toucher les murs tout en restant assez étroit pour décourager tourner. Ajoutez un nouveau paramètre de détection dans l'onglet Paramètres de détection à l'aide de la détection automatique. Utilisez les mêmes paramètres de détection pour toutes les portées et les animaux à un âge donné.
- Nettoyez soigneusement la passerelle avec un papier à faible teneur en papier et 70 % d'éthanol avant et après chaque animal. Nettoyez régulièrement les pattes du furet pour améliorer la précision de la détection et de la classification. Une fois que la passerelle et l'animal sont préparés, commencez l'acquisition d'essai.
- Pause acquisition pour nettoyer la passerelle si les empreintes s'accumulent sur le verre, ou si les animaux passent l'urine ou les excréments. Arrêtez l'acquisition une fois que le logiciel de passerelle a reconnu trois exécutions conformes basées sur les paramètres d'expérience prédéterminés.
10. Essais sur le terrain (P42)
- Utilisez une boîte acrylique non poreuse (55 cm x 55 cm x 40 cm de haut) peinte en blanc mat. Placez la caméra de sorte qu'elle soit centrée directement au-dessus de la boîte et les quatre murs sont capturés. Nettoyez l'arène d'essai avec 70 % d'éthanol avant la première utilisation et entre les animaux.
- Dans le logiciel pertinent, sélectionnez New From Template et appliquez un modèle prédéfini. Poursuivre la procédure de mise en place en sélectionnant séquentiellement le type de sujet: Autres; Modèle d'arène: Champ ouvert, carré ; Modèle de zone: Centre, bordure, coins; Caractéristiques à suivre: Point central.
- Ouvrez les paramètres de l'arène et saisissez l'image de fond de l'entrée de la caméra, en veillant à ce que les sommets des murs de l'arène soient visibles. Calibrer les dimensions de l'arène à l'aide de l'outil d'échelle.
- Ajustez les zones d'arène prédéfinies en redimensionnant les contours pour s'adapter aux zones murales (NW, NE, SW, SE) et aux zones de plancher (en haut gauche, en haut du milieu, en haut droit, au centre gauche, au centre, au milieu droit, au bas gauche, au milieu, au bas droit). Valider la configuration pour confirmer qu'aucune zone ne se chevauche.
- Ouvrez la fenêtre acquisition et appuyez sur Start Acquisition. Placez le furet au centre de l'arène de test orienté de telle manière qui est cohérente pour chaque sujet de test. Laisser le furet se déplacer librement dans toute l'arène pendant une période de 5 min. À la fin de la période d'essai, appuyez sur Stop Acquisition. Répétez la procédure avec le furet suivant.
REMARQUE: Tous les expérimentateurs dans la pièce doivent se positionner pour être inobservables par le furet et rester silencieux pendant la période d'essai.
11. Perfusion de fixation
- Sur P42, anesthésiez profondément les kits avec 5% d'isoflurane. Administrer un surdosage de pentobarbital (120 à 150 mg/kg i.p.). Assurer une anesthésie profonde par manque de réponse au pincement des orteils et à la perte de mouvements respiratoires.
- Transférer l'animal sur une hotte à fumée. Ouvrez le thorax et pincez l'aorte descendante à l'aide de hemostats fins. Coupez l'atrium droit. À l'aide d'une pompe à perfusion, perfuser le ventricule gauche avec 60 ml de salin stérile à un taux de 30 ml/min. Perfuse avec 60 ml de formaline (10 % de formaldéhyde) à un taux de 30 ml/min.
- Décapiter la carcasse et retirer le cerveau du crâne à l'aide de ciseaux, de forceps, de rongeurs et d'une spatule. Prenez des photos à haute résolution des aspects dorsaux, ventrals et latéraux de chaque cerveau. Post-fixer le cerveau en formaline pendant au moins 48 h.
12. Ex Vivo Brain Measurement
- Retirer le cerveau de la formaline (étape 11.3) et placer sur un essuie-tout pour absorber l'excès de liquide.
- À l'aide d'un étrier électronique, mesurer la hauteur du cerveau en plaçant les extrémités du étrier aux aspects dorsaux et ventrals du cerveau. Mesurer la longueur du cerveau en plaçant les extrémités de l'étrier à l'ampoule olfactive et la bordure la plus postérieure du lobe occipital. Mesurer la largeur du cerveau en plaçant les extrémités de l'étrier sur les parties les plus latérales des lobes temporels. Pesez le cerveau.
- Mesurer la fissure longitudinale (antérieure et postérieure au sulcus cruciforme), sulci latérale, sulci suprasylvian, sulci coronal, sulci pseudosylvian, sulci ansinate, sulci cruciforme, sulci présylvian, gyri latéral, gyri suprasylvian, gyri sigmoïde ( antérieur et postérieur), gyri coronal, gyri ectosylvian (antérieur et postérieur), et gyri orbital. Mesurer tous les sulci du début et de la fin de la partie la plus distincte du sulcus correspondant. Mesurer tous les gyri à partir de l'aspect le plus large de chaque gyrus correspondant.
- Mesurer la quantité de cervelet exposée en plaçant une pointe de l'étrier au point le plus postérieur de la fissure longitudinale et en plaçant l'autre pointe de l'étrier à la partie la plus postérieure du cervelet.
REMARQUE: L'atlas du cerveau du furet, tel que trouvé dans Biology and Diseases of the Ferret14, a été utilisé pour développer les mesures du cerveau ex vivo furet.
13. Notation des blessures graves
- À l'aide des photographies prises à l'étape 11.3., appliquez les critères de notation dans les étapes 13.2-13.4 pour évaluer les lésions cérébrales brutes (échelle 0-9) tout en restant aveuglés par les groupes d'exposition (ou de traitement).
- Évaluer la fissure longitudinale. Si cela semble normal, attribuez un score de 0. S'il est légèrement élargi (environ 2 fois la largeur normale), mais que l'augmentation de la largeur est incomplète le long de la longueur de la fissure, attribuez un score de 1. S'il est modérément élargi (environ 2 à 3 fois la normale), attribuez un score de 2. S'il est nettement élargi, avec un écart visible -gt;3x largeur normale le long de la plupart de la longueur de la fissure, appliquer un score de 3.
- Évaluer les sulci latéraux. S'ils montrent la définition normale, avec la séparation du gyri latéral et du gyri suprasylvian, assignent un score de 0. Si la définition réduite unilatérale ou bilatérale douce du sulcus est vue, particulièrement dans la partie caudale, avec le rétrécissement minimal des lobes frontaux et temporels par rapport aux lobes occipitaux, attribuent un score de 1.
- Si la définition modérément réduite du sulci est vue, avec la dépression du gyri suprasylvian, le rétrécissement du gyri coronal et d'ectosylvian, et le rétrécissement doux des lobes frontaux et temporels par rapport aux lobes occipitaux, assignent un score de 2. Si la dégénérescence cystique unilatérale est vue, avec le changement minimal de l'hémisphère contralatéral, assignent un score de 3. Si une mauvaise définition du sulci latéral est présente, avec la dégénérescence cystique ou grave bilatérale des lobes occipital et temporel, assignent un score de 4.
- Évaluer la partie visible du cervelet. S'il semble normal, avec (lt;75% du vermis et 'lt;66% des hémisphères visibles, attribuez un score de 0. Si 75 à 90 % du vermis et 66 % des hémisphères sont visibles, attribuez un score de 1. Si la majeure partie du cervelet est visible, montrant tout le vermis et 66 % des hémisphères, attribuez un score de 2.
14. Analyse des données
- Pour les données de test réflexe, attribuez des échecs d'un score de 61 s pour leur permettre d'être comparés aux succès à la fin des temps (60 s), mais avec un classement pire dans l'analyse statistique. Calculer une zone sous la courbe pour chaque animal au fil du temps dans chacun des tests réflexes.
- Ajuster les données de passerelle qui impliquelant la taille de la patte de la pression par le poids de l'animal.
- Analyser les données à l'aide de méthodes statistiques non paramétriques, en décrivant les données à l'aide de la plage médiane et interquartile (IQR).
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Résultats
Sur 34 animaux (n ' 18 mâles, n ' 16 femelles) de six portées exposées à l'insulte, huit animaux (24 %; n ' 4 mâles, n ' 4 femelles) dans le groupe blessé sont morts au cours de la deuxième période d'hypoxie (n - 5), pendant la gestion de la température (n ' 2), ou pendant la nuit après l'insulte (n - 1). Dans le groupe des blessés, neuf des 26 survivants (35 %) a eu un préjudice grave visible. Cinq animaux (n et 5 mâles) ont subi des blessures modérées, et quatre animaux (n 2 mâles, n et 2 femelles) ont subi des blessur...
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Discussion
En raison des similitudes physiques et développementales partagées entre le cerveau du furet et le cerveau humain, le furet est de plus en plus utilisé pour modéliser les lésions cérébrales adultes et développementales. 8,9,10,11,12. Cependant, la recherche à ce jour suggère que le cerveau de furet est résistant aux dommages initiaux aussi bien que fortement-p...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Remerciements
L'élaboration du modèle a été financée par la Fondation Bill et Melinda Gates, ainsi que par la subvention 5R21NS093154-02 (NICHD).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 80 % Oxygène | Praxair | ||
| 9 % Oxygène | Praxair | ||
| Protecteur de paillasse | absorbant Kimtech | 7546 | |
| Passerelle automatisée | Noldus | ||
| Gommage | |||
| Bupivacaïne | Patterson Vétérinaire | 07-888-9382 | |
| Étriers de buprénorphine | |||
| SRA Produits de mesure | ME-CAL-FP-200 | Portée de 200 mm, résolution de 0,01 mm | |
| Éponge de gaze de coton | Fisher Scientific | 22028556 | |
| Hémostat fine incurvée | Roboz | RS-7101 | |
| Pince courbe | World Precision Instruments | 501215 | |
| Hémostat de suture incurvée | Roboz | RS-7111 | |
| Ethovision Logiciel de suivi | Noldus | ||
| Eye Lubricant | Rugby NDC | 0536-1970-72 | |
| Furets (Mustela putorius furo) | Marshall Biosciences | Outbred (pas de souche spécifique) | |
| Formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | 10 % (Tampon phosphate/Certifié) |
| Tondeuses à cheveux | Conair | GMT175N | |
| Seringues à insuline | BD | 329461 | 0.3 cc 3 mm 31 G |
| Isoflurane | Piramal | 66794-017-25 | |
| Lidocaïne | Patterson Vétérinaire | 07-808-8202 | |
| LPS List Biologique | LPS Ultrapur #423 | ||
| Capteur d’oxygène | BW Gas Alert | GAXT-X-DL-2 | |
| Pentobarbital | |||
| Chambre en plastique | Tellfresh | 1960 | 10 L ; 373 x 270 x 135 mm3 |
| solution saline, 0,9 % | Hospira | RL-4492 | |
| Lame de bistouri | Integra Miltex | 297 | |
| Manche de scalpel | World Precision Instruments | 500236 | #3, 13 cm |
| Suture stérile | fine Outils scientifiques | 18020-50 | Soie tressée, 5/0 |
| Applicateur de clips chirurgicaux | Outils pour les sciences fines | 12020-09 | |
| Extracteur de clips chirurgicaux | Outils pour les sciences fines | 12023-00 | |
| Champs chirurgicaux | Medline Unidrape | VET3000 | |
| Gants chirurgicaux | Ansell Perry Inc | 5785004 | |
| Clips chirurgicaux | Outils pour les sciences fines | 12022-09 | |
| Thermomètre (rectal) | YSI | Precision 4000A | |
| Thermomètre (eau) | Fisher Scientific | 14-648-26 | |
| Ruban ombilical | Grafco | 3031 | |
| Bain d’eau | Thermo Scientific | TSCOL19 | 19 L |
Références
- Martin, J. A., Hamilton, B. E., Osterman, M. J. K., Driscoll, A. K., Drake, P. Births: Final Data for 2017. National Vital Statistics Report. 67 (8), 1-49 (2018).
- Vanhaesebrouck, P., et al. The EPIBEL study: outcomes to discharge from hospital for extremely preterm infants in Belgium. Pediatrics. 114 (3), 663-675 (2004).
- Raju, T. N., et al. Long-Term Healthcare Outcomes of Preterm Birth: An Executive Summary of a Conference Sponsored by the National Institutes of Health. Journal of Pediatrics. , (2016).
- Raju, T. N. K., Buist, A. S., Blaisdell, C. J., Moxey-Mims, M., Saigal, S. Adults born preterm: a review of general health and system-specific outcomes. Acta Paediatrica. 106 (9), 1409-1437 (2017).
- Bennet, L., et al. Chronic inflammation and impaired development of the preterm brain. Journal of Reproductive Immunology. 125, 45-55 (2018).
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