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Article de méthode

Un modèle préclinique pour évaluer le rétablissement du cerveau après un AVC aigu chez les rats

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DOI :

10.3791/60166

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6 novembre 2019

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1Beijing Yinfeng Dingcheng Biological Engineering Technology Ltd., 2Hulunbuir People's Hospital, 3Shandong Qilu Stem Cell Engineering Co. Ltd.

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le but de cette étude est d'établir et de valider un modèle animal pour la recherche dans les étapes de récupération et de séquençament de l'ischémie cérébrale en testant l'infarctus du cerveau et la fonction sensorimotrice après l'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale moyenne (MCAO/R) après 1-90 jours chez les rats.

Résumé

Le but de cette étude était d'établir et de valider un modèle d'ischémie de cerveau animal dans les étapes de rétablissement et de séquela. Un modèle moyen d'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale (MCAO/R) chez les rats mâles de Sprague-Dawley a été choisi. En modifiant le poids du rat (260-330 g), le type de boulon de fil (2636/2838/3040/3043) et le temps d'infarctus du cerveau (2-3 h), un score plus élevé de Longa, un volume d'infarctus plus grand et un plus grand rapport de succès de modèle ont été examinés en utilisant le score de Longa et la coloration de TTC. L'état optimal du modèle (300 g, 3040 boulon s'il enfilé, 3 h de temps infarctus du cerveau) a été acquis et utilisé au cours d'une période d'observation de 1 à 90 jours après la reperfusion par l'évaluation des fonctions sensorimotrices et du volume infarctus. À ces conditions, l'essai bilatéral d'asymétrie a eu une différence significative de 1 à 90 jours, et l'essai de grille-marche a eu une différence significative de 1 à 60 jours ; les deux différences pourraient être un test fonctionnel sensorimoteur approprié. Ainsi, l'état le plus approprié d'un nouveau modèle de rat dans les étapes de récupération et de séquençament de l'ischémie de cerveau a été trouvé : 300 g rats qui ont subi MCAO avec un boulon de fil 3040 pour un infarctus de cerveau de 3 h et puis reperfusé. Les essais fonctionnels sensorimoteurs appropriés étaient un essai bilatéral d'asymétrie et un essai de grille-marche.

Introduction

L'ischémie cérébrale est divisée en trois étapes avec différents indicateurs post-AVC : le stade aigu (dans une semaine), le stade de récupération (1 semaine à 6 mois) et le stade des séquelles (plus de 6 mois). Actuellement, la plupart des études se concentrent sur le stade aigu de l'ischémie cérébrale en raison de son effet significatif et des modèles de recherche multi-relatifs1,2,3. Cependant, les étapes de rétablissement et de séquelatif de l'ischémie de cerveau ne peuvent pas être ignorées en raison de leur complication à long terme des incapacités. Par conséquent, le but de cette étude est d'explorer un modèle animal stable, fiable et relativement simple pour rechercher les étapes de récupération et de séquela de l'ischémie cérébrale.

Parmi les nombreux modèles expérimentaux d'ischémie cérébrale, nous utilisons l'occlusion cérébrale moyenne d'artère (MCAO) par l'insertion de boulon de fil dans l'artère cérébrale moyenne droite (MCA). Ce modèle est similaire à l'AVC humain, qui peut produire de plus grands volumes d'infarctus, entraîner de nombreux troubles du comportement liés à l'AVC, et peut permettre la réperfusion sanguine (R) en supprimant le boulon de fil4,5,6. MCAO/R est également considéré comme le modèle animal standard de l'ischémie cérébrale7. En outre, la gravité de la lésion cérébrale dépend du diamètre et de la longueur d'insertion du boulon de fil, de la durée de l'ischémie cérébrale, et du poids animal (de plus grands rats ont de plus grands cerveaux et des vaisseaux cérébraux plus épais)8. Par conséquent, en changeant le type de boulon de fil, le temps d'infarctus, et le poids de rat, un modèle approprié peut être trouvé pour les étapes de récupération et de séquela de l'ischémie de cerveau chez les rats de MCAO/R. Pour valider le modèle de rat, nous avons effectué une étude d'un jour, 35 jours, 60 jours, et 90 jours du modèle MCAO/R utilisant des expériences de coloration et de fonction sensorimotrice de TTC (un essai bilatéral d'asymétrie, un essai de grille-marche, un essai de rotarod et un essai de corde de levage).

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Protocole

La procédure et l'utilisation de sujets animaux ont été approuvées par l'Institut national de la santé pour les soins et l'utilisation d'animaux de laboratoire. Ce protocole est spécifiquement ajusté pour les essais de l'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale moyenne (MCAO/R) et de la fonction sensorimotrice.

1. Conception expérimentale et regroupement

  1. Utilisez un modèle de rat MCAO/R pour dépister une méthode de modèle ischémique de cerveau de rat avec des dommages de cerveau plus graves et un plus grand rapport de succès de modèle utilisant le score de Longa et la coloration de TTC.
    1. Effectuez l'expérience sur des rats mâles de Sprague-Dawley pesant 260 à 330 g qui sont âgés de 7 à 9 semaines. Le poids réel du rat est de 275 à 15 g pour 275 g, de 300 à 10 g pour 300 g, et de 320 à 10 g pour 320 g.
    2. Utiliser les sept groupes suivants (poids, type de boulon de fil, temps d'infarctus) : groupe 1 avec 15 rats (275 g, 2636, 2 h); groupe 2 avec 15 rats (275 g, 2636, 3 h); groupe 3 avec 15 rats (275 g, 2838, 2 h); groupe 4 avec 15 rats (275 g, 2838, 3 h); groupe 5 avec 13 rats (300 g, 3040, 3 h); groupe 6 avec 10 rats (320 g, 3040, 3 h); groupe 7 avec 13 rats (300 g, 3043, 3 h).
  2. Étudier l'état de récupération du cerveau par la coloration TTC, et utiliser des tests de fonction sensorimotrice appropriés pour indiquer les déficits fonctionnels à long terme par l'essai bilatéral d'asymétrie, l'essai de grille-marche, l'essai rotarod et l'essai de corde de levage après 1, 35, 60, 90 jours de MCAO/R.
    1. Utilisez des rats mâles Sprague-Dawley pesant 300 à 10 g d'âge de 8 à 9 semaines.
    2. Utilisez les cinq groupes suivants : un groupe témoin (normal) avec 20 rats; un groupe de 1 jour avec 16 rats; un groupe de 35 jours avec 16 rats; un groupe de 60 jours avec 17 rats; et un groupe de 90 jours avec 19 rats.
  3. Après le score de la Longa dans l'étape 1.1 ou sensorimotor tests fonctionnels dans l'étape 1.2, anesthésiser et décapiter tous les rats pour la coloration TTC.

2. Mise en place d'un modèle unilatéral MCAO/R chez les rats9

REMARQUE : Pendant l'opération, utilisez les microforceps doucement pour prévenir la rupture du vaisseau sanguin. Évitez d'endommager les nerfs et autres vaisseaux sanguins dans le cou du rat lorsque le vaisseau est isolé. Il faut prendre soin de présenter la technique aseptique appropriée pour toutes les interventions chirurgicales de survie. La technique illustrée plus loin dans la vidéo doit être pratiquée tout au long de la procédure.

  1. Tout au long de la chirurgie, maintenir la température corporelle des rats à 37,0 ' 0,5 oC dans un thermostat pour les petits animaux. Préparer quatre sutures de 6 cm 5-0.
  2. Fixez le débit d'oxygène d'une petite machine d'anesthésie animale (avec un dispositif de traitement des déchets de gaz) à 0,4 à 0,6 L/min et la concentration d'isoflurane à 5 %. Placez le rat dans la machine d'anesthésie.
  3. Après que l'animal s'est évanoui, placez le rat sur une table de fixation chirurgicale. Connectez la bouche du rat au masque de la machine d'anesthésie (le débit d'oxygène reste inchangé; ajustez la concentration d'isoflurane à 3%). Confirmez que l'animal est entré dans l'anesthésie profonde en observant un manque de tension d'extrémité, réflexes cornéens, et douleur.
  4. Fixez ses membres pour qu'ils se trouvent sur la table d'opération avec des bandages en papier (ou d'autres outils).
  5. Retirez le manteau du cou à l'eau avec un rasage électrique et stérilisez avec 75 % d'alcool (l'iodophor est meilleur). Fixer la bouche du rat avec un crochet.
  6. Couper 2 à 3 cm le long de la forme longitudinale centrale du cou avec des ciseaux ophtalmiques.
  7. Séparer l'artère carotide commune. Séparer le muscle sous-cutané avec des forceps ophtalmiques. Utilisez un rétracteur fait maison pour exposer pleinement le champ de vision. Après avoir séparé le muscle antérieur de la trachée avec des forceps ophtalmiques, séparer le long du tendon sternocleidomastoid droit jusqu'à ce que l'artère carotide commune soit visible.
  8. Isolez l'artère carotide commune, l'artère carotide externe et l'artère carotide interne avec des forceps ophtalmiques. Ligate l'artère carotide commune (noeud dur), l'artère carotide externe loin de l'extrémité du coeur (noeud dur), et l'artère carotide interne (noeud lâche) avec 5-0 sutures. Tapisser l'artère carotide externe près de l'extrémité du cœur avec 5-0 sutures.
  9. Insérez un boulon de fil. Couper une petite ouverture dans l'artère carotide externe à l'aide de ciseaux ophtalmiques et insérer délicatement un boulon de fil. Ligate la suture de l'artère carotide externe qui a été en noeud lâche et couper l'artère carotide externe.
    1. Desserrer le noeud lâche de l'artère carotide interne et continuer à insérer le boulon de fil au début de l'artère cérébrale moyenne (suture marquée). Coupez ensuite le boulon de thread exposé.
  10. Après que le temps ischémique soit atteint (2-3 h), fixez la rupture de l'artère carotide externe avec un microforceps, et sortez doucement le boulon de fil avec un autre microforceps. Lorsque l'extrémité avant du boulon de fil est complètement retiré de l'artère carotide interne, ligate l'artère carotide externe qui a été doublée de sutures 5-0, puis retirer le boulon de fil complètement.
  11. Desserrer l'artère carotide commune, et daub 50.000 U de poudre de sodium de pénicilline sur la surface de la blessure pour empêcher l'infection. Suturer les muscles sous-cutanés et la peau avec 4 sutures.
  12. Donnez 0,2 ml de salin stérile au rat par orale à l'aide d'une seringue de 1 ml (l'injection SQ-PEN est meilleure) pour prévenir la pénurie d'eau postopératoire après avoir remis le rat dans la cage.
  13. Choisissez les animaux après 24 heures de réperfusion selon le score de Longa10. Sélectionnez les animaux avec un score de Longa de 1 à 3 pour la prochaine coloration TTC à l'étape 1.1, et les animaux avec un score longa de 2-3 pour l'étude 1, 35, 60, 90 jours dans l'étape 1.2.
    REMARQUE: Longa's score10: 0 score, pas de déficit neurologique; 1 score, défaut d'étendre l'avant-griffe gauche; 2 score, encerclant vers la gauche; 3 score, tombant à gauche; 4 score, ne peut pas marcher spontanément et a une conscience déprimée.
  14. Analyser la partition de longa par ANOVA à sens unique. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.

3. Coloration TTC

REMARQUE : La moisissure et la lame de tranche de cerveau de rat doivent être pré-refroidies dans un réfrigérateur de -20 oC avant d'employer pour empêcher l'adhérence provoquée par une grande différence de température. Pendant la coloration, empêcher l'adhérence entre les tranches de cerveau et la plaque de culture, qui peut avoir comme conséquence la coloration insuffisante.

  1. Anesthésiez le rat par injection intrapéritonéale de 400 mg/kg d'hydrate de chloral après le score de longa à l'étape 1.1 ou des tests fonctionnels sensorimoteurs à l'étape 1.2.
  2. Décapiter le rat avec des ciseaux chirurgicaux ou avec un appareil de décapitation de rat. Retirez le cerveau avec des ciseaux chirurgicaux et des forceps hémostatiques.
  3. Mettre le cerveau au réfrigérateur à -20 oC pendant 30 min pour faciliter le découpage.
  4. Retirer le cerveau du réfrigérateur et le placer dans un moule à tranches de cerveau de rat pré-réfrigéré. Couper le cerveau en six sections consécutives de 2 mm d'épaisseur avec une lame pré-réfrigérée.
  5. Tachez les sections avec 2% 5-triphenyl-2H-tetrazolium chlorure (TTC) dans une plaque de culture de 6 puits.
  6. Culture les sections pour 30-60 min à 37 oC dans un lit secouant. Retournez les sections toutes les 10 min jusqu'à ce que la zone d'ischémie cérébrale et la zone normale soient clairement blanches et rouges.
  7. Tapisser les tranches de cerveau verticalement dans l'ordre de l'arrière à l'avant du cerveau. Utilisez une règle pour vous assurer que la longueur totale de chaque ligne est la même. Prenez des photos avec l'appareil photo numérique.
  8. Analyser le volume infarctus.
    1. Pré-traitement de la photo avec un logiciel photoshop
      1. Importer la photo à l'aide de photoshop CS6. 00:00-00:14
      2. Cliquez sur Sélectionnez pour sélectionner les tranches de cerveau, cliquez sur Sélectionner Inverse. 00:15-00:36
      3. Cliquez sur le premier plan pour sélectionner le noir et cliquez sur OK. 00:37-00:42
      4. Appuyez sur Alt 'Supprimer pour remplir la couleur de fond, et CTRL 'D pour désélectionner. 00:43-00:46
      5. Cliquer sur Le Fichier Enregistrer sur le bureau. 00:47-01:08
    2. Pré-traitement de la photo avec le logiciel Image Pro Plus.
      1. Ouvrez le logiciel Image Pro Plus 6.0 et importez la photo. 01:09-01:24
      2. Pour la modification des défauts, ajustez la luminosité avec l'outil d'amélioration du contraste, de sorte que l'arrière-plan soit noir. 01:25-01:37
      3. Utilisez l'outil médian dans Filtre pour supprimer les faits saillants. 01:38-01:46
    3. Calculer la zone cérébrale gauche (normale) avec le logiciel Image Pro Plus
      1. Sélectionnez la couleur en utilisant la segmentation et ajustez la valeur de H/S/I, de sorte que les tranches de cerveau soient séparées du fond noir. 01:47-02:12
      2. Retour au compte (en anglais) Taille. 02:13-02:16
      3. Cliquer sur Comptez Divisez les objets dans Modifier pour séparer le cerveau de la ligne médiane. Le logiciel distinguera automatiquement les zones du cerveau gauche et droite. 02:17-02:49
    4. Calculez la bonne zone du cerveau infarctus avec le logiciel Image Pro Plus
      1. Mise en œuvre de l'étape 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14
      2. Sélectionner le compte à rebours Taille. 03:15-03:21
      3. Cliquez sur Dessiner (en anglais seulement) Merge Objects tool in Edit. Sélectionnez manuellement la zone ischémique et cliquez sur Compter pour calculer la zone ischémique. 03:16-05:31
    5. Calculez la zone du cerveau de la santé avec le logiciel Image Pro Plus
      1. Mise en œuvre de l'étape 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44
      2. Sélectionnez la couleur en utilisant la segmentation et ajustez la valeur de H/S/I, de sorte que la partie normale des tranches de cerveau soit séparée du fond noir. 06:45-07:10
      3. Retour au compte (en anglais) Taille et cliquez sur Compte pour calculer cette zone. 07:11-07:21
      4. Cliquez sur Les objets fractionnés dans Modifier pour séparer le cerveau de la ligne médiane. Le logiciel distinguera automatiquement les zones du cerveau gauche et droite. 07:22-08:08
  9. Calculer le volume infarctus (%) et infarctus et réduire le volume (%):

    Volume d'infarctus (%) - [zone d'infarctus droit/(2 x zone gauche du cerveau)] x 100.
    Infarctus et réduire le volume (%) - [(zone du cerveau gauche - zone de la santé droite du cerveau) / (2 x zone du cerveau gauche)] x 100.

    REMARQUE: Le cerveau droit est la partie blessée. Les données ont été analysées par ANOVA à sens unique. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.

4. Évaluation de la fonction sensorimotrice

REMARQUE : Les rats (300 g, 3040 boulons de fil, temps d'infarctus du cerveau de 3 h) avec un score de Longa de 2-3 ont été choisis pour effectuer les expériences de fonction sensorimotrice de 1-90 jours. Restez silencieux et ne dérangez pas les animaux pendant cette période d'étude. Les données ont été analysées par ANOVA bidirectionnelle. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.

  1. Essai d'asymétrie bilatérale11
    1. Envelopper le ruban de papier (5 cm de long, 0,8 cm de large) sur la partie saphenous de chaque prégriffe d'un rat trois fois avec une pression égale.
    2. Pour chaque rat, enregistrez le nombre de fois que chaque pince avant est contactée et le ruban adhésif enlevé en 5 min avec la caméra, y compris les temps de patte non affectés et les temps de patte affectés.
    3. Après 30 min, répétez à nouveau les étapes 4.1.1 et 4.1.2.
    4. Calculer la valeur moyenne du biais sensorimoteur (%):
      Biais sensorimoteur (%) (temps de patte non affectés - temps de patte affectés)/(temps de patte non affectés - temps affectés de patte) x 100
  2. Test de marche sur grille
    1. Placez le rat au centre d'une plate-forme de surface de grille élevée (zone : 1 m2; hauteur : 90 cm) avec des ouvertures de grille de 2,5 cm2.
    2. Poussez légèrement les hanches du rat pour l'encourager à traverser la surface de la grille.
    3. Enregistrez le nombre de défauts de pied effectués par les membres non affectés (à droite) et affectés (à gauche) et le nombre total d'étapes en 1 min avec la caméra.
    4. Calculez les temps d'erreur :
      Temps d'erreur (%) - [membre non affecté (droite) - membre affecté (gauche) /nombre total d'étapes x 100.
      REMARQUE : Le nombre total d'étapes inférieures à 20 étapes a été supprimé.
  3. Rotarod test12,13
    1. Configurez l'appareil de fatigue de la barre tournante de rat (diamètre 90 mm) des rats utilisant le logiciel de support à une vitesse de 13 tr/min sur une période de 5 min sur l'ordinateur.
    2. Démarrez les programmes informatiques et placez le rat sur les barreaux rotarod en même temps.
    3. Terminez un essai si le rat tombe de l'échelon ou continue à marcher pendant 5 min et enregistrez le temps de rotation.
    4. Reposez-vous sur le rat pendant 30 min.
    5. Répétez les étapes 4.3.2-4.3.4 deux fois plus et choisissez la valeur maximale pour être le dernier temps de rotation.
  4. Essai de corde de levage14
    1. Placez l'instrument de corde de levage (70 cm de haut; la corde mesure 0,2 cm de diamètre et 40 cm de long) sur le bureau.
    2. Demandez au rat de saisir la corde avec ses membres antérieurs et pendez le rat.
    3. Enregistrez l'heure de la pendaison et calculez les scores.
      REMARQUE: Un score de 3: 0-2 s sur la corde; Un score de 2: 3-4 s sur la corde; Un score de 1: 5-6 s sur la corde; Un score de 0: plus de 7 s sur la corde.

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Résultats

En utilisant la procédure susmentionnée pour un modèle MCAO/R avec le score de Longa et la coloration TTC, différents traitements de poids moyen (275/300/320 g), types de boulons (2636/2838/3040/3043; Tableau 1) et des temps ischémiques (2-3 h) et 1 jour de réperfusion ont été employés pour dépister le modèle optimal d'ischémie de cerveau chez les rats. Les paramètres de modèle de 300 g de poids, 3040 boulon de fil, et le temps d'infarctus de cerveau de 3 h étaient les pl...

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Discussion

Beaucoup de modèles établissant des méthodes et des indicateurs comportementaux qui sont bien utilisés dans l'ischémie cérébrale aigue peuvent ne pas avoir des changements significatifs dans les étapes de rétablissement et de séquela de l'ischémie de cerveau16,17. Cependant, le nombre de patients présentant le cerveau ischémique dans les étapes de rétablissement et de séquençament est le plus grand. Il est essentiel de choisir un modèle animal approprié pour les ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la National Natural Science Foundation of China (81603315, 81603316), le plan de recherche et développement clé de la province du Jiangxi en Chine (20171ACH80001), des projets de coopération industrielle et académique dans les collèges et universités de la province du Fujian en Chine (2018Y41010011).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Microscope anatomiqueLeica (Allemagne)S8Instrument de commande microscopique
LameGellette/Découpe de sections de cerveau
Lit secouant à température constanteTaicang Usine d’équipement expérimentalTHZ-CPour maintenir les sections de cerveau colorées uniformément et à une température constante
Appareil photo numériqueCanon700DPour la prise photos de TTC coloration
Rasoir électriqueShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.3000#Épilation des poils du cou des rats
Forceps HamostaticShanghai Medical device Co., Ltd.14 cmUtilisation pour l’élimination du cerveau
Image Pro Plus SoftwareMedia Cybernetics Inc.6.0Analyser le volume de l’infarctus
IsofluraneRWD Life Science217170702Gaz anesthésique
MicroforcepsShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cm
Micromanipulation vasculaire MicroshearShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmMicromanipulation vasculaire
Pince ophtalmiqueShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmAnatomie auxiliaire de la peau et
des muscles Ciseaux phtalmiquesShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmUtilisation pour couper la peau du cou
Rat Brain Slice MoldShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.400 gPour la coupe standard et uniforme du tissu cérébral Appareil de
fatigue à barre rotative de ratAnhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.ZH-300BPour tester la fonction sensorimotrice de l’appareil d’anesthésie
pour petits animauxShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.ABM3000Un appareil d’anesthésie gazeuse
Thermostat pour petits animauxBeijing Damida Technology Co., Ltd.DM.7-YLS-20APour maintenir la température corporelle de l’animal constante pendant
le fonctionnement Ciseaux chirurgicauxShanghai Medical device Co., Ltd.16 cmUtilisation pour la décapitation et l’élimination du cerveau
SutureShanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.4-0 / 5-0Utilisation pour les sutures cutanées et musculaires / Utilisation pour les ligatures vasculaires
Thread BoltBeijing Cinontech Co. Ltd.2636/2838/3040/3043-A4Blocage de l’artère cérébrale moyenne chez le rat
Chlorure de 5-triphényl-2H-tétrazolium (TTC)SigmaLOT#BCBP3272VRéactif de coloration de section cérébrale

Références

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