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Chirurgie stéréotaxique pour l'implantation de microélectrodes Arrays dans le Marmoset commun (Callithrix jacchus)

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DOI :

10.3791/60240

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29 septembre 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce travail présente un protocole pour effectuer une implantation stéréotaxique et neurochirurgicale des tableaux de microélectrode dans le marmoset commun. Cette méthode permet spécifiquement des enregistrements électrophysiologiques chez les animaux qui se comportent librement, mais peut être facilement adaptée à toute autre intervention neurochirurgicale similaire chez cette espèce (p. ex., canule pour l'administration de médicaments ou électrodes pour la stimulation cérébrale).

Résumé

Les marmosets (Callithrix jacchus) sont de petits primates non humains qui gagnent en popularité dans la recherche biomédicale et préclinique, y compris les neurosciences. Phylogénétiquement, ces animaux sont beaucoup plus proches des humains que des rongeurs. Ils affichent également des comportements complexes, y compris un large éventail de vocalisations et d'interactions sociales. Ici, une procédure neurochirurgicale stéréotaxique efficace pour l'implantation des tableaux d'électrode d'enregistrement dans le marmoset commun est décrite. Ce protocole détaille également les étapes pré- et postopératoires des soins aux animaux qui sont nécessaires pour effectuer avec succès une telle chirurgie. Enfin, ce protocole montre un exemple de potentiel de terrain local et d'enregistrements d'activité de pointe dans un marmoset de comportement libre 1 semaine après l'intervention chirurgicale. Dans l'ensemble, cette méthode offre l'occasion d'étudier la fonction cérébrale dans les marmosets éveillés et se comportant librement. Le même protocole peut être facilement utilisé par les chercheurs travaillant avec d'autres petits primates. En outre, il peut être facilement modifié pour permettre d'autres études nécessitant des implants, tels que la stimulation des électrodes, microinjections, l'implantation d'optrodes ou de canudes guide, ou l'ablation de régions tissulaires distinctes.

Introduction

Les marmosets communs (Callithrix jacchus) sont de plus en plus reconnus comme un organisme modèle important dans de nombreux domaines de recherche, y compris les neurosciences. Ces primates du nouveau monde représentent un modèle animal complémentaire important pour les rongeurs et d'autres primates non humains (PSN), comme le macaque rhésus. Comme les rongeurs, ces animaux sont petits, faciles à manipuler, et relativement économique pour prendre soin et élever1,2,3,4, par rapport aux plus grands PSN. En outre, ces animaux ont une propension au jumelage et à une fécondité élevée par rapport aux autres PSN1,2,3. Un autre avantage de la marmoset a sur de nombreux autres primates est que les outils modernes de biologie moléculaire3,4,5,6,7 et un génome séquencé2 ,3,4,5,8 ont été utilisés pour les modifier génétiquement. Les animaux knock-in utilisant lentivirus5, et knock-out animaux en utilisant des nucléases de zinc-doigt (ZNNs) et la transcription activateur-comme des nucléases effecteurs (TALENS)7, ont donné des animaux fondateurs viables.

Un avantage par rapport aux rongeurs est que les marmosets, en tant que primates, sont phylogénétiquement plus proches des humains3,5,6,9,10,11. Comme les humains, les marmosets sont des animaux diurnes qui dépendent d'un système visuel très développé pour guider une grande partie de leur comportement10. En outre, les marmosets présentent une complexité comportementale, y compris un large éventail de comportements sociaux tels que l'utilisation de différentes vocalisations3, permettant aux chercheurs d'aborder des questions qui ne sont pas possibles chez d'autres espèces. D'un point de vue neuroscientifique, les marmosets ont des cerveaux lissencephaly, contrairement au macaque rhésus plus couramment utilisé9. En outre, les marmosets ont un système nerveux central semblable à l'homme, y compris un cortex préfrontal plus développé9. Ensemble, toutes ces caractéristiques positionnent les marmosets comme un modèle précieux pour étudier le fonctionnement du cerveau dans la santé et la maladie.

Une méthode courante pour étudier la fonction cérébrale consiste à implanter des électrodes dans des endroits anatomiquement spécifiques au moyen de la neurochirurgie stéréotaxique. Cela permet l'enregistrement chronique de l'activité neuronale dans différentes zones cibles chez les animaux éveillés et se comportant librement12,13. La neurochirurgie stéréotaxique est une technique indispensable utilisée dans de nombreux domaines de recherche, car elle permet un ciblage précis des régions neuroanatomiques. Comparé à la littérature de macaque et de rongeur, il y a moins d'études éditées décrivant la neurochirurgie stéréotaxique spécifique au marmoset, et elles tendent à fournir le détail clairsemé des étapes impliquées dans la chirurgie. En outre, ceux qui ont plus de détails se concentrent principalement sur les procédures d'enregistrement de l'électrophysiologie chez les animaux retenus à la tête14,15,16,17.

Afin de faciliter l'adoption plus large des marmosets en tant qu'organisme modèle dans la recherche en neurosciences, la méthode actuelle définit les étapes spécifiques nécessaires à une neurochirurgie stéréotaxique réussie chez cette espèce. En plus de l'implantation de tableaux d'enregistrement, comme indiqué dans la méthode actuelle, la même technique peut être adaptée à de nombreuses autres fins expérimentales, y compris l'implantation d'électrodes stimulantes pour le traitement des maladies18 ou la conduite causale comportement de circuit19; l'implantation de canules de guide pour l'extraction et la quantification des neurotransmetteurs20, injections de réactifs, y compris ceux pour induire des modèlesde maladies 12 ou pour les études de traçage de circuits15; ablation des régions tissulaires discrètes21; implantation d'optrodes pour les études optogénétiques22; implantation de fenêtres optiques pour l'analyse microscopique corticale23; et l'implantation de tableaux électrocorticographiques (ECoG)24. Ainsi, l'objectif global de cette procédure est de décrire les étapes chirurgicales impliquées dans l'implantation de réseaux de microélectrodes pour les enregistrements électrophysiologiques chroniques dans les marmosets se comportant librement.

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Protocole

Les expériences sur les animaux ont été réalisées conformément au Guide national des instituts de santé pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire et approuvées par le Comité d'éthique de l'Institut Santos Dumont (protocole 02/2015AAS).

1. Préparation chirurgicale

  1. Fixez chaque tableau d'électrode à un porte-électrode compatible avec le cadre stéréotaxique à utiliser.
  2. Connectez un porte-électrode au micromanipulateur stéréotaxique et fixez un microfil aux coordonnées interaurales. Répétez cette opération pour les tableaux et les supports d'électrodes supplémentaires, si nécessaire.
    REMARQUE : La coordonnées interaurales de n'importe quel microfil peut être utilisée pour calculer les coordonnées d'implantation pour l'ensemble du réseau, parce que la distance relative entre les microfils est constante. Lorsque le tableau a des faisceaux avec des longueurs différentes, la coordonnées interaurale du fil le plus long est le plus pratique à utiliser pour régler le zéro interaural.
  3. Détachez les porte-électrodes du micromanipulateur stéréotaxique et stérilisez les assemblages (électrode attachée au porte-électrode) dans une armoire à lumière ultraviolette (UV) pendant au moins 2 h.
  4. Fixez une aiguille de 24 G à un porte-son de sonde stéréotaxique, connectez-la au micromanipulateur et fixez les coordonnées interaurales pour la pointe de l'aiguille.
    REMARQUE : Avant la chirurgie, les coordonnées de toutes les craniotomies doivent être prédéfinies comme un périmètre de 200 m2 plus grand que la position antéropostérieure (AP) et médiolatérale (ML) du site d'implantation cible du tableau. Utilisez l'assemblage du support de sonde d'aiguille 24 G pour déterminer la position des craniotomies dans le crâne en fonction des coordonnées interaurales zéro.
  5. Détachez le porte-sonde du micromanipulateur et stérilisez l'assemblage dans une armoire UV pendant au moins 2 h.
  6. Rassemblez des vis en titane ou en acier inoxydable de 6 à 8. Souder un fil de terre à la moitié d'entre eux.
  7. Organisez et stérilisez tous les instruments, équipements et jetables restants requis pour la chirurgie.

2. Procédures préopératoires

REMARQUE : Deux marmosets mâles adultes (Callithrix jacchus) pesant 320-370 g ont été utilisés dans cette étude. Assurez-vous que l'animal n'a pas mangé pendant 6 h avant l'induction de l'anesthésie.

  1. Anesthésier l'animal par injection intramusculaire d'atropine (0,05 mg/kg) pour réduire la salivation et les sécrétions bronchiques. Vérifiez l'absence de réponses à la pédale.
  2. Après 5 min appliquer la kétamine (10 à 20 mg/kg) par voie intramusculaire.
  3. Raser la tête de l'animal à l'aide d'une tondeuse de barbier électrique.
  4. Administrer le tramadol (2 mg/kg) par voie intramusculaire en tant qu'analgésique général.
  5. Intuber l'animal.
    1. À l'aide d'un masque, exposez le marmoset à l'isoflurane dans 1 à 2 % d'oxygène avec un débit de 1 à 5 L/min pour induire une anesthésie profonde. Lorsque l'animal est profondément anesthésié, réduire et maintenir l'isoflurane à 1/3 L/min.
    2. Fixer une bande élastique à la table chirurgicale avec du ruban adhésif.
    3. Placez le marmoset en position de supine avec la tête vers le technicien et placez la bande élastique dans la bouche du marmoset derrière ses canines.
      REMARQUE : Il est préférable de positionner la tête de telle sorte que la surface dorsale soit pointée vers le sol et que son visage soit dirigé vers le technicien.
    4. À l'aide d'une sonde à pointe de coton, l'écouvillon sèche la langue du marmoset et la saisit d'une main pour garder la bouche ouverte.
    5. Vaporiser 10% de lidocaïne sur la pointe du tube endotrachéal.
    6. Insérez le tube endotrachéal non éraflé de 2,0 mm de diamètre dans la trachée jusqu'à ce que la marque de 4,0 cm soit à l'entrée de la trachée.
    7. Fixez le tube à l'assemblage d'anesthésie avec le ventilateur artificiel réglé à 40 respirations/min et confirmez l'expansion et la contraction appropriées de la poitrine.
      REMARQUE: À ce moment, l'isoflurane et l'oxygène doivent être livrés par le tube endotrachéal, pas le masque.
    8. Retirez la bande élastique de la bouche du marmoset afin que le tube endotrachéal puisse être collé à la mâchoire.
  6. Placez le marmoset dans une position encline en ligne avec le cadre stéréotaxique et fixez la tête de l'animal dans le cadre stéréotaxique.
    1. Tout d'abord, insérez la pointe de la barre d'oreille droite dans le canal auditif droit de l'animal.
    2. Ensuite, insérez la pointe de la barre d'oreille gauche dans le canal auditif gauche.
    3. Centrez la tête de l'animal au centre du cadre stéréotaxique et fixez les barres d'oreille en place.
    4. Insérez l'embout buccal dans la bouche de l'animal et ajustez sa hauteur pour qu'il touche le palais de l'animal. En même temps, placez les barres orbitales à la surface inférieure de l'os orbital.
    5. Assurez-vous que la surface inférieure de l'os orbital est horizontalement alignée avec le centre des barres d'oreille.
  7. Connectez un oxymètre d'impulsion portatif à la main du marmoset. Assurez-vous que la fréquence cardiaque est dans les 154-180 battements/min (bpm) pour la durée de la chirurgie; souvent une fréquence cardiaque supérieure à 200 bpm implique que l'animal se réveille. Assurez-vous que la saturation en oxygène est supérieure à 95%. Il peut parfois tomber à 90% sans préjudice.
    REMARQUE : Si la fréquence cardiaque tombe en dessous de 154 bpm, diminuez l'isoflurane.
  8. Placez la sonde de température rectale reliée à un coussin chauffant homéothermie dans l'anus, avec la température désirée fixée à 37 oC. Collez ce capteur à la queue pour le maintenir en place.
  9. Appliquer un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux.
  10. Nettoyer et désinfecter la tête de l'animal avec de la chlorhexidine et de l'iode de povidone avant de recouvrir l'animal d'un champ chirurgical.
    REMARQUE : Effectuez toutes les interventions chirurgicales suivantes dans des conditions aseptiques.

3. Procédures chirurgicales

  1. Appliquer sous-cutanée locale (p. ex., lidocaïne 20 mg/mL, 0,1 ml) à l'emplacement de l'incision prévue. Faire une incision dans la ligne médiane du cuir chevelu.
  2. Exposer et préparer la surface du crâne.
    1. Détachez soigneusement le muscle temporel du crâne. Tout d'abord, utilisez un scalpel pour couper le fascia à son insertion dans le crâne. Ensuite, séparer délicatement le muscle temporel du crâne à l'aide d'un raspatory périosteal.
    2. Retirer le périosteume de tout le crâne exposé à l'aide d'un raspatory périosteal.
    3. Contrôlez le saignement à l'aide d'un coton-tige stérile, si nécessaire.
    4. Nettoyer la surface osseuse avec du peroxyde d'hydrogène.
  3. Délimiter l'emplacement de la craniotomie en marquant ses coins avec des trous de bavures peu profondes dans la surface osseuse. Ensuite, percer le périmètre de la craniotomie à l'aide d'un exercice dentaire à vitesse maximale (c.-à-d., 350 000 tr/min). Ajouter quelques gouttes de saline stérile sur le crâne pendant le forage pour éviter la surchauffe. Mesurer la position de la craniotomie et les coordonnées de l'implant d'électrode par rapport aux coordonnées interaurales.
  4. Implanter des vis dans le crâne.
    1. Percer les trous de vis 6 à 8 dans le crâne.
    2. Implantez les vis de telle sorte que chaque vis fusionnée de fil de sol est adjacente à et à proximité d'une vis inchangée (c.-à-d., sans un fil de sol attaché à elle).
    3. Enroulez chaque fil de terre autour de la vis adjacente et inchangée.
    4. Ajouter une goutte de peinture argentée entre le fil de terre et chaque vis.
  5. Retirez l'os au centre de la craniotomie à l'aide de forceps à l'aide d'une pointe courbée (p. ex., forceps McPherson). Gardez le dura mater hydraté avec salin stérile.
  6. Retirer le dura mater. Utilisez une aiguille hypodermique stérile (25 ou 26 G) avec le bevel plié à environ 90 degrés pour perforer et soulever la surface de la dura mater loin de la surface du cerveau. Ensuite, couper le dura mater avec des microscissors. Gardez le cerveau exposé hydraté avec salin.
    REMARQUE : Si l'on observe des saignements dural importants, utilisez des éponges de gélatine absorbantes stériles imbibées de thrombine25.
  7. Implanter des réseaux de microélectrodes.
    1. Fixez le porte-électrode stérilisé et le tableau d'électrode au micromanipulateur stéréotaxique.
    2. Positionnez le micromanipulateur de telle sorte que l'électrode se trouve aux coordonnées antéropostérieures et médiolatérales souhaitées.
    3. Abaissez le réseau d'électrodes jusqu'à ce que la pointe du plus long faisceau touche la surface du cerveau.
    4. Insérez lentement le tableau dans le tissu cérébral jusqu'à ce qu'il atteigne les coordonnées dorsoventrales.
    5. Couvrir le cortex exposé de petits morceaux d'éponges de gélatine stériles et absorbantes.
    6. Fixez l'électrode au crâne en appliquant de l'acrylique dentaire sur le crâne exposé, une vis et l'électrode.
    7. Détachez le porte-électrode et retirez-le du micromanipulateur.
  8. Répétez la procédure d'implantation à partir de l'étape 3.7 avec les tableaux supplémentaires, si nécessaire.
  9. Enroulez ensemble et soudez les fils au sol des rangées et vis séparées. Utilisez de la peinture argentée pour former un pont autour de la soudure pour s'assurer qu'une connexion électrique a été réalisée.
  10. À l'aide d'acrylique dentaire, faire un casque solide autour de l'étendue latérale des tableaux, et complètement enrober les fils du sol et tout crâne exposé et vis.
  11. Si nécessaire, insérez une barre de soutien dans le casque. Cela peut être un cylindre en plastique robuste comme ceux d'un coton-tige. Scellez-le en place avec l'acrylique dentaire.
    REMARQUE : Cela peut être utile pour fixer les connecteurs de câble d'électrophysiologie en place, mais peut être inutile selon l'équipement utilisé. Dans la méthode actuelle, une tige de soutien similaire est fixée à la scène de la tête de sorte qu'une bande élastique peut solidement maintenir les scènes de tête en place sur les connecteurs.
  12. Suturer la peau autour de la tête.

4. Récupération postopératoire

  1. Appliquer une solution antiseptique (p. ex. chlorhexidine) autour de la plaie.
  2. Éteignez l'alimentation en isoflurane, mais pas l'oxygène et retirez l'animal du cadre stéréotaxique.
  3. Placez l'animal sur le coussin chauffant avec l'oxygène maintenu par le tube endotrachéal.
  4. Enlever le tube endotrachéal lorsque les premiers signes de réflexes neurogènes, tels que les laryngospasmes, sont observés.
  5. Continuez à fournir à l'oxygène un masque jusqu'à ce que l'animal présente des signes clairs de récupération anesthésique, tels que des réflexes protecteurs, ton postural, et des tentatives de déambulation.
  6. Placez l'animal à l'intérieur d'une cage propre dans une salle de réveil de 24 à 48 h avant de le déplacer dans sa cage d'origine. Abritez chaque animal implanté individuellement.
    REMARQUE : Comme les marmosets ont tendance à grimper sur les murs de la cage, utilisez une cage avec des murs lisses ou recouvrez les murs de la cage d'une surface lisse pour empêcher l'animal de tomber.
  7. Dans la première heure qui suit la chirurgie, observez l'animal pour surveiller les signes de détresse ou de contact crânien non coordonné contre le côté de la cage.
  8. Administrer des antibiotiques (p. ex., enrofloxacine 5 mg/kg, sous-cutanée, une fois par jour pendant 5 à 7 jours), analgésiques (p. ex. tramadol oral 1 mg/kg, tous les 8 h pendant 3 à 5 jours) et anti-inflammatoires (p. ex., dexaméthasone 0,5 à 1,5 mg/kg, sous-cutané, une fois par jour pendant 1 à 3 jours) .
    REMARQUE : Après une chirurgie réussie, les animaux seront complètement récupérés dans les 3 à 5 jours.

5. Enregistrements électrophysiologiques chroniques dans les marmosets se comportant librement

  1. Commencez les séances d'enregistrement électrophysiologique au moins 1 semaine après la chirurgie.
    REMARQUE : Habituez les animaux au chercheur et aux environnements expérimentaux avant de commencer toutes les procédures expérimentales pendant au moins 1 mois.
  2. Au début de chaque séance, anesthésier légèrement l'animal à l'aide d'isoflurane (1 à 5 L/min, 1 % O2).
    REMARQUE : Suivez les directives de l'institution concernée concernant la sédation des petits primates. Si les séances d'enregistrement sont très fréquentes, accouchez les animaux à manipuler afin que les câbles puissent être connectés sans anesthésie.
  3. Connectez les réseaux d'électrodes à un système d'enregistrement neuronal commercial.
  4. Placez l'animal à l'intérieur de la chambre expérimentale.
    REMARQUE: La chambre expérimentale utilisée ici est une boîte acrylique cubique (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) conçue pour évaluer la quantité et le modèle de l'activité motrice spontanée26,27.
  5. Attendez 30 min avant de commencer les enregistrements pour vous assurer que l'animal est complètement remis de l'anesthésie.
    REMARQUE: Isoflurane a un début rapide et l'action offset qui permet une sédation rapide et l'éveil28. Une fois que l'alimentation en isoflurane est éteinte, l'animal commence à se réveiller. L'animal est éveillé lorsqu'il reste en position verticale et peut se déambuler librement dans la chambre expérimentale sans tomber. Cela prend moins de 15 min. Pour s'assurer de l'absence d'effets sédatifs, commencer les enregistrements 30 min après l'arrêt de l'isoflurane.
  6. Confirmer la position des implants de microélectrode post mortem par nissain après fixation et sectionnement du tissu29.

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Résultats

Le but de cette étude était de décrire une procédure neurochirurgicale stéréotaxique pour l'implantation des tableaux de microélectrode pour des enregistrements électrophysiologiques dans le marmoset commun. Une chirurgie typique (de l'induction de l'anesthésie à la récupération de l'anesthésie) durera environ 5 à 7 h, selon le nombre de tableaux implantés. Ici, deux tableaux ont été implantés symétriquement, un dans chaque hémisphère cérébral. Chaque réseau contenait 32 microfils en acier inoxydable disposés en sept fai...

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Discussion

Ce travail fournit une description détaillée des procédures impliquées dans l'implantation de réseaux d'enregistrement de microélectrodes dans le cerveau de marmoset. Ce même protocole peut être facilement utilisé lors de l'implantation d'électrodes, qu'elles soient faites maison ou disponibles dans le commerce, chez d'autres petits primates. En outre, il peut être facilement adapté pour d'autres fins expérimentales qui nécessitent un ciblage précis des structures cérébrales. Par conséquent, ce protocole est délibérément...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs souhaitent remercier Bernardo Luiz pour son assistance technique au tournage et au montage. Ce travail a été soutenu par l'Institut Santos Dumont (ISD), le Ministère brésilien de l'éducation (MEC) et Coordenaço de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nvel Superior (CAPES).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Equipments
683 Ventilateur pour petits animauxHarvard Apparatus, Inc.55-0000
Ensemble d’anesthésieBRASMEDCOLIBRI
Tondeuses de barbierMundialHC-SERIES
Foret dentaireNorgenB07-201-M1KG
Coussin chauffant homéothermique et moniteurHarvard Apparatus, Inc.50-7212
Marmoset Stereotaxic FrameNarishige Scientific Instrument LabSR-6C-HT
Moniteur patient et oxymètre de poulsBionet Co., LtdBM3
Micromanipulateur stéréotaxiqueNarishige Scientific Instrument LabSM-15R
Microscope chirurgicalOptoSM PLUS IBZ
Instruments
Allis pince à tissusSklar36-2275
Alm Retractor, pointe arrondie, 4x4 dentsRhosseRH11078
Angled McPhersonForceps Oftalmologiabr11301A
Ciseaux chirurgicaux incurvésHarvard Apparatus, Inc.72-8422
Pince à tissus courbéeSklar47-1186
Pince à dissection délicateWPIWP5015
Foret dentaireMicrodontISO.806.314.001.524.010
Pince à tissus EssringSklar19-2460
FG 1/4 Foret dentaireMicrodontISO.700.314.001.006.005
Porte-aiguille HalseyWPI15926-G
Pince à moustiques HalsteadWPI503724-12
Pince hémostatique, droiteSklar17-1260
Pince à becSklar66-7436
McPherson-Vannas Microciseau optique, pointe 3 mmArgos InstrumentalARGOS-4004
Pereosteal RaspatoryGolgran38-1
Scalpal HandleHarvard Apparatus, Inc.72-8354
TournevisEurotoolSCR-830.00
Fer à soderHikari21K006
Ciseaux chirurgicauxHarvard Apparatus, Inc.72-8400
Pince dentéeWPI501266-G
Disposables/Single Use
Seringue stérile de 1 ml avec aiguille de 26 GDescarpack7898283812785
champ chirurgical de 130 cm x 140 cm, préstériliséeProtDesc7898467276344
Aiguille 24G, préstériliséeDescarpack7898283812846
50 cm x 50 cm champ chirurgical, préstériliséeEsterili-med110100236
sondes à pointe de coton, préstériliséeJiangsu Suyun Medical Materials Co.LTD 23007
Coton à pointe QutipsHigie Topp7898095296063
Electrode Arrayfait maison
Tube endotrachéal sans ballonnet, diamètre intérieur 2,0 mm, diamètre extérieur 2,9 mmSolidor7898913077201
Fil de cuivre étamé, 0,15 mm de diamètre
M1,4x3 Vis en acier inoxydableUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
Medical TapeMissner7896544910102
Sutures chirurgicales en nylonShalonN540CTI25
Lame de scalpal, préstériliséeAdvantiVe1037
soudureKesterSN63PB37
Saline stérile 0,9 %Isofarma7898361700041
Gants chirurgicaux stérilesMaxitex7898949349051
Blouse chirurgicaleProtDesc7898467281208
Gaze chirurgicale, 15 cm x 26 cm préstériliséHé ; ika7898488470315
GelfoamPfizer
Médicaments/Produits chimiques
0.25mg/ml AtropineIsofarma
10 % LidocaïneSpray Produtos Quí ; micos Farmacê ; uticos Ltda.
2,5 % Enrofloxacino antibiotique vétérinaireChemitec0137-02
Dexametasona Veterinary Anti inflammatoireMSDR06177091A-00-15
Peroxyde d’hydrogèneFarmax7896902211537
IsoflouraneBioChimico7897406113068
Jet Solution de polymérisationacryliqueArtigos Odontoló ; gicos Clá ; ssico
Jet Auto Polymérisation AcryliqueArtigos Odontoló ; gicos Clá ; ssico
Kétamine 10 %Syntec
Lidocaïne et phényléphrine 1,8 ml anesthésique localSS7892525041049
Solution de povidone et d’iodeFarmax7896902234093
Riohex 2 % Savon chirurgicalRioquí ; mica7897780209418
Peinture Argent SPISupplies05002-AB
Chlorure de tramadol 50 mg/mlUniã ; o Quí ; mica7896006245452
Gel rafraîchissant (acide polyacrylique)Allergan
stérile 7896676405644blanc

Références

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