Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Intubation orotracheal répétée chez les souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
La littérature décrit plusieurs méthodes pour l’intubation de souris qui exigent la visualisation des glottis par la cavité orale ou l’incision dans le cou ventral pour la confirmation directe du placement de canule dans la trachée. La difficulté relative ou le trauma tissulaire induit au sujet par de telles procédures peuvent être un obstacle à la capacité d’un investigateur d’effectuer des études longitudinales. Cet article illustre une technique dans laquelle la manipulation physique de la souris suite à l’utilisation d’un dépilatoire pour enlever les cheveux du cou ventral permet la visualisation transcutanée de la trachée pour l’intubation orotracheal indépendamment du degré de peau Pigmentation. Cette méthode est inoffensive pour le sujet et facilement atteint avec une compréhension limitée de l’anatomie murine. Cette approche raffinée facilite l’intubation répétée, qui peut être nécessaire pour surveiller la progression de la maladie ou l’instillation des traitements. L’utilisation de cette méthode peut entraîner une réduction du nombre d’animaux et des compétences techniques nécessaires pour mesurer la fonction pulmonaire dans les modèles de souris des maladies respiratoires.
Introduction
La souris de laboratoire est un modèle animal commun pour les maladies respiratoires humaines. Ainsi, il existe plusieurs méthodes publiées pour l’intubation de souris dans le but de l’instillation des traitements et la mesure de la mécanique respiratoire. La plupart des procédures décrites nécessitent une visualisation des glottes à travers la cavité buccale avec un équipement spécialisé tel qu’un laryngoscope ou une source de lumière à fibres optiques1,2,3,4,5,6,7. Cependant, cela peut être difficile lorsqu’une canule relativement grande est nécessaire, car elle peut obscurcir le point de vue du chercheur. Limjunyawong et coll.8 ont abordé cette préoccupation avec une méthode d’intubation dans laquelle une petite incision cutanée est faite le long de la ligne médiane du cou ventral permettant la visualisation de la trachée. Après la procédure, l’incision est fermée avec adhésif tissulaire.
Pour les études nécessitant de fréquentes intubations répétées, l’incising et la fermeture successifs de ce site exigent le débridement des marges de peau et le trauma de tissu au cou ventral. Le but de l’approche transcutanée de visualisation trachéale à l’intubation orale est de fournir une technique raffinée et non invasive spécifiquement appropriée pour des études répétées d’intubation aussi bien que des événements d’intubation simple chez la souris.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Toutes les activités animales décrites ici ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université d’État de l’Ohio et ont été menées dans des installations accréditées PAR l’AAALAC.
1. Préparation de la procédure
- Construire la plate-forme d’intubation. Pour atteindre la pente appropriée de la plate-forme, utilisez un liant à 3 anneaux de trois pouces (7,6 cm). Pliez une longueur de 15 à 20 cm de soie de 3-0 ou d’autres matières filantes en deux et adhérez les extrémités du fil au sommet de la plate-forme inclinée avec du ruban adhésif pour créer une boucle de suspension(figure 1).
- Sélectionnez une canule de la taille et de la longueur appropriées.
REMARQUE: Pour une souris de 20 à 30 g, un cathéter de 1 à 1,5 pouce (2,5 à 3,8 cm) de long peut être utilisé. Pour cette étude, des souris BALB/c femelles de 18 semaines et C57BL/6 de 10 semaines (n - 3 de chaque souche) ont été utilisées. Une gaine de cathéter blanc opaque offre la meilleure visualisation transcutanée. - Couper un biseau à l’extrémité distale du cathéter et lisser la surface coupée avec du papier abrasif pour créer une pointe de biseau arrondie. Créer délicatement une légère courbure dans la canule à environ 1 cm du biseau(figure 2).
REMARQUE: Un nouveau cathéter doit être utilisé pour chaque souris. - Anesthésiez la souris avec de la kétamine (5,4 mg/g de poids corporel) et de la xylazine (16 g/g de poids corporel) administrée par voie intrapétotéritoétoïnée. Appliquer la pommade ophalimique stérile sur les yeux.
REMARQUE: Une bonne profondeur anesthésique est obtenue par manque de réponse de la souris à une pincement ferme d’un toe. - Suspendre la souris en position de supine sur la plate-forme d’intubation en accrochant les incisives supérieures autour du fil de soie en haut de la surface inclinée(figure 3). Une fois que la souris est carrément placée dans une inclinaison dorsale, saisissez doucement la base de la queue et rétractez la queue vers la table. Placez un morceau de ruban adhésif sur la base de la queue pour fixer la souris.
- Appliquer de la crème dépilatoire(tableau des matériaux)dans la région ventrale cervicale pendant 30 à 45 s, puis retirer toute la crème dépilatoire de la région cervicale à l’aide d’une gaze sèche. Répéter le processus de demande si nécessaire. Rincer soigneusement la peau avec de l’eau saline ou distillée pour enlever tout résidu puis essuyer sec.
2. Procédure d’intubation
- Utilisez des forceps droits et plats dans la main nondominante pour rétracter doucement la langue d’une manière qui ouvre suffisamment la bouche pour l’introduction de la canule.
REMARQUE: Les forceps de dent de rat ne doivent pas être employés car ceci endommagera la langue. - Avec la main dominante, avancez la canule dans la bouche de telle sorte que la fin qui est distal à la légère courbure est contre le toit de la bouche du sujet.
- Relâchez la langue et faites glisser le bord plat des forceps fermés le long du cou ventral jusqu’à ce que le manubrium soit atteint. Ce mouvement déplace latéralement les glandes salivaires et aplatit le muscle couvrant la trachée. La trachée apparaît transcutanément comme une ligne blanche(figure 3A). Si nécessaire, faites pivoter les forceps dans une direction craniodorsal tout en maintenant la tension sur la peau dans une direction caudale pour faire culminer les glandes salivaires latéralement déplacées. Cette manœuvre crée plus de contraste autour de la trachée(figure 3B).
REMARQUE: Évitez la force excessive sur le cou ventral car il peut effondrer la trachée et altérer la respiration. - Avancez la canule tout en balançant simultanément la pointe distale de la canule ventrally par supination de la main dominante avec une flexion simultanée du poignet.
- Le bon placement de la canule est indiqué par la visualisation de la canule opaque dans la trachée(figure 4B,D). Si la canule a été avancée au-delà du niveau de l’origine du muscle masseur et la visualisation de la canule dans la trachée n’a pas été confirmée, rétracter la canule et réattaciter la manœuvre.
- Confirmer le bon placement de canules en reliant une ampoule d’inflation pulmonaire à la canule et en observant l’expansion thoracique avec la dépression simultanée de l’appareil.
- Sans déplacer la canule, débranchez soigneusement les incisives de la souris de la plate-forme d’intubation. Déplacez la souris vers une plate-forme horizontale (tableau des matériaux) et insérez la canule à l’adaptateur sur le ventilateur. Après l’inflation profonde, ventiler la souris pendant 60 s puis mesurer la résistance respiratoire.
3. Récupération
- Une fois la procédure terminée, déplacez la souris vers une plate-forme réchauffée. Fournir une stimulation constante par l’intermédiaire d’orteils légers ou de pincements de la queue pour encourager la respiration spontanée.
- L’extubation peut se produire lorsque la souris commence à mâcher. Saisissez la canule au niveau du moyeu et tirez doucement le tube de façon craninelle et éloignez-vous de la souris jusqu’à ce que la canule soit complètement retirée de la bouche du sujet.
REMARQUE: Il est préférable de fournir un soutien des voies respiratoires avec la canule rigide aussi longtemps que possible pendant le processus de récupération. - Une fois extubated, transférer la souris dans une cage de récupération propre avec un support thermique. Surveillez continuellement la souris jusqu’à ce qu’elle soit entièrement ambulatoire et que la récupération soit terminée.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Surveillance en série de la fonction pulmonaire de base
Les souris femelles de 18 semaines BALB/c et C57BL/6 de 10 semaines (n - 3 de chaque souche) ont été intubées à l’aide de la méthode décrite le jour 0, 3, 10 et 17. Après l’intubation de chaque jour, le sujet était relié à un ventilateur mécanique fourni avec 100% d’oxygène(Tableau des matériaux). La résistance respiratoire (Rrs) a été mesurée à l’aide de la technique d’oscillation forcée pour 60 s suivant une inflation profonde ...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
L’intubation utilisant la technique transcutanée de visualisation trachéale offre une approche raffinée de la méthode standard d’incision de peau. Avec une attention particulière à plusieurs étapes clés, l’intubation peut être facilement et rapidement atteint. L’animal doit être placé carrément dans la récurrence dorsale sur la plate-forme d’intubation avec la souris fixée dans une rétraction douce. Cela étendra l’animal dans l’alignement vertical et le positionnement approprié pour l’intubation. En outre, la crème dépil...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Les auteurs remercient Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph et Lindsey Ferguson pour leur assistance technique et le Laboratoire universitaire des ressources animales pour leur soutien aux soins aux animaux. Ces travaux sont financés par NIH T35OD010977 et R01-HL102469.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Cathéter intraveineux de 18 G x 1 1/4", Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Canule pour intubation |
| Éthanol à 70 %, 10 L | Fisher Scientific | 25467025 | Canule de nettoyage |
| Papier abrasif (papier de verre) | Porter-Cable | 74001201 | Préparation de canule |
| AnaSed (solution stérile de xylazine) injection (100 mg/mL) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Ruban d’étiquetage bleu anesthésie |
| (0,5 po x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | Retenue sur la plate-forme d’intubation |
| Suture en soie tressée sans aiguille, non stérile, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Plate-forme d’intubation |
| Deltaphase Coussin isotherme | Braintree Scientific | 39DP | Thermorégulation et récupération de la souris |
| Deltaphase Fonctionnement Board | Braintree Scientific | 39OP | Récupération de souris (avant extubation) |
| Eau distillée | ThermoFisher | 15230253 | Nettoyage de la souris après épilation |
| Ciseaux oculaires, coudés, tranchants/tranchants | Appareil Harvard | 72-8437 | Préparation de canule |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Enregistrement des données de la fonction pulmonaire (non nécessaire pour effectuer l’intervention, utilisé dans cette étude pour valider l’intervention) |
| Éponges de gaze | Fisher scientific | 13-761-52 | Épilation |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Plateforme d’intubation |
| Instat Software Graphpad | N/A | Logiciel d’analyse statistique | |
| Seringue à insuline (0,5 cc, U100) | Fisher | Scientific 329461 | Administration d’anesthésie |
| Injection de kétamine HCl, USP (100 mg/mL) | Laoratoires Llyod | Liste n° 4871 | Anesthésie |
| Bulbe de gonflage pulmonaire | Appareil de Harvard | 72-9083 | Confirmer le placement de la canule |
| Micro-pince, incurvée, lisse | Appareil de Harvard | 72-0445 | Rétracter la langue et créer une tension sur le cou pour la visualisation de la |
| canuleNair (lotion dépilatoire), bouteille de 9 oz | Church & Dwight | 42010440 | Epilation |
| Solution saline stérile (0,9 %), 10 mL | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthésie, nettoyage de la peau après l’épilation |
Références
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
- Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
- Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
- Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).
- Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
