Présenté ici est un protocole pour étudier la dépression comme et le comportement anhédonique chez les rats. Il combine deux méthodes comportementales bien établies, la préférence du saccharose et les tests d’hypophagie induits par la nouveauté, avec un système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire et liquide, pour étudier indirectement le comportement des rongeurs à l’aide de paramètres de substitution.
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Article de méthode
Tests d’hypophagie induits par la préférence du saccharose et la nouveauté chez les rats à l’aide d’un système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire
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Dans cet article
Résumé
Résumé
La prévalence et l’incidence des troubles dépressifs augmentent dans le monde entier, affectant environ 322 millions d’individus, soulignant la nécessité d’études comportementales dans les modèles animaux. Dans ce protocole, pour étudier le comportement dépression-comme et anhédonique chez les rats, la préférence établie de saccharose et les essais d’hypophagie novelty-induits sont combinés avec un système automatisé de surveillance de nourriture et de prise liquide. Avant de tester, dans le paradigme de préférence saccharose, les rats mâles sont formés pendant au moins 2 jours pour consommer une solution de saccharose en plus de l’eau du robinet. Pendant l’essai, les rats sont de nouveau exposés à la solution d’eau et de saccharose. La consommation est enregistrée chaque seconde par le système automatisé. Le rapport du saccharose à la prise totale d’eau (rapport de préférence de saccharose) est un paramètre de substitution pour l’anhédonie. Dans le test d’hypophagie induit par la nouveauté, les rats mâles subissent une période d’entraînement au cours de laquelle ils sont exposés à une collation agréable au goût. Pendant l’entraînement, les rongeurs affichent une collation de base stable. Le jour de l’essai, les animaux sont transférés des cages domestiques dans une cage fraîche et vide représentant un nouvel environnement inconnu avec accès à la collation agréable au goût connue. Le système automatisé enregistre l’apport total et sa microstructure sous-jacente (p. ex., latence à l’approche de la collation), ce qui donne un aperçu des comportements anhédoniques et anxieux. La combinaison de ces paradigmes avec un système de mesure automatisé fournit des informations plus détaillées, ainsi qu’une plus grande précision en réduisant les erreurs de mesure. Cependant, les tests utilisent des paramètres de substitution et ne représentent que la dépression et l’anhédonie d’une manière indirecte.
Introduction
En moyenne, 4,4 % de la population mondiale est touchée par la dépression. Ceux-ci représentent 322 millions de personnes dans le monde, soit une augmentation de 18% par rapport à il y adix ans 1. Selon les estimations de l’Organisation mondiale de la santé, la dépression sera au deuxième rang du classement des années de vie ajustées en fonction de l’incapacité en 20202. Pour faire face à la prévalence croissante des troubles affectifs et établir de nouvelles stratégies interventionnelles, il est nécessaire d’étudier davantage ce comportement. Avant et en plus de l’examen chez l’homme, des études sur les animaux sont nécessaires.
Plusieurs modèles ont été établis pour étudier les composantes du comportement dépressif (c.-à-d. test de natation forcée, essai de suspension de queue, essai de préférence de saccharose, et hypophagie novelty-induite)3,4. Le test de préférence de saccharose (SPT) et l’hypophagie induite par la nouveauté (NIH) peuvent détecter le comportement dépression-comme chez les animaux. Ces tests eux-mêmes n’induisent pas un état de dépression chez les rongeurs, mais dépeignent les changements aigus de comportement. Le SPT et les NIH évaluent tous deux un trait caractéristique de la dépression connu sous le nom d’anhédonie, qui est la perte d’intérêt pour les activités suivantes : activités enrichissantes, activités qui étaient autrefois appréciéespar l’individu 5, et un aspect du phénomène complexe de traitement et de réponse à larécompense 6. Les deux tests étudient la réponse à un stimulus gratifiant sous la forme d’aliments savoureux. L’étendue de la consommation sert de paramètre de substitution pour l’anhédonie7,8,9.
La valeur des tests d’étude de l’anhédonie dépend fortement de la détermination précise de la consommation résultant d’une mesure précise du poids de la substance. Traditionnellement, cette mesure est effectuée manuellement une fois avant et une fois après le test. Toutefois, cela est sujet à des mesures erronées pour plusieurs raisons. Tout d’abord, les rongeurs ont tendance à accumuler des aliments, ce qui signifie qu’ils enlèvent les aliments sans les consommer immédiatement, puis les cachent dans un endroit sûr. Ainsi, cette perte d’aliments peut être incluse dans le calcul de la consommation totale. Deuxièmement, les rats renversent de la nourriture et de l’eau, ce qui entraîne une perte de poids sans consommation respective. Troisièmement, la perte involontaire de liquide se produit en raison de la manipulation des bouteilles en les insérant et en les enlevant des cages.
Dans une approche visant à réduire ces sources d’erreur, nous avons combiné les deux tests communs évaluant l’anhédonie (SPT3,,4 et NIH9)avec la mesure de la consommation d’aliments et d’eau à l’aide d’un système automatisé de surveillance des aliments et des liquides. Cette procédure permet une étude précise de la consommation de substances acceptables ainsi que fournit des informations sur l’expérience du plaisir chez les rats comme une caractéristique de la dépression comme le comportement. Les erreurs mentionnées ci-dessus associées à la mesure manuelle sont réduites en utilisant différentes approches, qui sont illustrées plus en détail.
Pour fournir des informations sur la microstructure, le système automatisé de surveillance des prises utilisé dansce protocole 10 pèse les aliments (±0,01 g) chaque seconde. Ainsi, un poids stable est documenté comme « ne pas manger », et un poids instable comme « manger ». Un « combat » est défini comme un changement de poids stable avant et après un événement. Un repas se compose d’un ou plusieurs épisodes et sa taille minimale chez les rats a été définie comme 0,01 g. Un repas est séparé d’un autre repas chez les rats de 15 min (valeur normalisée). Ainsi, l’apport alimentaire est considéré comme un repas lorsque les épisodes se sont produits dans les 15 minutes et le changement de poids est aussi égal ou supérieur à 0,01 g. Les paramètres de repas évalués dans ce protocole incluent la durée du repas, le temps passé dans les repas, la taille du combat, la durée du combat, le temps passé dans les combats, la latence au premier combat, et le nombre de combats.
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Protocole
Les soins aux animaux et les procédures expérimentales ont suivi les lignes directrices spécifiques en matière d’éthique institutionnelle et ont été approuvés par l’autorité de l’État pour la recherche sur les animaux.
1. Fonctionnement du système de surveillance automatisé
REMARQUE : Lors de l’exploitation du système de surveillance automatisé, il est crucial de documenter chaque action dans la boîte de commentaires incluse dans le logiciel immédiatement avant l’action. La description doit être tapée dans la boîte de commentaires, et en appuyant sur Enregistrer, il est enregistré avec un point de temps spécifique. Les délais sont importants lors de l’analyse des données, puisque le système enregistre en permanence, et la période d’intérêt doit être indiquée pour analyse.
- Installation, utilisation et entretien du système de surveillance automatisé
REMARQUE : Ce protocole utilise des rats sprague dawley mâles adultes pesant de 250 à 300 g (~10 semaines). Il est recommandé d’abriter les rats en groupes pendant la période d’acclimatation. Les conditions environnementales doivent être contrôlées avec les paramètres suivants : cycle obscurité/lumière de 12 h/12 h avec lumières allumées à 6 h A.M., humidité de 45 % à 65 %, température de 21 à 23 °C et accès ad libitum à l’eau et régime alimentaire standard des rongeurs. La manipulation quotidienne permet aux animaux de s’habituer aux enquêteurs.- Séparez les rats de sorte que chaque animal ait une cage individuelle. Assurez-vous que chaque rat reste séparé pendant le protocole.
- Remplissez les cages d’habitation d’une literie ordinaire avec une couche de 1 à 2 cm d’épaisseur. Cette quantité (réduite) diminue la possibilité de contamination des microbalances et des trémies par déversement, réduisant ainsi les erreurs de mesure. Ajouter les tubes en plastique (p. ex., un morceau de 20 cm de long d’un tuyau d’évacuation en plastique d’un diamètre de 8 cm) et ronger le bois comme enrichissement, tout en omettant les tissus de papier pour réduire les erreurs de mesure.
- Préparez les cages pour la mesure automatisée de l’apport alimentaire solide et liquide en attachant deux supports de cage fermés avec des microbalances à des trous sur mesure dans le côté avant des cages. Placez deux trémies vides sur les montures de cage, une pour le chow et une pour la bouteille.
REMARQUE : Les microbalances sont reliées par câble à un système d’enregistrement attaché à un ordinateur et le logiciel respectif est installé sur l’ordinateur. - Pour commencer l’enregistrement,ouvrez " Monitor" et appuyez sur "Démarrer« , puis choisissez un endroit pour enregistrer les données.
- À l’aide de la fonction d’étalonnage (appuyez sur« Calibrate») du système automatisé de surveillance des prises, calibrez tous les équilibres en enlevant les trémies et en plaçant deux poids mesurés différents sur les supports de cage avec des équilibres. Faites ceci à intervalles réguliers de temps (hebdomadaire est recommandé).
- Remplissez complètement une trémie de chow (~100 g) et retirez les morceaux de chow et les émiettées qui sont trop petits en taille. Remplissez l’eau dans la bouteille (~100 mL) et placez-la dans l’autre trémie.
- Documenter la position de la nourriture et de l’eau (p. ex., équilibre 1 : animal alimentaire 1, équilibre 2 : animal aquatique 1).
- Placez le rat dans la cage et ouvrez toutes les portes de la cage monte afin qu’il puisse manger et boire ad libitum.
REMARQUE : Pour une mesure précise, il est nécessaire de maintenir les équilibres et les trémies tous les jours en nettoyant doucement à l’aide d’une brosse du déversement et en enlevant les petites miettes de nourriture du contenant alimentaire. Cela réduira considérablement les mesures erronées. Fermez toutes les portes pendant l’entretien quotidien.
- Accès aux données après les expériences
- Recherchez dans la boîte de commentaires les points de début et de terminaison d’une période (p. ex., formation, test) qui doit être analysée.
- Cliquez sur "Afficher les données" sur le logiciel pour ouvrir la visionneuse de données.
- Insérez les points de temps dans les cases ci-dessous "Begin time" et "End time« . Appuyez sur le carré dans le coin supérieur gauche indiquant l’équilibre qui a enregistré l’information.
- Cliquez sur "PSC Totals" pour accéder aux données de microstructure. Appuyez sur le bouton "Export PSC Table" pour exporter les données.
REMARQUE : Pour comparer la microstructure d’animaux individuels (p. ex., non stressés par rapport aux animaux stressés) à l’aide d’une surveillance automatisée, les animaux individuels peuvent être sélectionnés dans le «visionneuse de données » en appuyant sur le carré approprié dans le coin supérieur gauche. Les totaux de la CFP ne montrent que la microstructure de l’animal sélectionné. L’analyse statistique ne peut pas être effectuée avec le système. Les données doivent être extraites dans un logiciel de calcul/analyse.
2. Mise en œuvre du test de préférence saccharose
- Mener la période de formation
REMARQUE : Avant l’essai, les animaux doivent être habitués à la disponibilité de deux bouteilles de liquides sur les trémies à travers les barrières, tandis que la nourriture doit être fournie à partir du sommet des cages (l’ensemble est indiqué dans la figure 1). Cette période de formation devrait durer au moins 2 jours. Il est effectué dans les cages de la maison dans la salle où les animaux sont détenus.- Fermez toutes les portes. Retirer la bouteille d’eau et le contenant de nourriture des microbalances.
- Placez les aliments pré-pesés (~50 g) sur le dessus de la cage et documentez leur poids quotidiennement à l’aide d’un équilibre régulier pour évaluer la consommation quotidienne d’aliments. Rechargez, si nécessaire.
- Nettoyez une bouteille avec de l’eau claire et remplissez-la d’environ 100 mL d’eau. Placez-le sur la trémie.
- Remplissez une deuxième bouteille propre de 100 ml de solution de saccharose fraîchement faite à 1 %. Placez-le sur la trémie.
REMARQUE : Marquez soigneusement les bouteilles et documentez leurs emplacements (p. ex., équilibre 1 : animal aquatique 1, équilibre 2 : solution saccharose animal 1). - Ouvrez toutes les portes. Documenter le début de la formation dans le système de surveillance. Laissez les portes ouvertes pendant 24 h, ce qui donne un accès ad libitum aux deux bouteilles. Après 24 h, fermez les portes et documentez la fin de l’entraînement. Les données de l’intervalle de 24 h peuvent être évaluées à l’aide du système de surveillance automatisé en insérant l’heurede débutet l’heurede fin. Les procédures sont les mêmes lorsqu’un intervalle de test de 1 h est évalué.
- Nettoyez et remplissez les bouteilles toutes les 24 h. Préparez une solution de saccharose fraîche de 1 % par jour. Changez la position de la bouteille de solution d’eau et de saccharose quotidiennement pour éviter les effets d’accoutumabilité.
REMARQUE : Effectuez la formation chez tous les animaux au moins 48 h jusqu’à ce que les ratios de préférence atteignent ~1. Le rapport de préférence saccharose est évalué directement après la formation à l’aide de la« visionneuse de données». Il est calculé comme le rapport entre la prise de saccharose et l’apport global (eau plus prise de saccharose). - 24 h avant l’essai, retirez la bouteille avec la solution de saccharose afin que le rat ait accès au chow standard et à l’eau seulement.
- Préparez une bouteille fraîche remplie d’eau du robinet et une bouteille remplie d’une solution de saccharose de 1 %, toutes deux d’environ 100 ml.
- Avant les essais, fermez toutes les portes.
- Retirer la bouteille remplie d’eau du robinet de la trémie et placer les deux bouteilles fraîches, l’une remplie d’eau du robinet et l’autre remplie d’une solution de saccharose de 1 %, sur la trémie.
- Ouvrez toutes les portes, documentez le début du test dans le système de surveillance. Laissez les portes ouvertes pendant 60 min. Fermez les portes après 60 min et documentez la fin du test.
- Évaluer les données (p. ex., le rapport saccharose/apport total en liquide).
REMARQUE : Le test peut être répété plusieurs fois avec des intervalles d’entraînement (au moins 2 jours) entre les deux.
3. Mise en œuvre du test d’hypophagie induit par la nouveauté
- Mener la période de formation
REMARQUE : Avant le test, une période de formation quotidienne de 30 minutes de 5 jours est recommandée (la mise en place est indiquée à la figure 2). L’objectif est d’atteindre une base stable de collations agréables au goût avant l’expérience. Il est effectué dans les cages de la maison dans la salle où les animaux sont détenus.- Fermez toutes les portes et retirez la trémie avec le chow standard.
- Remplissez une trémie fraîche avec la collation agréable au goût (~50 g). Insérez soigneusement les craquelins dans la trémie pour éviter qu’ils ne s’effondrent. Placez la trémie sur le support de la cage au-dessus du microbalance.
- Ouvrez les portes pendant 30 min afin que le rat ait accès ad libitum à la collation et à l’eau. Documenter le début de la formation dans le système de surveillance.
REMARQUE : Le rat ne doit pas avoir accès au chow standard pendant la période d’entraînement. - Fermez les portes après 30 min et documentez la fin de la formation dans le système de surveillance. Remplacez la collation par un chow standard.
- Répétez cette journée jusqu’à ce qu’un apport stable en collations acceptables de base soit atteint (p. ex., 1,5 à 2,0 g/30 min) et 2) l’apport ne diffère pas statistiquement entre les jours d’entraînement.
- Effectuer le test d’hypophagie induit par la nouveauté
- Préparer une cage vide fraîchement nettoyée sans literie ni enrichissement attaché au système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire. Placez une trémie avec une bouteille d’eau du robinet et une trémie avec une collation agréable au goût sur les supports de la cage.
REMARQUE : La nouvelle cage doit être placée dans la même pièce où les rats sont détenus et où l’entraînement est effectué. Gardez les portes fermées. - Retirez le rat de la cage de la maison et placez-le dans la nouvelle cage.
- Ouvrez toutes les portes pendant 30 min. Documentez le début des tests dans le système de surveillance.
REMARQUE : Pendant les 30 minutes d’accès à la collation, la taille de la consommation de collations et les paramètres sous-jacents de la microstructure (p. ex., latence au premier repas) sont enregistrés à l’aide du système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire. - Fermez les portes après 30 min et documentez la fin des tests. Remettre le rat dans la cage de la maison.
REMARQUE : Le test peut être répété plusieurs fois avec des intervalles d’entraînement (au moins 5 jours) entre les deux.
- Préparer une cage vide fraîchement nettoyée sans literie ni enrichissement attaché au système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire. Placez une trémie avec une bouteille d’eau du robinet et une trémie avec une collation agréable au goût sur les supports de la cage.
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Résultats
Pour tester la distribution des données, le test Kolmogorov-Smirnov a été utilisé. Les tests T ont été utilisés lorsque les données étaient normalement distribuées et que le test Mann-Whitney-U était utilisé, sinon. ANOVA uni-sens suivi d’un test post-hoc Tukey a été utilisé pour la comparaison de groupe multiple normalement distribuée. ANOVA uni sensée suivi du test de comparaison multiple de Dunn a été utilisé en cas de distribution non normale. Les différences entre les groupes ont été considérées comme significat...
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Discussion
La préférence de saccharose et les essais d’hypophagie novelty-induits sont deux techniques établies pour évaluer l’anhédonie chez les rats. Leur combinaison avec le système automatisé de surveillance de l’apport alimentaire permet une analyse plus détaillée chez les rats non perturbés et réduit les mesures erronées.
L’incidence des erreurs est réduite par différentes approches. Tout d’abord, pour remédier à l’erreur due au déversement, l’écart entre la trémie et la porte permet aux miettes gé...
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Déclarations de divulgation
A.S. est consultant pour un & r Berlin, Boehringer-Ingelheim, Takeda et Schwabe. Il n’y a pas de conflits d’intérêts.
Remerciements
Ces travaux ont été soutenus par le financement de la Fondation allemande pour la recherche (STE 1765/3-2) et du Financement universitaire de la Charité (UFF 89/441-176, A.S.).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Assemblage Support de cage LH - RAT-FOOD - comprend un support de cage en acier inoxydable, une trémie, un bloqueur, un accouplement | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BCMPRF01 | |
| l’assemblage du support de cage LH débranché - RAT - FOOD comprend un support de cage en acier inoxydable, une trémie, un bloqueur, un adaptateur débranché, un accouplement | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | BCMUPRF01 | |
| cage avec 2 ouvertures - RAT - cage modifiée au costume - comprend le dessus de la cage et une bouteille d’eau standard | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | Boîtier unique | BCR02 |
| Collecte de données Ordinateur portable Windows - Configuré avec le logiciel BioDAQ | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | BLT003 | |
| (tubes en plastique, bois rongeant) | distribué par l’animalerie | ||
| HoneyMaid Graham Cracker Crumbs | Nabisco, East Hanover, NJ, USA | ASIN : | collation appétissante pour le test NIH |
| support en polymère à faible vibration | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, USA | BRACKR | |
| mâle Sprague Dawley rats | Envigo Code | de commande : 002 | |
| Modèle #2210 32x Port BioDAQ Contrôleur central - comprend des câbles et un kit | d’étalonnageResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | BCC32_03 | |
| Contrôleur de capteur périphérique - comprend | le câble Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | BPSC01 | |
| SigmaStat 3.1 | Systat Software, San Jose, CA, États-Unis | analyse statistique | |
| Bloqueur d’acier inoxydable | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, ÉTATS-UNIS | BBLKR | |
| régime alimentaire standard pour rongeurs avec 10 kcal % de matières grasses | Research Diets, Inc., Jules Lane, Nouveau-Brunswick, NJ, États-Unis | D12450B | |
| poudre de saccharose | Roth | 4621.1 | pour SPT |
Références
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Réimpressions et autorisations
