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Immunolocalisation fluorescente des protéines arabinogalactan et des pectines dans la paroi cellulaire des tissus végétaux

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DOI :

10.3791/61034

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27 février 2021

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1Departamento de Biologia, Faculdade de Ciências da Universidade do Porto, 2Laboratório Associado para a Química Verde, 3Dipartimento di Bioscienze, Universitá degli Studi di Milano

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit en détail comment le matériel végétal pour l’immunolocalisation des protéines arabinogalactan et des pectines est fixé, incorporé dans une résine acrylique hydrophilique, sectionné et monté sur des glissières en verre. Nous montrons que des épitopes liés à la paroi cellulaire seront détectés avec des anticorps spécifiques.

Résumé

Le développement des plantes implique des ajustements constants de la composition et de la structure de la paroi cellulaire en réponse à des stimuli internes et externes. Les parois cellulaires sont composées de cellulose et de polysaccharides non cellulosiques ainsi que de protéines, de composés phénoliques et d’eau. 90 % de la paroi cellulaire est composée de polysaccharides (p. ex., pectines) et de protéines arabinogalactan (APC). L’immunolocalisation fluorescente d’épitopes glycan spécifiques dans les sections histologiques végétales demeure un outil clé pour découvrir le remodelage des réseaux, de la structure et des composants de polysaccharide de mur.

Ici, nous rapportons une procédure optimisée d’immunolocalisation fluorescente pour détecter les épitopes glycan des ARG et des pectines dans les tissus végétaux. La fixation de paraformaldéhyde/glutaraldehyde a été employée avec l’intégration LR-White des échantillons de plante, permettant une meilleure conservation de la structure et de la composition de tissu. Des sections minces des échantillons incorporés obtenus avec un ultra-microtome ont été utilisées pour l’immunolocalisation avec des anticorps spécifiques. Cette technique offre une grande résolution, une grande spécificité et la possibilité de détecter plusieurs épitopes glycan dans le même échantillon. Cette technique permet la localisation subcellulaire des glycanes et détecte leur niveau d’accumulation dans la paroi cellulaire. Il permet également la détermination des modèles spatio-temporels de la distribution d’AGP et de pectine pendant des processus développementaux. L’utilisation de cet outil peut en fin de compte guider les orientations de recherche et relier les glycanes à des fonctions spécifiques chez les plantes. En outre, les informations obtenues peuvent compléter les études biochimiques et d’expression génique.

Introduction

Les parois cellulaires végétales sont des structures complexes composées de polysaccharides et de glycoprotéines. Les parois cellulaires sont des structures extrêmement dynamiques dont l’architecture, l’organisation et la composition varient selon le type de cellule, la localisation, le stade de développement, les stimuli externeset internes 1. Les protéines arabinogalactan (AGPs) et les pectines sont des composants importants de la paroi cellulaire végétale. Les APC sont des protéines fortement glycoylées et les pectines sont des polysaccharides homogalacturonan dont la composition, la quantité et la structure varient considérablement au cours des différents stades de développementvégétal 2,3,4. Les AIG et les études sur la pectine ont révélé leur implication dans plusieurs processus végétaux tels que la mort cellulaire programmée, la réponse aux stress abiotiques, la reproduction sexuelle des plantes, parmi beaucoupd’autres 5. La plupart de ces études ont commencé avec des informations obtenues à partir d’études d’immunolocalisation.

Compte tenu de sa complexité, l’étude des parois cellulaires nécessite de nombreux outils différents. La détection des épitopes glycan à l’aide d’anticorps monoclonaux (mAbs) est une approche précieuse pour résoudre la distribution du polysaccharide et de la glycoprotéine le long de cette structure. Il existe une grande collection de mAbs disponibles pour détecter les épitopes glycan et la spécificité de chaque mAb est continuellement améliorée ainsi6. La technique décrite ici s’applique à toutes les espèces végétales, et est un outil parfait pour guider les orientations futures de recherche qui pourraient impliquer des techniques plus coûteuses et complexes.

Dans cette technique, des anticorps spécifiques sont chimiquement conjugués à des colorants fluorescents tels que fitc (fluorescéine isothiocyanate), TRITC (tétramethylrhodamine-5-(et 6)-isothiocyanate) ou plusieurs colorants Alexa Fluor. L’immunofluorescence offre plusieurs avantages, permettant une localisation subcellulaire claire et rapide des glycans qui peut être directement observée au microscope à fluorescence. Il est très spécifique et sensible, puisque la préparation de l’échantillon peut effectivement protéger la structure naturelle de l’antigène, même s’il est présent en plus faibles quantités. Il permet la détection de plusieurs antigènes dans le même échantillon et le plus important, offre des résultats de haute qualité et visuellement belle. Malgré la grande puissance offerte par les études d’immunolocalisation de fluorescence, elles sont souvent considérées comme difficiles à exécuter et à mettre en œuvre très probablement en raison de l’absence de protocoles détaillés permettant la visualisation des différentes étapes de la procédure. Ici, nous fournissons quelques lignes directrices simples sur la façon d’effectuer cette technique et comment obtenir des images de haute qualité.

Pour le protocole présenté ici, les échantillons doivent d’abord être corrigés et intégrés à l’aide du fixatif le plus approprié. Bien que considérée comme une technique longue et relativement fastidieuse, la fixation et l’intégration appropriées de l’échantillon végétal sont la clé pour assurer un essai d’immunolocalisation réussi. À cette fin, le plus habituel est la fixation chimique à l’aide de fixatifs de liaison croisée, comme les aldéhydes. Les fixatifs croisés établissent des liaisons chimiques entre les molécules du tissu, stabilisant et durcissant l’échantillon. Le formaldéhyde et le glutaraldehyde sont des fixatifs de liaison croisée, et parfois un mélange des deux fixatifs est employé7. Le formaldéhyde offre une grande préservation structurelle des tissus et pendant de longues périodes de temps, produisant de petites rétractations tissulaires et étant compatible avec l’immunostaining. Le glutaraldehyde est un fixatif plus fort et stable habituellement utilisé en combinaison avec le formaldéhyde. L’utilisation du glutaraldehyde présente certains inconvénients qui doivent être pris en compte car il introduit certains groupes d’aldéhyde libre dans le tissu fixe, ce qui peut générer une certaine étiquetage non spécifique. En outre, le croisement entre les protéines et d’autres molécules peut parfois rendre certaines épitopes cibles inaccessibles pour les anticorps. Pour éviter cela, la quantité et la durée de la fixation doivent être soigneusement définies.

Après fixation, les échantillons sont incorporés dans la résine appropriée pour durcir avant d’obtenir les sections. La résine acrylique London Resin (LR-White) est la résine de choix pour les études d’immunolocalisation. Contrairement à d’autres résines, LR-White est hydrophile, permettant aux anticorps d’atteindre leurs antigènes, sans aucun traitement pour le faciliter. LR-White a également l’avantage d’offrir une faible fluorescence automatique, permettant une réduction du bruit de fond pendant l’imagerie par immunofluorescence.

Il existe de nombreuses techniques de coloration disponibles pour détecter différents composants de la paroi cellulaire, tels que la coloration bleue alcienne, la coloration bleue toluidine ou la coloration périodique de l’acide schiff (PAS). Aucun d’entre eux n’offre le pouvoir des analyses d’immunolocalisation8. Cette approche donne une plus grande spécificité dans la détection des glycanes, offrant des informations plus vastes concernant la composition et la structure des parois cellulaires.

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Protocole

1. Préparation de l’échantillon : fixation, déshydratation et intégration LR-Blanc

  1. Fixation et déshydratation
    REMARQUE : Le processus de fixation est essentiel pour préserver l’échantillon; en croisant les molécules, le métabolisme cellulaire est arrêté, assurant l’intégrité cellulaire et empêchant la diffusion moléculaire. Les agents fixatifs et la concentration utilisée doivent être ajustés à cette fin, laissant les antigènes suffisamment exposés pour interagir avec les anticorps. Le protocole suivant combine la capacité fixative douce du paraformaldéhyde, avec l’effet plus fort du glutaraldehyde. Leurs proportions ont été optimisées pour les ARG et les composants de la paroi cellulaire, mais elles conviennent à d’autres protéines et structures cellulaires. Le processus de déshydratation ultérieur préparera les échantillons pour l’intégration LR-White. Des tissus végétaux de plusieurs espèces végétales ont été utilisés dans cette expérience. Des échantillons de suber quercus ont été prélevés sur des arbres cultivés dans le champ. Les échantillons de trithuria submersa nous ont été gentiment partagés par Paula Rudall (Kew Gardens, Londres, Royaume-Uni).
    1. Sèmez toutes les plantes arabidopsis directement sur le sol et cultivez dans une installation de croissance intérieure avec 60% d’humidité relative et un cycle jour/nuit de 16 h de lumière à 21 °C et 8 h d’obscurité à 18 °C. Sélectionnez les tissus végétaux à analyser et coupez des échantillons d’une taille maximale de 16 mm2.
    2. Transférer immédiatement l’échantillon dans un flacon de verre préalablement rempli d’une solution fixative suffisamment froide (2 % de formaldéhyde (w/v), 2,5 % de glutaraldehyde (w/v), 25 mM pipes pH 7 et 0,001 % Tween-20 (v/v)) pour submerger complètement les échantillons (figure 1A).
      ATTENTION : Le formaldéhyde et le glutaraldehyde sont tous deux des agents fixatifs qui peuvent être nocifs par inhalation et par contact. Effectuez l’étape de fixation sur une hotte de fumée et portez des vêtements de protection adéquats et des gants de nitrile. Toutes les solutions à partir de cette étape, y compris les séries d’alcool jusqu’à 70 %, devraient être stockées pour une décontamination ultérieure par du personnel spécialisé.
    3. Après avoir recueilli tous les échantillons, rafraîchir le fixatif.
    4. Transférer les flacons dans une chambre à vide et appliquer lentement le vide. En atteignant -60 kPa, le matériau flottant commencera à couler au fond du flacon (Figure 1B).
    5. Garder sous vide d’au plus -80 kPa pendant 2 h à température ambiante.
    6. Relâchez lentement le vide, scellez le flacon de verre et placez-le toute la nuit à 4 °C.
    7. Jetez tous les échantillons qui n’ont pas coulé pendant la fixation de nuit. Laver les échantillons restants avec 25 mM PBS pH 7 pendant 10 min, suivi d’un lavage de 20 min dans 25 mM PIPES tampon pH 7,2.
    8. Déshydrater les échantillons d’une série d’éthanol (25 %, 35 %, 50 %, 70 %, 80 %, 90 % et 3 x 100 % d’éthanol) pendant 20 minutes chacun. Transférez immédiatement les échantillons déshydratés sur des flacons de verre étiquetés pour l’intégration( figure 1C).
      REMARQUE : Le processus de déshydratation peut être interrompu à l’étape de 70 % de l’éthanol.
  2. Intégration de résine LR-Blanc
    REMARQUE : Le blanc LR est une résine acrylique non hydrophobe à faible viscosité, ce qui la rend idéale pour pénétrer les tissus avec de nombreuses couches épaisses de parois cellulaires. LR-White est également disponible en plusieurs qualités de dureté compatibles pour couper la plupart des échantillons de plantes. S’il vous plaît assurez-vous que la résine utilisée est déjà fourni avec le catalyseur approprié mélangé, ou suivez les instructions du fournisseur pour préparer la résine. Le processus d’intégration suivant est lent, mais les résultats justifient grandement les moyens.
    1. Imprèdre les échantillons en couveant avec la résine LR-White dans une série de concentrations en croissant de résine (1:3, 2:3, 1:1, 3:2, 3:1, 1:0) dans l’éthanol, incubant pendant 24 h à 4 °C à chaque étape.
      AVERTISSEMENT : La résine LR-White est une résine acrylique à faible toxicité ; cependant, il peut être un irritant pour la peau par contact et inhalation. Il est fortement recommandé de travailler dans une zone bien ventilée ou sous une hotte fumigène avec une usure protectrice appropriée et des gants de nitrile.
    2. Rafraîchissez la résine blanche LR et incubez pendant 12 h supplémentaires à 4 °C.
    3. Préparer des capsules de gélatine d’intégration de taille appropriée (taille 1 (0,5 mL) pour les échantillons jusqu’à 3 mm, 2 x 0,37 mL pour les échantillons jusqu’à 5 mm ou 3 x 0,3 mL pour les échantillons jusqu’à 8 mm, et les étiquettes en papier (figure 1D).
      REMARQUE : Sélectionnez la taille de la capsule pour être légèrement plus grande que l’échantillon, de sorte que le spécimen puisse être complètement enfermé dans la résine. En outre, n’oubliez pas d’étiqueter les étiquettes avec un crayon, parce que le stylo ou les encres imprimées contamineront la résine, ruinant l’échantillon.
    4. Appliquer une goutte de résine blanche LR fraîche au fond de chaque capsule.
    5. Placer un échantillon dans chaque capsule de gélatine et remplir au maximum de résine fraîche. Placez le capuchon de la capsule et appuyez doucement pour former un joint hermétique(figure 1E).
    6. Polymériser la résine de 24 à 48 h à 58 °C, ou jusqu’à ce qu’elle soit complètement durcie.
    7. Conserver les échantillons à température ambiante.
      REMARQUE : La résine blanche LR post polymérisée est inerte.

2. Préparation de diapositives

REMARQUE : Les glissières en verre doivent être propres, exemptes de poussière, de graisse ou de tout autre contaminant. Même les nouvelles glissières doivent être nettoyées car certains fournisseurs utilisent des huiles et des détergents pour empêcher les glissières de coller ensemble. Toute graisse ou détergent interfère avec l’adhérence de la section à la lame, même si elle est traitée avec de la poly-L-lysine. La peluche et la poussière affecteront les observations du spécimen et ruineront très probablement l’expérience. Les glissières recouvertes de téflon avec puits de réaction sont parfaites pour cette tâche. Ils sont abordables, réutilisables et réduisent considérablement la quantité de solution anticorps nécessaire. Avec un nettoyage adéquat, une immunolocalisation fluorescente d’excellente qualité peut être effectuée à un coût très abordable.

  1. Lavage de diapositives
    1. Placer les glissières dans une grille à taches et couvrir d’une solution de nettoyage (0,1 % de SDS (w/v), 1 % d’acide acétique (v/v), 10 % d’éthanol (v/v)).
    2. Maintenir une légère agitation pendant 20 min.
    3. Transférer les grilles de coloration dans un bain ddH2O avec une légère agitation pendant 10 min. Répétez 4 fois.
    4. Égoutter soigneusement les grilles avant de plonger brièvement dans 100% d’éthanol et laisser sécher les glissières dans un environnement exempt de poussière.
    5. Conserver jusqu’à utilisation.
  2. Revêtement poly-L-lysine (facultatif)
    REMARQUE : Les petites sections collent généralement très bien pour nettoyer les glissières en verre. Cette étape n’est recommandable que pour les sections plus grandes (>2 mm2). Les sections plus grandes ont tendance à se plier et à se froisser, et ne sont pas conseillées. Néanmoins, si nécessaire utiliser des diapositives de réaction avec de plus grands trous. Nettoyez-les comme ci-dessus et procédez comme suit.
    1. Placer les glissières propres dans une boîte de Pétri carrée. Pipette 0,001% solution poly-L-lysine (w/v) pour couvrir les trous des toboggans, sans débordement.
    2. Laisser sécher les toboggans toute la nuit à 40 °C dans des boîtes de Pétri fermées.
      REMARQUE : Les glissières enduites sont prêtes à être utilisées immédiatement et peuvent être stockées dans un environnement exempt de poussière à température ambiante, pendant plusieurs mois.

3. Coupe et sectionnement d’échantillons

  1. Coupe d’échantillon
    1. À l’aide d’une lame de rasoir tranchante, taillez les blocs LR-White sous un stéréomicroscope pour former une structure pyramidale où l’apex est perpendiculaire à la zone d’intérêt del’échantillon (Figure supplémentaire 1A).
      REMARQUE : Le porte-spécimen ultra-microtome est un excellent outil pour sécuriser le bloc. Si l’appareil n’a pas de porte-spécimen universel, utilisez celui qui convient le mieux aux blocs ronds.
    2. Coupez la structure pyramidale en enlevant les fines tranches de l’excès de résine perpendiculairement à l’axe majeur de la pyramide.
    3. Procéder jusqu’à ce que l’échantillon soit atteint formant la surface de coupe. Dans la surface de coupe, l’échantillon cible doit idéalement être enfermé dans une forme trapézoïde.
      REMARQUE : Le bloc de résine peut être coupé davantage à un angle de fente pour réduire la surface de la section à l’aide d’une lame tranchante (figure 1F).
  2. Sections semi-minces
    REMARQUE : Une microtome avec des couteaux en verre sera utilisée. La capacité de l’anticorps à se lier à l’épitope conditionnera le succès de réaction d’immunolabeling. La nature hydrophilique de la résine LR-White permettra un bon contact entre les anticorps et les sections de l’échantillon. Les sections plus minces présenteront une coloration calcofluor plus faible qui sera utilisée pour aider à localiser les sections et aider au processus d’imagerie. Il en va de même pour d’autres taches qui peuvent être appliquées ultérieurement. L’épaisseur excessive affectera également la qualité d’acquisition d’image. Un bon compromis pour l’épaisseur de la section peut être trouvé entre 200 et 700 nm, selon les caractéristiques des tissus. Montez les blocs étroitement sur le porte-spécimen de l’ultra-microtome.
    1. Avec un ultra-microtome, faire des sections d’une épaisseur comprise entre 200 et 700 nm (Figure 1G).
    2. Vérifiez la zone de la section en transférant certaines sections à une goutte ddH2O sur une glissière en verre. Déposer la lame sur une plaque chaude de 50 °C jusqu’à ce que l’eau s’évapore. Tache plaçant une baisse de 1% Toluidine Blue O (w/v) dans la solution d’acide borique de 1% (w/v) sur les sections pendant 30 s. Rincer et observer au microscope.
    3. Après avoir trouvé la structure désirée, transférez une ou deux sections à chaque goutte de ddH2O précédemment placée sur chaque puits d’une glissière de réaction propre.
    4. Placez chaque glissière dans une boîte de Pétri fermée de 10 cm carrés et laissez-la sécher à 50 °C.
    5. Rangez les diapositives dans une boîte d’archives propre jusqu’à utilisation.

4. Immunolocalisation

REMARQUE : La procédure d’immunolocalisation fluorescente repose sur l’utilisation séquentielle de deux anticorps. L’anticorps primaire est soulevé contre un antigène cible spécifique. L’anticorps secondaire est soulevé spécifiquement contre l’anticorps primaire et pour les techniques fluorescentes est conjugué à un fluorophore (FITC dans ce protocole spécifique). L’anticorps primaire sera utilisé pour détecter l’antigène cible dans l’échantillon, et l’anticorps secondaire sera utilisé pour marquer l’endroit où l’anticorps primaire connecté à l’échantillon après avoir lavé l’excès d’anticorps primaires. Les contrôles sont une partie importante de cet essai et doivent toujours être effectués pour assurer l’exactitude des observations. Un puits sur la glissière doit être réservé pour une utilisation comme un contrôle négatif, où le traitement primaire des anticorps sera ignoré, et donc aucun signal ne doit être observé à la fin de l’expérience. Un contrôle positif doit être inclus dans l’expérience en traitant un puits avec un anticorps dont l’étiquetage est déjà connu et certain. Le contrôle positif est utilisé pour confirmer l’efficacité de l’étiquetage secondaire des anticorps et les conditions de réaction pendant que le contrôle négatif teste la spécificité secondaire des anticorps.

  1. Préparez une chambre d’incubation en plaçant des serviettes en papier amorties au fond d’une boîte de bouts de pipette et en l’enveloppant avec du papierd’aluminium (figure supplémentaire 1B-1E). Placez les diapositives dans la chambre d’incubation.
  2. Pipette une baisse de 50 μL par puits de 8 mm de solution de blocage (5% de lait sec non gras (w/v) en 1 M PBS) et incuber pendant 10 min. Retirer la solution de blocage et laver tous les puits deux fois avec PBS pendant 10 min.
  3. Préparer les principales solutions d’anticorps (voir tableau supplémentaire 1), anticorps 1:5 (v/v) dans la solution de blocage; faire une estimation d’environ 40 μL par puits de 8 mm.
    REMARQUE : La concentration de l’anticorps doit être ajustée selon le protocole de fabrication.
  4. Effectuez un lavage final avec ddH2O pendant 5 min, ne laissez jamais les puits sécher complètement.
  5. Pipette la solution d’anticorps primaire aux puits de réaction. Pipette bloquant la solution aux puits de commande.
  6. Fermer la chambre d’incubation et laisser reposer 2 h à température ambiante suivie d’une nuit à 4 °C. Préparer la solution d’anticorps secondaire, 1% dans la solution de blocage (v/v) environ 40 μL par puits. Gardez-le couvert de papier d’étain.
  7. Lavez tous les puits deux fois avec pbs pendant 10 min, suivi de 10 minutes supplémentaires avec ddH2O. Assurez-vous qu’aucune trace de la solution de blocage ou des dépôts n’est visible sur les puits.
  8. Pipette la solution d’anticorps secondaire à tous les puits. Désormais, protégez les glissières de la lumière.
  9. Incuber de 3 à 4 h dans l’obscurité à température ambiante.
  10. Laver tous les puits deux fois pendant 10 min avec PBS suivi d’un autre lavage de 10 min avec ddH2O.
  11. Appliquer une goutte de calcofluor (1:10,000 (w/v) fluorescente plus lumineuse 28 dans PBS) à chaque puits. Sans lavage, appliquez une goutte de support de montage (voir Table of Materials)sur chaque puits et placez un coverslip (Figure 1H).
  12. Observez avec un microscope à fluorescence, équipé d’un objectif 10x/0.45, 20x/0.75, 40x/0.95 et 100x/1.40, utilisez les filtres UV (pour les taches calcofluor) et FITC, pour détecter respectivement la paroi cellulaire et l’immunolocalisation (figure 1I). Utilisez les longueurs d’onde suivantes : excitation/émission (nm) 358/461 pour les UV et 485/530 pour fitc.
  13. Pour une meilleure visualisation des résultats se chevauchent les deux images avec ImageJ ou similaires.

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Résultats

Dans une expérience réussie, l’anticorps secondaire identifiera spécifiquement l’emplacement de l’épitope spécifique en vert vif, d’une manière cohérente, permettant la caractérisation de la composition de la paroi cellulaire à un certain stade de développement de la cellule, du tissu ou de l’organe. Par exemple, l’anticorps LM6 a une forte affinité pour 1,5-arabinan, un composé avec type I rhamnogalacturonan qui peut être trouvé abondamment l’étiquetage de la paroi cellulaire de l’anthère quercus suber en dével...

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Discussion

La méthode d’immunolocalisation fluorescente chez les plantes décrite ici, bien que parfaitement simple, repose sur le succès de plusieurs petits pas. Le premier est la préparation et la fixation de l’échantillon. Au cours de cette première étape, un mélange de formaldéhyde et de glutaraldehyde est utilisé pour croiser la majorité des composants cellulaires. Le formaldéhyde dans la solution fournit une fixation douce et réversible tandis que le glutaraldehyde fournit un lien plus fort et plus permanent ; l’équilibre entr...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs ont reçu le soutien du projet de l’UE 690946 « SexSeed » (Sexual Plant Reproduction – Seed Formation) financé par H2020-MSCA-RISE-2015 et SeedWheels FCT PTDC/BIA-FBT/27839/2017. Amp a reçu une subvention du projet MSCA-IF-2016 de l’Union européenne (n° 753328). MC a reçu une subvention de la FCT PhD grant SFRH/BD/111781/2015.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
25 % (p/v) de glutéraldéhydeAgar ScientificAGR1010aq. Solution, sans méthanol
8 puits Lames de réaction en verreMarinfeldMARI1216750d’autres marques peuvent être utilisées
Acide acétiqueSigma-AldrichA6283
Anticorps anti-IgG (molécule de wole)-FITC produit dansSigma-AldrichF6258
, 24 mm x 50 mmMarinfeldMARI0100222La lamelle doit couvrir tous les puits. D’autres marques peuvent être utilisées  ;
ddH2Onana
Éthanol absoluna na
Azurant 28Sigma-AldrichF-6259
Gélules de gélatineAgar scientificAGG29211La taille de la gélule doit correspondre à la taille de l’échantillon.
Flacons en verrena nana N’importequels flacons en verre simples et peu coûteux qui peuvent être scellés, peuvent être utilisés. Les flacons peuvent être nettoyés avec de l’éthanol à 96 % après utilisation pour éliminer les résidus de LR-White et réutilisés.
Le grade LR-white est de qualité moyenne, contenant de la résine AgarScientificAGR1281LR-White se présente sous plusieurs formes ; le grade moyen fournit un support de coupe adéquat pour la plupart des tissus, tandis que pour les tissus plus durs, un grade plus dur de LR-white peut être recommandé. Si possible, utilisez une résine déjà mélangée avec l’activateur de polimération (peroxyde de benzoyle), sinon, veuillez suivre les instructions du fournisseur pour préparer la résine.
Lait écrémé en poudreNestlé ;natout lait écrémé en poudre est adéquat
Fourna nafour de laboratoire générique
Boîte de Pétri, 10 cm x 10 cm carrénana
PIPESSigma AldrichP1851
Sondes monoclonales anti-plante générées par le ratnaPlusieurs anticorps qui reconnaissent les composants de la paroi cellulaire sont
disponibles à la fois au Complex Carbohydrate research center
(CCRC, Georgia University USA) et Plant Probes (Paul
Knox Cell Wall Lab, à l’Université de Leeds, au Royaume-Uni). Une courte liste de
certains MABS couramment utilisés et où ils peuvent être achetés
est présentée dans le tableau supplémentaire 1
Lames de rasoirnanalames de rasoir régulières
SDSSigma-AldrichL6026
Toluidine Blue-OAgar ScientificAGR1727
Tween 20Sigma-AldrichP9416
UltramicrotomeLeica MicrosystemsUC7
Microscope à épifluorescence vertical avec filtres de fluorescence UV et FITCLeica MycrosistemsDMLb
Chambre à videna nana
Pompe à videnana
Vectashieldvecta LabsT-1000D’autres anti-décoloration peuvent être utilisés. Veuillez vérifier la compatibilité avec FITC et l’azurant 28. (Remarque : pour une solution de rechange non commerciale, (voir Jonhson et coll., 198218) Un milieu anti-décoloration peut être fabriqué en mélangeant 25 mg/mL de 1,4-diazobicyclo-(2,2,2)octane (DABCO) dans du glycérol 9:1 (v/v) à du 1xPBS. Ajustez le pH à 8,6 avec du HCl dilué.)
des lamelles GOAT

Références

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