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Article de méthode

Un modèle modifié de régulation de la rénine dans la sténose de l’artère rénale

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DOI :

10.3791/61058

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26 octobre 2020

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1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Dans cet article

Résumé

Un modèle murin Goldblatt modifié à 2 reins 1 clip (2K1C) a été développé en utilisant des tubes en polyuréthane pour initier une sténose de l’artère rénale, induisant une augmentation de l’expression de la rénine et des lésions rénales. Ici, nous décrivons une procédure détaillée de préparation et de placement du brassard sur l’artère rénale pour générer un modèle murin 2K1C reproductible et cohérent.

Résumé

La sténose de l’artère rénale est une affection fréquente chez les patients atteints d’une maladie coronarienne ou vasculaire périphérique où le système rénine-angiotensine aldostérone (RAAS) est suractivé. Dans ce contexte, il y a un rétrécissement des artères rénales qui stimule une augmentation de l’expression et de la libération de rénine, la protéase limitant le taux dans le SRAA. L’augmentation de l’expression de la rénine qui en résulte est un facteur connu d’hypertension rénovasculaire, fréquemment associée à des lésions rénales et à des lésions des organes terminaux. Ainsi, il y a un grand intérêt à développer de nouveaux traitements pour cette condition. Le mécanisme moléculaire et cellulaire du contrôle de la rénine dans la sténose de l’artère rénale n’est pas entièrement compris et justifie des recherches plus approfondies. Pour induire une sténose de l’artère rénale chez la souris, un modèle murin Goldblatt modifié à 2 reins 1 clip (2K1C) a été développé. Le rein droit a été sténosé chez des souris de type sauvage et des souris opérées de manière simulée ont été utilisées comme témoin. Après une sténose de l’artère rénale, nous avons déterminé l’expression de la rénine et les lésions rénales. Des reins ont été récoltés et des cortex frais ont été utilisés pour déterminer l’expression des protéines et de l’ARNm de la rénine. Ce modèle animal est reproductible et peut être utilisé pour étudier les réponses physiopathologiques, les voies moléculaires et cellulaires impliquées dans l’hypertension rénovasculaire et les lésions rénales.

Introduction

La sténose de l’artère rénale (RASténose) est un problème intraitable qui touche environ 6 % des personnes de plus de 65 ans et jusqu’à 40 % des personnes atteintes d’une maladie coronarienne ou vasculaire périphérique 1,2. Les traitements actuels de la maladie sont limités; par conséquent, il existe un besoin critique de développer de nouvelles thérapies pour traiter l’hypertension rénovasculaire ou l’hypertension résistante induite par la RASténose. Le système rénine-angiotensine aldostérone (SRAA) est la voie clé impliquée dans la pathogenèse de l’hypertension induite par RASténose ou de l’hypertension rénovasculaire 3,4. Les thérapies connues ciblant le SRAA, comme les inhibiteurs de l’ECA ou les antagonistes des récepteurs de l’angiotensine, soulagent l’hypertension, mais nécessitent un examen approfondi de l’insuffisance rénale et de l’hyperkaliémie 5,6,7. La rénine catalyse l’étape de limitation du taux dans le SRAA; il convertit l’angiotensinogène en angiotensine I. Dans l’athérosclérose, la formation de plaque provoque le rétrécissement de l’artère rénale qui entraîne la sécrétion de rénine, entraînant une hypertension rénovasculaire et des lésions rénales8. Un certain nombre d’études ont rapporté des niveaux accrus de stress oxydatif pendant l’hypertension rénovasculaire chez l’homme, qui ont été corroborés avec le modèle de souris à deux reins à un clip (2K1C) ainsi qu’avec d’autres modèles animaux hypertendus 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . Le mécanisme moléculaire du contrôle de l’expression de la rénine au cours de l’hypertension rénovasculaire induite par RASténose n’est pas bien compris et justifie des recherches plus approfondies.

Les modèles animaux expérimentaux qui récapitulent de manière fiable et reproductible RASténose sont importants pour élucider les mécanismes cellulaires et moléculaires du contrôle de l’expression de la rénine pour le développement de nouvelles thérapies. Le modèle murin 2K1C est un modèle expérimental bien établi pour étudier la pathogenèse de l’hypertension rénovasculaire17,18,19,20. Ce modèle est généré par la constriction de l’artère rénale à l’aide d’un clip 17,20,21, produisant ainsi une occlusion de l’artère rénale qui entraîne une augmentation de l’expression de la rénine et de l’hypertension 17,19,20,21. Cependant, il n’y a pas de rapports techniques disponibles, qui décrivent une procédure étape par étape pour générer une sténose de l’artère rénale dans des modèles animaux.

Des clips conventionnels en argent en forme de U, des tubes en polyuréthane et d’autres clips ont été utilisés pour resserrer l’artère rénale afin d’induire une sténose de l’artère rénale. Certaines études ont montré que la conception et le matériau du clip sont essentiels pour obtenir des données fiables et reproductibles avec le modèle animal 2K1C. Selon Lorenz et al., l’utilisation de clips en argent conventionnels conçus en U induit un faible taux de réussite de l’hypertension (40-60%)21. En raison de la conception du clip, l’artère rénale est pressée latéralement, déclenchant quelques constrictions et une plus grande probabilité d’être délogée de l’artère rénale. La malléabilité et la ductilité de l’argent peuvent permettre des changements dans la largeur des clips; par conséquent, provoquant différents niveaux d’hypertension chez les souris. Les dioxydes d’argent sur le clip peuvent provoquer une inflammation périvasculaire, une prolifération intimale et une granulation des tissus, modifiant le diamètre de l’artère rénale22. En raison de la variabilité des niveaux d’hypertension obtenus avec le clip en argent conventionnel de conception U, Warner et al. et Lorenz et al. ont utilisé avec succès un tube en polyuréthane de conception plus ronde pour initier la sténose de l’artère rénale chez la souris, générant une induction plus fiable et cohérente du modèle animal à deux reins à un clip20,21.

Dans ce rapport, nous décrivons un protocole chirurgical pour générer une RASténose expérimentale chez la souris, en utilisant le tube en polyuréthane pour resserrer l’artère rénale. Le brassard rond en polyuréthane est un clip plus reproductible, fiable et peu coûteux pour générer une sténose chez la souris. L’objectif de ce modèle expérimental est d’étudier et de définir le mécanisme moléculaire et cellulaire du contrôle de l’expression de la rénine au cours de la sténose de l’artère rénale. Nous avons confirmé le succès du modèle de souris RASténose en mesurant l’expression de la rénine et le marqueur de lésion rénale neutrophile gélatinase-associated lipocalin (N-GAL).

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Protocole

Les souris ont été hébergées et soignées à la division des soins aux animaux du Vanderbilt University Medical Center (VUMC) conformément aux directives des National Institutes of Health (NIH) et au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals du ministère américain de la Santé et des Services sociaux. Toutes les procédures relatives aux animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de la VUMC avant le début des expériences.

1. Préparation et dissection des animaux

  1. Allumez le germinateur et la pompe à eau du coussin chauffant environ 30 minutes avant de commencer la chirurgie.
  2. Couper un tube en polyuréthane de 0,5 mm de longueur avec un scalpel tranchant. Enlevez 0,2 mm de la circonférence en faisant une coupe dans le sens de la longueur pour faire un brassard.
    REMARQUE: Il s’agit d’une partie essentielle de la procédure de sténose de l’artère rénale qui nécessite une précision extrême, une attention aux détails et de la patience. Essayez de couper plusieurs morceaux de tubes en polyuréthane à la fois. Effectuez toute cette procédure au microscope.
  3. Avant d’aller plus loin, mettez des gants chirurgicaux stériles et un masque chirurgical.
  4. Utilisez des souris C57BL/6 de type sauvage (WT) de 6 à 8 semaines. Utilisez un nombre égal de souris mâles et femelles pour éviter tout biais sexuel.
  5. Notez le poids des souris avant d’effectuer une intervention chirurgicale. Le poids idéal pour effectuer une sténose de l’artère rénale avec un tube de polyuréthane est de 18 à 22 g. Manipulez doucement les souris et ne pas agiter pendant l’injection de l’anesthésie. Administrer une analgésie préopératoire (Ketofgen, 5 mg/kg de corps).
    REMARQUE: Lors du transfert des souris de leur salle de logement à la salle d’opération, transportez-les avec beaucoup de douceur et de soin pour éviter l’agitation. Il est fortement recommandé de transporter des cages à souris dans les mains au lieu d’un chariot.
  6. Anesthésier les souris avec un mélange de kétamine (100 mg/kg de poids corporel) et de xylazine (10 mg/kg de poids corporel) par injections intrapéritonéales (I.P.).
  7. Replacez la souris à l’intérieur de la cage jusqu’à ce qu’elle soit complètement anesthésiée. Il faut environ 4-5 minutes avant que la souris soit complètement inconsciente. Pincez la queue ou l’orteil avec une pince pour vérifier si la souris est complètement inconsciente et prête pour la chirurgie.
  8. Posez la souris sur le dos sur une serviette en papier. Enlevez les poils de l’abdomen latéral à l’aide d’une tondeuse à cheveux électrique en suivant la direction opposée de la croissance des cheveux. Après avoir rasé le site chirurgical, nettoyez la zone avec un gommage chirurgical contenant de l’iode (ou de la chlorhexidine) suivi d’un rinçage avec de l’éthanol à 70% (ou une solution saline stérile).  Répétez 3 fois.
    REMARQUE: La procédure d’épilation doit être effectuée à une certaine distance ou de préférence sur un banc différent du banc de procédure chirurgicale pour éviter toute interférence et contamination des poils pendant la procédure chirurgicale.
  9. Couvrir le coussin chauffant avec une feuille stérile. Amenez la souris sur le banc chirurgical et placez-la sur la feuille stérile, face au côté latéral droit de la souris vers le microscope. Maintenir une température constante du tampon de 37 °C avec de l’eau en circulation.
  10. Ouvrez le sac stérilisé contenant tout le matériel chirurgical. À l’aide d’un microscope à dissection et de ciseaux stériles, faites une petite incision du flanc (près de la 13ecôte thoracique , la dernière côte chez la souris) et à environ 0,5 cm des vertèbres. Continuez le long des vertèbres lombaires et faites une incision de 1 pouce.
  11. Tirez vers l’arrière la peau et les muscles pour exposer le rein.
  12. Nettoyez et retirez la graisse environnante à l’aide de coton-tiges stériles pour isoler l’artère rénale. Isolez le nerf rénal de l’artère rénale à l’aide d’une pince incurvée.
  13. Lors de la réalisation de la chirurgie simulée, appliquez des sutures pour fermer la peau et appliquez un antibiotique sur la plaie fermée, puis passez aux soins postopératoires. Sinon, procédez à la section suivante pour sténose de l’artère.
    NOTE: Chaque expérience devrait avoir des animaux fictifs comme contrôles de l’intervention chirurgicale. Les animaux fictifs sont constitués de souris qui ont subi la procédure chirurgicale consistant à exposer l’artère rénale sans y placer de brassard.

2. Sténose de l’artère rénale droite

  1. Placez deux sutures en nylon sous l’artère rénale droite, faites des nœuds lâches, puis placez le brassard autour de l’artère rénale principale à peu près égale entre la bifurcation rénale et aorte.
  2. Fermez le brassard à l’aide des sutures en nylon. Faites quatre nœuds pour chaque suture afin d’éviter la probabilité de perdre les sutures après la chirurgie.
  3. Fermez l’incision dans le muscle en appliquant une simple suture continue.
  4. Faites de simples sutures interrompues pour fermer la peau.
  5. Administrer des analgésiques approuvés par l’IACUC.
    REMARQUE: Outils chirurgicaux en autoclave avant chaque utilisation. Si plus d’une intervention chirurgicale est effectuée à la fois, essuyez tous les outils utilisés avec une jauge d’alcool stérile et placez-les dans un germinateur chaud pendant 15 à 30 s après chaque chirurgie. Changez également de gants stériles pour chaque souris.

3. Soins postopératoires

  1. Remettez les souris dans leur cage et laissez la cage à moitié allumée, à moitié éteinte, un coussin chauffant d’eau circulant pendant 2 à 3 heures. Ajouter de la nourriture de récupération de régime gel à l’intérieur de la cage.
  2. Administrer l’analgésique (kétoprofène) par voie intrapéritonéale (dose : 5 mg/kg p.c.) le lendemain.
  3. Pesez les souris pendant les deux prochains jours; si certaines souris perdent plus de 20% de leur poids, consultez le vétérinaire et décidez si l’animal doit être euthanasié en suivant la procédure appropriée autorisée par l’IACUC.
  4. Surveillez les souris quotidiennement pour évaluer la rougeur, l’enflure, la douleur ou l’infection.
  5. Consulter un vétérinaire pour les complications postopératoires conformément aux politiques institutionnelles de l’IACUC.

4. Prélèvement de tissus

  1. Prélever du tissu 3 semaines après l’intervention chirurgicale. Notez le poids de chaque souris.
  2. Euthanasier la souris avec une procédure approuvée par l’IACUC.
  3. Placez la souris sur une plate-forme stérile en décubitus dorsal pour la disséquer.
  4. Fixez et étendez les membres pour limiter les mouvements.
  5. Pulvérisez soigneusement les souris avec de l’éthanol à 70%.
  6. Faites une incision médiane pour ouvrir l’abdomen et la poitrine à l’aide de ciseaux tranchants.
  7. Retirez la peau et la paroi péritonéale.
  8. Exposez soigneusement le cœur et percez le ventricule droit et exsanguinez la souris.
  9. Retirez les deux reins à l’aide d’une pince. Les reins sont situés sur le dos des souris.
    REMARQUE: Ne mélangez pas les deux reins. Soyez conscient des reins sténosés, simulés et controlatéraux.
  10. Retirez la capsule rénale, nettoyez-les de toute graisse et notez le poids de chaque rein séparément.
  11. Couper une coupe longitudinale des deux reins et fixer dans 4% PFA pendant une nuit à 4 ° C pour être ensuite traité pour l’incorporation de paraffine, pour effectuer l’hybridation in situ (ISH) et l’immunohistochimie (IHC). Suivez les protocoles ISH et IHC comme indiqué23,24.
  12. Isoler le cortex du rein restant et congeler dans de l’azote liquide pour effectuer un transfert Western. Conserver les échantillons à -80 °C jusqu’à l’analyse.
  13. Quantifier les expressions de rénine et de N-GAL avec Western blot comme décrit dans la littérature23,24.

5. Statistiques

  1. Utiliser une ANOVA unidirectionnelle ou bidirectionnelle pour les expériences avec trois conditions ou plus, suivies de tests post-hoc de Bonferroni pour les comparaisons entre les groupes individuels. Considérons une valeur de p égale ou inférieure à 0,05 significative. Utilisez un logiciel (par exemple, GraphPad Prism 8.2) pour effectuer toutes les analyses statistiques.

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Résultats

La constriction de l’artère rénale augmente l’expression de la rénine dans le rein sténosé tout en réprimant l’expression dans le rein controlatéral. Le modèle de sténose à deux reins (2K1C) ou Goldblatt induit une augmentation de l’expression de la rénine et des lésions rénales. Ceci est reconnu comme le meilleur modèle représentatif de sténose unilatérale de l’artère rénale chez l’homme.

L’expression de la rénine et de la prorénine (précurseur de la rénine) a été mesurée par immunobuvardage....

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Discussion

La sténose de l’artère rénale est une cause importante d’hypertension secondaire ou résistante et de lésions rénales 1,29. Le modèle Goldblatt à deux reins (2K1C) a été utilisé pour étudier l’hypertension rénovasculaire induite par RASténose 1,17,18,19. Un certain nombre d’études antérieures utilisant divers modèles animaux ont montré q...

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Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts, financier ou autre, n’est déclaré par les auteurs.

Remerciements

La recherche a été financée par la subvention de développement des chercheurs scientifiques de l’IBLNH (1K01HL135461-01) à JAG. Merci à David Carmona-Berrio et Isabel Adarve-Rengifo pour leur assistance technique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Diet GelClear H2ODiet-Gel 76ARégime de récupération chirurgicale
EMC Heated Hard padHallowell000A2788BLes coussins chauffants ont été utilisés pour garder les souris au chaud
Ethilon Nylon SutureEthicon662G4-0 (1,5 métrique), Cette suture a été utilisée pour fermer le péritoine et la peau
Ethilon Suture en nylonEthicon2815 G8-0 (0,4 métrique), Cette suture a été utilisée pour fermer le brassard afin d’attacher et de resserrer l’artère
Germinator 500Braintree Scientific Inc.GER 5287Stériliser les outils chirurgicaux entre les chirurgies
KétoprofèneZoetisKetofenAnalgésique
PolyuréthaneBraintree Scientific Inc.MRE-025Ce tube a été utilisé pour initier la sténose
Povidone-iode antiseptique écouvillonsMedlineMDS093901Il a été appliqué après l’épilation et la chirurgie de la peau
Reflex 7 Clip ApplierRoboz Surgical Instrument Co204-1000Cet applicateur de clip a été utilisé pour appliquer un clip au cas où une ou plusieurs sutures se détacheraient
Draps de serviettestériles Dynarex4410Il a été utilisé comme drap de lit pour les souris pendant la chirurgie
Pommade antibiotique tripleMedi-First22312
Pompe à eauStrykerT/pump ProfessionnelsUtilisé pour réchauffer et faire circuler l’eau dans le coussin dur chauffant pour garder les souris au chaud pendant et après la chirurgie

Références

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263(2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15(2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35(2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

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