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Article de méthode

Test de chimiotaxis in situ pour examiner le comportement microbien dans les écosystèmes aquatiques

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DOI :

10.3791/61062

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5 mai 2020

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1Institute of Environmental Engineering, Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, ETH Zürich, 2Climate Change Cluster, University of Technology Sydney, 3School of Oceanography, University of Washington

Dans cet article

Résumé

Présenté ici est le protocole pour un test de chimiotaxis in situ, un dispositif microfluidique récemment développé qui permet des études du comportement microbien directement dans l’environnement.

Résumé

Les comportements microbiens, tels que la motilité et la chimiotaxis (la capacité d’une cellule à modifier son mouvement en réponse à un gradient chimique), sont répandus dans les domaines bactérien et archéal. Les chimiotaxis peuvent se traduire par d’importants avantages d’acquisition de ressources dans des environnements hétérogènes. Il joue également un rôle crucial dans les interactions symbiotiques, les maladies et les processus mondiaux, tels que le cyclisme biogéochimique. Cependant, les techniques actuelles limitent la recherche de chimiotaxis au laboratoire et ne sont pas facilement applicables sur le terrain. Présenté ici est un protocole étape par étape pour le déploiement de l’essai in situ chemotaxis (ISCA), un dispositif qui permet un interrogatoire robuste de chimiotaxis microbienne directement dans l’environnement naturel. L’ISCA est un dispositif microfluidique composé d’un réseau de 20 puits, dans lequel les produits chimiques d’intérêt peuvent être chargés. Une fois déployés dans des environnements aqueux, les produits chimiques se diffusent hors des puits, créant des gradients de concentration auxquels les microbes sentent et réagissent en nageant dans les puits par le biais de chimiotaxis. Le contenu du puits peut ensuite être échantillonné et utilisé pour (1) quantifier la force des réponses chimiotaxiques à des composés spécifiques par cytométrie de flux, (2) isoler et la culture des micro-organismes sensibles, et (3) caractériser l’identité et le potentiel génomique des populations répondantes par des techniques moléculaires. L’ISCA est une plate-forme flexible qui peut être déployée dans n’importe quel système avec une phase aqueuse, y compris les milieux marins, d’eau douce et de sol.

Introduction

Divers micro-organismes utilisent la motilité et la chimiotaxis pour exploiter des environnements nutritifs irréguliers, trouver des hôtes, ou éviter les conditions délétères1,2,3. Ces comportements microbiens peuvent à leur tour influencer les taux de transformation chimique4 et favoriser des partenariats symbiotiques entre les écosystèmes terrestres, d’eau douce et marins2,5.

Chemotaxis a été largement étudié dans des conditions de laboratoire pour les 60 dernières années6. La première méthode quantitative pour étudier la chimiotaxis, l’essai capillaire, implique un tube capillaire rempli d’un chimioattractant putatif immergé dans une suspension de bactéries6. La diffusion du produit chimique hors du tube crée un gradient chimique, et les bactéries chimiotaxiques réagissent à ce gradient en migrant dans le tube7. Depuis le développement de l’essai capillaire, encore largement utilisé aujourd’hui, de nombreuses autres techniques ont été développées pour étudier la chimiotaxis dans des conditions physiques/chimiques de plus en plus contrôlées, la plus récente impliquant l’utilisation de microfluidiques8,9,10.

La microfluidique, associée à la microscopie vidéo à haute vitesse, permet de suivre le comportement des cellules individuelles en réponse à des gradients soigneusement contrôlés. Bien que ces techniques aient grandement amélioré notre compréhension de la chimiotaxis, elles ont été limitées à l’utilisation en laboratoire et ne se traduisent pas facilement par le déploiement sur le terrain dans les systèmes environnementaux. Par conséquent, la capacité des communautés naturelles de bactéries à utiliser des chimiotaxis dans les écosystèmes naturels n’a pas été examinée; ainsi, la compréhension actuelle de l’importance écologique potentielle de la chimiotaxis est biaisée vers des conditions artificielles de laboratoire et un nombre limité d’isolats bactériens de culture en laboratoire. L’ISCA récemment développé surmonte ces limitations11.

L’ISCA s’appuie sur le principe général de l’essai capillaire; cependant, il utilise des techniques modernes de microfabrication pour fournir une plate-forme expérimentale hautement répliquée et facilement déployable pour la quantification de la chimiotaxis vers des composés d’intérêt pour l’environnement naturel. Il permet également l’identification et la caractérisation des micro-organismes chimiotaxiques par l’isolement direct ou les techniques moléculaires. Alors que le premier dispositif de travail a été auto-fabriqué et construit en verre et PDMS11, la dernière version moulée par injection est composée de polycarbonate, en utilisant une procédure de fabrication très standardisée (pour l’intérêt pour la dernière version de l’appareil, les auteurs correspondants peuvent être contactés).

L’ISCA est de la taille d’une carte de crédit et se compose de 20 puits répartis dans un réseau de puits de 5 x 4, chacun relié à l’environnement aquatique externe par un petit port (800 μm de diamètre; Figure 1). Les chimioattractants putatifs chargés dans les puits se diffusent dans l’environnement via le port, et les microbes chimiotaxiques réagissent en nageant à travers le port dans le puits. Comme de nombreux facteurs peuvent influer sur le résultat d’une expérience isca dans l’environnement naturel, ce protocole étape par étape aidera les nouveaux utilisateurs à surmonter les obstacles potentiels et à faciliter des déploiements efficaces.

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Protocole

Nous recommandons d’exécuter la section 1 avant les expériences sur le terrain afin d’optimiser les résultats.

1. Optimisation de laboratoire

REMARQUE : Les volumes décrits dans la procédure d’optimisation sont suffisants pour un seul ISCA (composé de 20 puits).

  1. Préparation du produit chimique d’intérêt
    REMARQUE : La concentration optimale pour chaque chimioattractant doit souvent être déterminée dans des conditions de laboratoire avant les déploiements sur le terrain. Le champ de concentration chimique diminuera en magnitude avec la distance de la source (puits ISCA), ce qui signifie que la concentration ressentie par les micro-organismes dans l’environnement sera inférieure à celle présente à l’intérieur de l’appareil. La concentration optimale à utiliser dans le puits ISCA dépend du taux de diffusion du chimiotractant. Si la concentration dans le puits est trop faible (proche de la limite de détection des microbes), aucune chimiotaxis positive ne sera observée. Inversement, si la concentration dans le puits est trop élevée, la concentration sera également élevée dans l’environnement immédiat et l’accumulation microbienne se produira au-dessus des puits de l’ISCA plutôt qu’à l’intérieur. Par conséquent, la série de dilution doit être effectuée dans des conditions de laboratoire pour chaque composé afin de déterminer la concentration optimale pour les déploiements sur le terrain. Idéalement, une plage de concentration devrait également être testée sur le terrain pour confirmer les résultats de laboratoire.
    1. Préparer 2,5 L d’un milieu approprié contenant la concentration de sel appropriée (p. ex., saline tamponnée de phosphate [PBS] ou eau de mer artificielle). Filtrer le milieu à l’aide d’un filtre de 0,2 μm à l’aide d’une pompe péristaltique ou sous vide et d’une autoclave.
    2. Préparer une solution de 10 mM de chimioattractant dans 1 mL du milieu stérile. Filtrer la solution chimioattractante à l’aide d’un filtre à seringues de 0,2 μm pour éliminer les particules et les contaminants potentiels.
      REMARQUE : Idéalement, aucun composé organique autre que le chimiotractant ne devrait être présent dans la solution finale.
  2. Plage de concentration par série de dilution
    1. Diluer la solution de stock chimioattractant filtrée en série, allant (par exemple) de 10 mM à 100 μM.
      REMARQUE : Au moins un volume final de 0,7 mL est nécessaire par concentration testée.
  3. Chargement de l’ISCA
    1. Remplissez une seringue de 1 mL avec le chimioattractant filtré et connectez-la à une seringue de 27 G. Tenir l’ISCA avec le port orienté vers le haut, injecter lentement la substance jusqu’à ce qu’une petite gouttelette apparaisse sur le dessus du port.
      REMARQUE : 1) Chaque dilution ou substance doit être injectée avec une seringue et une aiguille séparées pour prévenir la contamination croisée. 2) Cette petite gouttelette est importante parce qu’elle garantit qu’aucune bulle d’air n’est emprisonnée dans le port, ce qui pourrait nuire à la capacité des microbes de migrer à travers le port. 3) Il est recommandé de remplir une rangée entière par substance ou concentration (cinq puits) afin de fournir un volume minimal adéquat pour d’autres analyses. 4) Une ligne par ISCA doit agir comme contrôle négatif et doit être remplie avec le milieu filtré dans lequel les microbes seront suspendus. Ce traitement explique l’effet de la motilité aléatoire par les microbes dans les puits de l’ISCA et devrait être utilisé pour normaliser les traitements contenant un chimiotractant.
  4. Déploiement en laboratoire
    1. Du jour au lendemain, incuber une culture de 5 mL enrichie de 1% de bouillon marin (pour les bactéries marines) ou de 1% de bouillon de lysogénie (LB, pour les bactéries d’eau douce).
      REMARQUE : Les isolats bactériens motiles ou les communautés bactériennes naturelles peuvent être utilisés pour les déploiements en laboratoire.
    2. Incuber la culture pendant 12 h à température ambiante (RT) et 180 tr/min. Après 12 h, assurez-vous que les communautés microbiennes sont motiles par observation directe au microscope.
    3. Faites tourner la culture à 1 500 x g pendant 10 min et resuspendez 1/100 dans 150 mL de milieu approprié (p. ex., eau de mer filtrée, eau douce filtrée).
    4. Placez deux petits morceaux de ruban adhésif à double face sur la surface plane d’un plateau de capacité de 200 mL (les couvercles des boîtes à pointes de 1 mL ont les dimensions idéales à cet effet et peuvent facilement être autoclavés). Placez un ISCA sur le dessus, en vous assurant qu’il se fixe solidement à la bande. Remplissez lentement le plateau de déploiement avec la solution bactérienne à l’aide d’une pipette sérologique de 50 mL.
      REMARQUE : Remplissez le plateau jusqu’à ce que l’ISCA soit submergée sous environ 1 à 2 cm de liquide. Si vous utilisez plusieurs plateaux, utilisez le même volume dans l’ensemble.
    5. Laisser l’ISCA incuber pendant 1 h pour permettre la chimiotaxie bactérienne. Après 1 h, retirer le milieu très doucement avec une pipette sérologique de 50 mL pour minimiser le débit turbulent.
    6. Récupérez l’ISCA du plateau de déploiement sans toucher la surface supérieure. Utilisez une pipette et des essuie-glaces jetables pour enlever le liquide restant sur la surface de l’ISCA.
      REMARQUE : Il est important d’éviter de toucher les ports pendant ce processus, car les changements de pression qui en résultent peuvent éliminer ou ajouter des bactéries de l’environnement extérieur dans le puits et biaiser ainsi la densité bactérienne et la composition à l’intérieur du puits.
  5. Récupération des échantillons
    1. En tenant l’ISCA avec le port orienté vers le bas, récupérer le volume des puits à l’aide d’une aiguille stérile de 27 G fixée à une seringue de 1 mL.
      REMARQUE : Chaque rangée (si elle contient la même substance) peut être mise en commun pour fournir un échantillon de travail d’environ 550 μL. Cet échantillon peut ensuite être aliquoté dans différents tubes en fonction des applications en aval requises.
    2. Déterminer le nombre de bactéries attirées par chaque concentration de chimioattractant en analysant les échantillons avec la cytométrie de flux12. Choisissez la concentration de chimioattractant qui maximise la chimiotaxis pour les déploiements ultérieurs sur le terrain.

2. Préparation au déploiement sur le terrain

REMARQUE : La préparation du matériau et la construction de l’enceinte d’amortissement des débits (section 2) doivent être effectuées avant le déploiement.

  1. Préparation des matériaux
    1. Préparer tous les documents énumérés au tableau 1.
      REMARQUE : Des quantités de matériaux sont fournies pour un ISCA.
  2. Construction et préparation de l’enceinte d’amortissement du débit
    REMARQUE : L’enceinte d’amortissement des débits minimise les turbulences indésirables qui empêchent autrement l’établissement de gradients chimiques émanant de l’ISCA.
    1. Couper les morceaux pour l’enceinte de déploiement à l’aide d’un coupe-laser à partir d’une feuille acrylique de 3 mm.
      REMARQUE : Le fichier des pièces se trouve à l’aide du lien suivant : .
    2. Assemblez les morceaux découpés au laser comme le démontre la figure 2 à l’aide de colle acrylique.
      REMARQUE : Assemblez les pièces avec soin. Les trous ou le désalignement peuvent créer des fuites lors du déploiement, ce qui a un impact direct sur la qualité des données.
    3. Laisser sécher l’enceinte assemblée pendant la nuit.
    4. Laver l’enceinte avec de l’eau déionisée.
    5. Identifier les fuites potentielles en versant de l’eau déionisée dans l’enceinte. Fixer les joints qui fuient en ajoutant plus de colle acrylique, puis répétez les étapes 2.2.3–2.2.5.
    6. Couper les fils à vis dans la pièce acrylique qui sera utilisé pour sécuriser l’ISCA. Ceci peut être réalisé à l’aide d’un robinet avec un diamètre et un pas correspondant aux vis de montage.
      1. Tout d’abord, apposer le robinet dans une clé à robinet, puis fixer la pièce acrylique à taper dans un vice banctop. Pour les meilleurs résultats, assurez-vous que la pièce acrylique est aussi de niveau que possible. Assurez-vous que le robinet est perpendiculaire à la pièce acrylique et commencez à tourner la clé de robinet (dans le sens des aiguilles d’une montre), en appliquant une pression légère sur le robinet.
      2. Après plusieurs révolutions complètes dans la pièce acrylique, inverser la rotation du robinet (dans le sens inverse des aiguilles d’une montre) pour un quart de rotation pour effacer l’acrylique du robinet. Répétez le processus jusqu’à ce que toute la profondeur de la pièce acrylique soit tapée.
      3. Enfin, retirez le robinet (en tournant dans le sens inverse des aiguilles d’une montre) et testez les fils à l’aide d’une vis.

3. Procédure sur le terrain

  1. Filtration de l’eau
    1. Recueillir l’eau du site du champ lorsque vous êtes prêt à commencer l’expérience. Filtrer 5 ml d’eau par ISCA à travers un filtre à seringues de 0,2 μm (avec une seringue de 50 ml) dans un tube de centrifugeuse conique de 50 mL.
      REMARQUE : Environ 3 mL d’eau filtrée sont nécessaires pour remplir tous les puits d’une ISCA; cependant, il est recommandé de filtrer 1) 5 mL par appareil pour tenir compte des pertes pendant le processus de filtration quadruple, et 2) préserver les aliquots des filtrates comme contrôles négatifs pour la cytométrie de flux et les procédures moléculaires.
    2. Filtrer le filtrate deux fois à travers une cartouche de filtre gp hydrophile de 0,2 μm (en utilisant la même, les deux fois) avec une nouvelle seringue de 50 ml dans un nouveau tube de centrifugeuse conique de 50 mL. Filtrer le filtrate à travers un filtre à seringues de 0,02 μm (avec une nouvelle seringue de 50 ml) dans un nouveau tube conique de 50 mL.
      REMARQUE : Cette quadruple filtration devrait éliminer presque tous les micro-organismes et particules de l’eau. Gardez le filtrate final à l’écart de toute source de chaleur jusqu’à ce qu’il soit utilisé. Cette eau sera utilisée pour réutiliser tous les produits chimiques utilisés dans l’ISCA, et elle doit être maintenue à la même température que l’eau sur le site de déploiement. Des flux convectifs déclenchés par des différences de température entre les puits isca et l’environnement extérieur peuvent autrement se produire.
    3. Utilisez des aliquots du filtrate pour réutilire tous les chimioattractants d’intérêt (généralement secs) aux concentrations désirées dans les tubes de centrifugeuse conique de 15 mL.
    4. Filtrer les chimiotracteurs resuspendés à travers un filtre à seringues de 0,2 μm à l’aide d’une seringue de 10 mL dans des tubes stériles de centrifugeuse conique de 15 m L pour éliminer les particules indésirables ou les composés insolubles (si vous utilisez des extraits).
      REMARQUE : Filtrer doucement pour empêcher les particules de passer à travers le filtre. Il est important de résuspender les chimioattractants dans l’eau ultrafiltrée à partir du site du champ et de ne pas les solubiliser dans d’autres solutions. L’utilisation de l’eau du site du champ est nécessaire pour (1) obtenir la même concentration de sel à l’intérieur des puits que dans l’eau environnementale en vrac pour prévenir le débit axé sur la densité, et (2) garantir que les niveaux d’éléments nutritifs de fond sont égaux à l’intérieur et à l’extérieur du puits.
  2. Remplissage ISCA
    1. Effectuez la section 1.3 pour remplir l’ISCA.
      REMARQUE : Il est recommandé de remplir une rangée (cinq puits) par substance (c.-à-d. trois substances différentes par ISCA et une lutte contre l’eau de mer ultrafiltrée).
  3. Déploiement sur le terrain
    1. Visser l’ISCA (Figure 3A) sur la pièce 9 de l’enceinte (figure 2K et figure 3B).
      REMARQUE : L’enceinte d’amortissement de l’écoulement décrite ci-dessus peut contenir deux ISCA côte à côte ou une ISCA placée au centre.
    2. Fermez l’enceinte (figure 3C)et scellez-la avec du ruban adhésif (figure 3D).
      REMARQUE : Les rides doivent être évitées pour assurer un joint parfait. Sceller tous les côtés d’abord, puis (dans une deuxième étape) sceller les trous latéraux, qui seront utilisés pour drainer l’eau de l’enceinte à la fin de l’échantillonnage. Ne pas sceller les trous supérieurs et inférieurs. Ne placez pas l’ISCA à l’envers, car le débit à densité peut se produire dans les puits contenant des chimioattractants, ce qui biaise le nombre de cellules dans les puits.
    3. Étant donné que l’enceinte doit rester stable pendant le déploiement, il est recommandé de l’attacher à des structures artificielles (p. ex., ponton, échelle) à l’aide de cordons élastiques.
      REMARQUE : L’enceinte peut être fixée à un bras de déploiement (ici, une pince modifiée avec une plate-forme perpendiculaire) à l’aide de cordons élastiques avant l’immersion dans l’eau. Alternativement, l’enceinte peut être remplie et fixée avec un petit poids sur des substrats peu profonds. Si des déploiements sont prévus dans l’océan pélagique, l’enceinte peut être fixée à un filet avec une bouée d’un côté et le poids de plongée de l’autre.
    4. Submergez complètement l’enceinte pour commencer à remplir. Pendant le remplissage, maintenez fermement l’enceinte pour éviter un mouvement excessif de l’eau à l’intérieur. Une fois que le niveau de l’eau atteint le sommet de l’enceinte, assurez-vous qu’aucun air n’est emprisonné à l’intérieur.
      REMARQUE : Dans le cas où certaines bulles d’air sont emprisonnées, inclinez doucement l’enceinte avec le trou d’évent orienté vers le haut, ce qui permettra aux bulles de s’échapper.
    5. Une fois complètement plein, sceller les trous inférieurs et supérieurs avec deux bouchons, qui peuvent être fabriqués à partir de silicium ou de caoutchouc ou en scellant les extrémités de 20 pointes de pipette μL (figure 4).
      REMARQUE : Cette étape empêche l’écoulement à l’intérieur de l’enceinte pendant l’échantillonnage.
    6. Laissez l’ISCA en place pour l’échantillonnage pendant 1 à 3 h.
      REMARQUE : Le temps de déploiement idéal est principalement dicté par la température de l’eau et le temps de doublement de la communauté bactérienne. Lorsque la température de l’eau est supérieure à 20 °C, il n’est pas recommandé de déployer l’ISCA pendant plus de 1 h, car la division cellulaire peut se produire dans les puits contenant des chimioattractants après 1,5–2,0 h. Toutefois, le temps de déploiement optimal peut être testé avant l’expérience de l’ISCA en modifiant les communautés naturelles avec les produits chimiques chargés et en quantifiant le nombre de cellules dans le temps.
    7. Retirez l’enceinte de l’eau. Placez-le sur un récipient permettant de drainer l’eau de l’enceinte.
    8. Retirez très doucement la partie supérieure du ruban adhésif des trous avant.
      REMARQUE : L’écoulement de l’eau qui sort de l’enceinte doit être à une vitesse de ruissellement. Procéder un trou à la fois, du haut de l’enceinte vers le bas. Il faut environ 10 à 15 min pour drainer complètement l’enceinte.
    9. Une fois que la ligne de flottaison passe sous le dessus de l’ISCA, retirez le bouchon inférieur et égouttez le reste de l’eau.
    10. Pendant que les ISCA sont toujours fixées à l’enceinte, retirez soigneusement l’eau emprisonnée sur le dessus de l’ISCA à l’aide d’une pipette de 1 mL.
    11. Retirer l’ISCA sans toucher la surface supérieure et utiliser un lingettes jetables pour enlever tout liquide restant à la surface.
      REMARQUE : Il est important de ne pas toucher les ports pendant ce processus, car les changements de pression qui en résultent peuvent éliminer ou ajouter des bactéries en vrac dans le puits et biaiser les dénombrements bactériens.
    12. Récupérez les échantillons de l’ISCA en répétant l’étape 1.5.1.

4. Applications en aval

REMARQUE : Les volumes sont donnés sur la base d’un échantillon de 550 μL (une rangée d’une ISCA).

  1. Fixer 100 μL de contenu de puits avec du glutaraldéhyde (concentration finale de 2 %) pour la cytométrie du débit afin de quantifier le chemotaxis à chaque attractant.
    REMARQUE : Conserver sur la glace (ou à 4 °C) et analyser les échantillons le même jour. Alternativement, les échantillons peuvent être congelés par flash dans l’azote liquide après fixation si l’analyse n’est pas possible le même jour. La cytométrie du débit est la méthode recommandée pour quantifier le nombre de cellules dans les puits isca, car il est simple, rapide et précis12.
  2. Congeler 300 μL de teneur en puits dans l’azote liquide pour l’extraction et l’analyse ultérieures de l’ADN11.
    REMARQUE : Conserver les échantillons à -80 °C jusqu’à l’analyse.
  3. Ajouter 90 μL de contenu de puits à 10 μL de tampon TE-glycérol et congeler les échantillons pour la génomique unicellulaire13.
  4. Étendre 10 à 20 μL sur les plaques d’agar contenant le milieu désiré pour l’isolement bactérien.

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Résultats

Cette section présente les résultats de laboratoire utilisant l’ISCA pour tester la réponse chimiotaxique des microbes marins à une gamme de concentration de glutamine, un acide aminé connu pour attirer les bactéries du sol14. La concentration de glutamine qui a suscité la réponse chimiotactique la plus forte dans les essais de laboratoire a été employée pour effectuer un essai de chemotaxis dans l’environnement marin.

Pour effectuer les tests de laboratoire, les commun...

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Discussion

À l’échelle des micro-organismes aquatiques, l’environnement est loin d’être homogène et se caractérise souvent par des gradients physiques/chimiques qui structurent les communautés microbiennes1,15. La capacité des micro-organismes motiles à utiliser le comportement (c.-à-d. la chimiotaxis) facilite la recherche de nourriture dans ces microenvironnements hétérogènes1. L’étude de la chimiotaxis directement dans l’environnement a le potenti...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Cette recherche a été financée en partie par la Gordon and Betty Moore Foundation Marine Microbiology Initiative, par le biais de la subvention GBMF3801 à J.R.S. et R.S., et un prix d’enquêteur (GBMF3783) à R.S., ainsi qu’une bourse du Conseil australien de recherche (DE160100636) à J.B.R., un prix de la Fondation Simons à B.S.L. (594111), et une subvention de la Fondation Simons (542395) à R.S. dans le cadre des Principes microbiens des écosystèmes microbiens (PriME) Collaborative.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Colle acryliqueEvonik1133Acrifix 1S 0116
Feuille acryliqueMcMaster-Carr8505K725Ou autre entreprise
Ruban adhésifScotch3M 810Scotch Magic
tape AutoclaveSystecD-200Ou autre entreprise
Centrifugeuse de paillasseFisher Scientific75002451Ou autre entreprise
Cordon élastiqueParacord Planet667569184000Or different company
Tube à centrifuger - 2 mLSigma AldrichBR780546-500EATube Eppendorf
Tube à centrifuger conique - 15 mLFisher Scientific11507411Tube Falcon
Tube à centrifuger conique - 50 mLFisher Scientific10788561Tube Falcon
Bras de déploiementIrwin1964719Ou une autre entreprise
Connecteur de boîtier de déploiementFisher Scientific21-236-4Voir les alternatives dans le manuscrit
Essuie-glaces jetablesKimtech - Fisher Scientific06-666Kimwipes
Cytometer BeckmanC09756CYTOFlex
Glutaraldehyde 25 %Sigma AldrichG5882Ou autre société
Colorant fluorescent vertSigma AldrichS9430SYBR Vert I - dilution finale 1:10 000
Cartouche filtrante GP hydrophile - 0,2 & micro ; mMerckC3235Filtre Sterivex
In Situ Chemotaxis Assay (ISCA)--Contacter les auteurs correspondants
Découpeuse laserEpilog LaserFusion pro 32Ou autre société
Luria Bertani BrothSigma AldrichL3022Ou autre société
Marine Broth 2216VWR90004-006Difco
Nylon vis à tête plate fendueMcMaster-Carr92929A243M 2 & times ; 4 & times ; 8 mm
Set de pipettesFisher Scientific05-403-151Ou d’une autre entreprise
Pointes de pipette - 1 mLFisher Scientific21-236-2AOu d’une autre entreprise
Pointes de pipette - 20 & micro ; LFisher Scientific21-236-4Ou une autre société
Pointes de pipette - 200 & micro ; LFisher Scientific21-236-1Ou une autre entreprise
Sel de mer Sigma AldrichS9883Pour l’eau de mer artificielle
Pipette sérologique - 50 mLSigma AldrichSIAL1490-100EAOu une autre entreprise
Filtre à seringue - 0,02 & micro ; mWhatmanWHA68091002Anatop filtre
seringue - 0.2 & micro ; mFisher Scientific10695211Or different company
Seringue aiguille 27GHenke Sass Wolf47100040200.4 × ; 12 mm
Seringues - 1 mLCodau329650Insulin Luer U-100
Seringues - 10 mLBD303134ou autre société
Seringues - 50 mLBD15899152Ou autre société
Tube rack - 15 mLThomas Scientific1159V80Ou autre entreprise
Rack de tube - 50 mLThomas Scientific1159V80Ou autre entreprise
Robinet à usage général en acier rapide non revêtuMcMaster-Carr8305A77Ou autre société
Filtre à vide - 0.2 µ ; mFiltre MerckSCGPS05RESteritop
à

Références

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  2. Raina, J. B., Fernandez, V., Lambert, B., Stocker, R., Seymour, J. R. The role of microbial motility and chemotaxis in symbiosis. Nature Reviews Microbiology. 17, 284-294 (2019).
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