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Article de méthode

Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

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DOI :

10.3791/61498

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14 août 2020

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1Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Arizona, 2Department of Biosystems Engineering, University of Arizona, 3Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

Dans cet article

Résumé

Un protocole est décrit pour utiliser le dioxyde de carbone dans les gaz de combustion des centrales électriques au gaz naturel pour cultiver des microalgues dans des étangs ouverts. L’injection de gaz de combustion est contrôlée à l’aide d’un capteur de pH et la croissance des microalgues est surveillée avec des mesures en temps réel de la densité optique.

Résumé

Aux États-Unis, 35 % des émissions totales de dioxyde de carbone (CO2) proviennent de l’industrie de l’énergie électrique, dont 30 % représentent la production d’électricité au gaz naturel. Les microalgues peuvent biofixer le CO2 10 à 15 fois plus rapidement que les plantes et convertir la biomasse algale en produits d’intérêt, tels que les biocarburants. Ainsi, cette étude présente un protocole qui démontre les synergies potentielles de la culture de microalgues avec une centrale au gaz naturel située dans le sud-ouest des États-Unis dans un climat chaud semi-aride. Des technologies de pointe sont utilisées pour améliorer le captage et l’utilisation du carbone via l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana, qui peut être transformée en biocarburant. Nous décrivons un protocole impliquant un étang de course ouvert semi-automatisé et discutons des résultats de ses performances lorsqu’il a été testé à la centrale électrique de Tucson, à Tucson, en Arizona. Les gaz de combustion ont été utilisés comme principale source de carbone pour contrôler le pH, et Chlorella sorokiniana a été cultivée. Un milieu optimisé a été utilisé pour cultiver les algues. La quantité de CO2 ajoutée au système en fonction du temps a été étroitement surveillée. En outre, d’autres facteurs physicochimiques affectant le taux de croissance des algues, la productivité de la biomasse et la fixation du carbone ont été surveillés, notamment la densité optique, l’oxygène dissous (OD), l’électroconductivité (EC) et les températures de l’air et des étangs. Les résultats indiquent qu’un rendement en microalgues allant jusqu’à 0,385 g/L de poids sec sans cendres est atteignable, avec une teneur en lipides de 24%. Tirer parti des possibilités de synergie entre les émetteurs de CO2 et les producteurs d’algues peut fournir les ressources nécessaires pour accroître le captage du carbone tout en soutenant la production durable de biocarburants et de bioproduits d’algues.

Introduction

Le réchauffement climatique est l’un des problèmes environnementaux les plus importants auxquels le monde est confronté aujourd’hui1. Des études suggèrent que la cause principale est l’augmentation des émissions de gaz à effet de serre (GES), principalement du CO2, dans l’atmosphère en raison des activités humaines 2,3,4,5,6,7. Aux États-Unis, la plus grande densité d’émissions de CO2 provient principalement de la combustion de combustibles fossiles dans le secteur de l’énergie, en particulier des centrales de production d’électricité 3,7,8,9. Ainsi, les technologies de captage et d’utilisation du carbone (CCU) sont devenues l’une des principales stratégies pour réduire les émissions de GES 2,7,10. Il s’agit notamment de systèmes biologiques qui utilisent la lumière du soleil pour convertir le CO2 et l’eau via la photosynthèse, en présence de nutriments, en biomasse. L’utilisation de microalgues a été proposée en raison du taux de croissance rapide, de la capacité élevée de fixation du CO2 et de la capacité de production élevée. De plus, les microalgues ont un large potentiel de bioénergie parce que la biomasse peut être convertie en produits d’intérêt, tels que les biocarburants qui peuvent remplacer les combustibles fossiles 7,9,10,11,12.

Les microalgues peuvent se développer et réaliser une conversion biologique dans une variété de systèmes de culture ou de réacteurs, y compris les étangs de piste ouverts et les photobioréacteurs fermés 13,14,15,16,17,18,19. Les chercheurs ont étudié les avantages et les limites qui déterminent le succès du bioprocessus dans les deux systèmes de culture, dans des conditions intérieures ou extérieures 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Les étangs ouverts sont les systèmes de culture les plus courants pour le captage et l’utilisation du carbone dans les situations où les gaz de combustion peuvent être distribués directement à partir de la cheminée. Ce type de système de culture est relativement peu coûteux, facile à mettre à l’échelle, a de faibles coûts énergétiques et a de faibles besoins en énergie pour le mélange. De plus, ces systèmes peuvent facilement être colocalisés avec la centrale électrique pour rendre le processus CCU plus efficace. Cependant, certains inconvénients doivent être pris en compte, tels que la limitation du transfert de masse de gaz / liquide CO2. Bien qu’il y ait des limites, les étangs de piste ouverts ont été proposés comme le système le plus approprié pour la production extérieurede biocarburants à microalgues 5,9,11,16,20.

Dans cet article, nous détaillons une méthode de culture de microalgues dans des étangs ouverts qui combine la capture du carbone des gaz de combustion d’une centrale électrique au gaz naturel. La méthode consiste en un système semi-automatisé qui contrôle l’injection de gaz de combustion en fonction du pH de culture; le système surveille et enregistre l’état de la culture de Chlorella sorokiniana en temps réel à l’aide de capteurs de densité optique, d’oxygène dissous (OD), d’électroconductivité (EC) et de température de l’air et de l’étang. Les données sur la biomasse algale et l’injection de gaz de combustion sont collectées par un enregistreur de données toutes les 10 minutes à l’installation électrique de Tucson. Le maintien de la souche d’algues, la mise à l’échelle, les mesures de contrôle de la qualité et la caractérisation de la biomasse (par exemple, corrélation entre la densité optique, g / L et la teneur en lipides) sont effectués dans un laboratoire de l’Université de l’Arizona. Un protocole précédent décrivait une méthode d’optimisation des paramètres des gaz de combustion afin de favoriser la croissance des microalgues dans les photobioréacteurs par simulation informatique26. Le protocole présenté ici est unique en ce sens qu’il utilise des étangs ouverts et est conçu pour être mis en œuvre sur place dans une centrale au gaz naturel afin d’utiliser directement les gaz de combustion produits. De plus, les mesures de densité optique en temps réel font partie du protocole. Le système tel que décrit est optimisé pour un climat semi-aride chaud (Köppen BSh), qui présente de faibles précipitations, une variabilité significative des précipitations d’une année à l’autre, une faible humidité relative, des taux d’évaporation élevés, un ciel dégagé et un rayonnement solaire intense27.

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Protocole

1. Système de croissance: réglages d’étang de piste de course ouvert en plein air

  1. Installez les bassins ouverts de l’hippodrome à proximité de la source de gaz de combustion (contenant 8 à 10 % de CO2). Assurez-vous que l’eau et l’électricité sont disponibles à l’emplacement du réacteur de l’étang et que le réacteur n’est pas à l’ombre la majeure partie de la journée (figure 1).
  2. Capter les gaz de combustion pendant le processus de postcombustion à l’aide d’un tuyau de carburant de 0,95 cm, quelques mètres avant que les gaz de combustion ne pénètrent dans la cheminée pour être rejetés dans l’atmosphère (figure 2).
  3. Retirez l’eau des gaz de combustion à l’aide d’un piège à eau de 20 L et d’un condenseur (longueur de la bobine ~ 12 m) entre la cheminée et le compresseur (Figure 2).
    REMARQUE: Les gaz de combustion contiennent généralement environ 9\u201213,8% d’eau28. De plus, le condenseur et le pipeline refroidissent les gaz de combustion16.
  4. Connectez les capteurs suivants à une centrale de mesure pour surveiller la croissance des algues : (1) un capteur de densité optique en temps réel29, qui mesure l’absorbance à deux longueurs d’onde – 650 et 750 nm – et peut détecter une concentration maximale de cellules algales de 1,05 g/L ; 2° un capteur d’OD; 3° les thermocouples d’air et d’étang; 4° un capteur de pH; et (5) un capteur EC.
    REMARQUE: De plus, les capteurs de pH et d’EC sont connectés à un émetteur. La configuration de l’unité d’enregistrement de données est illustrée à la figure 3.
  5. Assurez-vous que tous les composants du système de croissance des algues sont étalonnés et fonctionnent correctement avant l’inoculation.

2. Système de contrôle du pH

  1. Gérer l’injection de gaz de combustion à l’aide d’un compresseur, d’un système de vanne de régulation et du programme d’enregistreur de données, comme illustré à la Figure 2 et à la Figure 3 (Matériau supplémentaire A).
  2. Utilisez un tube pour diriger les gaz de combustion de la vanne de régulation vers le fond de l’étang de la piste à travers un diffuseur en pierre.
  3. Injectez les gaz de combustion dans le système de croissance en fonction du pH. Lorsque la valeur du pH est supérieure à 8,05, le système injectera des gaz de combustion, tandis que lorsque le pH est inférieur à 8,00, le système arrêtera l’injection de gaz de combustion en période d’absence de croissance. Le débit est mesuré en litres standard par minute (SLPM).
    REMARQUE: Dans la vanne de régulation, la pression des gaz de combustion d’entrée est limitée à un maximum de 50 psi.

3. Sélection des algues et maintien des souches (lumière et température)

NOTE: L’algue verte Chlorella sorokiniana DOE 1412 a été isolée par Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 et sélectionnée par la National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); sa sélection a été basée sur les études précédentes de caractérisation des souches réalisées par Huesemann et al.32,33 . Leurs recherches sur le criblage des algues, la productivité de la biomasse et la culture simulée par le climat (p. ex., la température et la lumière) dans la région du Sud-Ouest lors de l’utilisation d’étangs extérieurs ouverts ont éclairé la méthode utilisée dans ce projet.

  1. Maintenir les cultures à température ambiante (25 °C) en utilisant un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h.
  2. Maintenir l’intensité lumineuse à 200 μM/m2/s pour l’entretien de la culture cultivée sur plaques et dans de petites cultures liquides (50 mL à 500 mL).
  3. Maintenir l’intensité lumineuse pour la mise à l’échelle cultivée dans des cultures liquides de 50 mL à 500 mL à 400 μM/m2/s, et des cultures liquides de 5 L à 20 L à 600\u2012800 μM/m2/s.

4. Mise à l’échelle et contrôle de la qualité

  1. Préparer le milieu de culture BG11 à l’aide d’eau désionisée et des sels suivants, pour les macronutriments, en g/L : 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; ajouter 1 mL/L de solution d’oligo-éléments, qui contient les micronutriments suivants en g/L : 2,86H3 BO 3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    REMARQUE: Pour l’inoculation sur plaque et / ou le stockage à long terme, ajouter 7,5 g / L de gélose Bacto; pour l’inoculation de culture, aucun ajout de gélose n’est nécessaire. Stériliser le milieu de culture dans l’autoclave pendant 21 min à 121 °C.
  2. Versez le milieu BG11 avec gélose dans des boîtes de Petri dans une hotte à flux laminaire stérile ou une armoire de biosécurité. Une fois les plaques fermes et fraîches, pipeter 500 μL à partir d’une culture d’algues congelées en suspension et ajouter l’ampicilline (100 μg/mL); incuber les plaques d’algues dans une table agitatrice (120 tr/min) pendant 1 à 2 semaines.
  3. Utilisez une boucle stérile pour sélectionner une seule colonie d’algues dans une plaque de culture et l’inoculer dans un tube de 50 mL contenant un milieu de croissance stérile dans une armoire de biosécurité propre. Cultivez la petite culture liquide sur une table agitatrice (120 tr/min) pendant une semaine.
  4. Transférer 50 mL de culture d’algues (phase de croissance linéaire, OD750nm ≥ 1) dans une fiole de 1 L avec un milieu liquide de 500 mL. Équipez chaque flacon d’un bouchon en caoutchouc et d’un tube en acier inoxydable pour assurer l’aération. Filtrer l’air à l’aide de filtres de stérilisation à l’air de 0,2 μm. Laissez la culture grandir pendant une à deux semaines. Surveiller la densité cellulaire à l’aide d’un spectrophotomètre (OD750nm).
  5. Placer la culture liquide de 500 mL dans un carboy de 10 L contenant 8 L de milieu de culture non stérile et injecter un mélange de 5% de CO2 et 95% d’air. Ensuite, cultivez les algues dans les mêmes conditions qu’à l’étape 4.4.
  6. Surveiller les cultures sur plaques mères et liquides (aux étapes 4.2\u20124.5) une fois par semaine. Prenez une aliquote et observez-la au microscope à un grossissement de 10x et 40x pour assurer la croissance de la souche désirée. Conserver les cultures jusqu’à ce qu’elles aient été compromises ou utilisées pour des expériences. Jeter les cultures contaminées.

5. Préparation de milieu concentré pour la culture en étang ouvert

  1. Pour préparer la solution d’oligo-éléments, remplissez partiellement une fiole jaugée de 1 L avec de l’eau distillée (DW). Insérez une barre d’agitation magnétique et ajoutez les produits chimiques indiqués dans le tableau 1 séquentiellement. Assurez-vous que chaque ingrédient se dissout avant l’ajout du constituant suivant. Retirez l’aimant et remplissez la fiole jusqu’à la marque de volume de 1 L.
  2. Remplissez partiellement une bouteille en verre de 1 L avec DW et insérez la barre d’agitation magnétique. Placez le récipient sur le dessus d’une plaque d’agitateur magnétique et ajoutez les produits chimiques pour le volume final du réacteur, en les ajoutant séquentiellement, en veillant à ce que chacun se dissolve complètement. Le tableau 2 énumère les produits chimiques à préparer 1 L de milieu, donc multipliez toutes les valeurs par le volume final du réacteur. Remplir le flacon en verre à 1 L.

6. Inoculation d’étang de piste ouverte en plein air

  1. Nettoyez soigneusement le réacteur à l’aide de 30% d’eau de Javel avant chaque inoculation et après la récolte. Il est recommandé de laisser l’eau de Javel pendant la nuit. Rincez bien le réacteur pour éliminer tout l’eau de Javel.
  2. Calibrer tous les capteurs avant l’inoculation des algues selon leur procédure d’étalonnage correspondante.
  3. Diluer le milieu concentré (à l’étape 5) à l’aide de la source d’eau en remplissant l’étang de l’hippodrome jusqu’à 80%.
  4. Inoculer le réacteur à l’aide d’un carboy de 10 L rempli d’algues (phase de croissance linéaire OD750nm > 2) et l’amener à son volume final.
  5. Acclimater les microalgues en ombrageant partiellement l’étang de l’hippodrome avec des palettes en bois pendant ~ 3 jours (Figure 4), une fois la phase exponentielle passée, comme stratégie d’adaptation pour éviter la photoinhibition.
    NOTE: Cette période donnera également le temps aux microalgues de s’adapter au stress causé par l’injection directe de gaz de combustion.

7. Expérience de croissance par lots à la centrale

  1. Inspectez et enregistrez toutes les variations quotidiennes, y compris l’évaporation de l’eau, le moteur à roue à aubes, la fonctionnalité du capteur et tout ce qui sort de l’ordinaire.
  2. Vidangez et inspectez le compresseur et le piège à eau tous les jours pour éliminer tout excès d’eau afin de minimiser la corrosion, car les gaz de combustion sont très corrosifs34.
  3. Configurez l’enregistreur de données pour scanner chaque mesure de capteur toutes les 10 s et pour stocker les données moyennes toutes les 10 minutes. Ceux-ci incluent DO, pH, EC, densité optique en temps réel ainsi que la température de l’air et du réacteur.

8. Échantillonnage et surveillance discrets

  1. Assurez-vous que le niveau d’eau reste constant au volume final du réacteur, sinon la mesure de la densité optique sera affectée.
  2. Après avoir reconstitué l’eau dans le réacteur, prélever un échantillon de 5 mL pour les mesures de masse cellulaire par densité optique (540, 680 et 750 nm) à l’aide d’un spectrophotomètre ultraviolet-visible. Répétez le processus tous les jours.
  3. Prélever un échantillon de 500 mL trois fois par semaine pour des observations au microscope et la concentration de biomasse en fonction du poids sec sans cendres (AFDW).
    1. Effectuez des observations au microscope avec des objectifs 10x et 40x. De plus, ces grossissements au microscope sont utilisés dans le cadre du contrôle de la qualité des algues décrit à l’étape 4.6.
    2. Utiliser 400 mL de l’échantillon à l’étape 8.3 pour l’AFDW
      1. Placez chaque filtre en microfibre de verre de 0,7 μm dans un plateau en aluminium et prétraitez chaque plateau/filtre en aluminium à l’aide d’un four pendant 4 h à 540 °C.
      2. Étiquetez chaque plateau en aluminium à l’aide d’un crayon n ° 2, enregistrez son poids (A) et placez-le dans l’appareil de filtre à vide.
      3. Remuer vigoureusement l’échantillon d’algues avant de mesurer un volume à filtrer. Filtrer suffisamment d’échantillon d’algues pour obtenir une différence de poids de cendres avant / après comprise entre 8 et 16 mg. Choisissez une différence de poids à utiliser tout au long de l’expérience et gardez cette valeur constante.
      4. Placer chaque filtre contenant l’échantillon d’algues dans son plateau de feuille dans le four à 105 °C pendant au moins 12 h.
      5. Retirez le plateau/filtre en aluminium du four de séchage et placez-le dans un dessiccateur en verre pour éviter l’absorption d’eau. Enregistrez le poids de chaque plateau/filtre de feuille (B).
      6. Placez le plateau/filtre à feuille dans le four à moufle à 540 °C pendant 4 h.
      7. Éteignez le four à moufles, refroidissez les plateaux/filtres en aluminium, placez-les dans le dessiccateur et enregistrez le poids de chaque plateau/filtre en aluminium (C).
      8. Calculer l’AFDW à l’aide de l’analyse gravimétrique :
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Tenir 2 L d’algues avant la récolte pour l’analyse d’extraction lipidique assistée par micro-ondes (MAE) à l’aide de solvants.
    1. Centrifuger l’échantillon d’algues à une force centrifuge relative (RFC) de 4 400 x g pendant 15 min. Prenez la pastille d’algues et séchez-la au four à 80 °C pendant au moins 24 h.
    2. Broyer l’échantillon d’algues et peser la poudre d’algues (la biomasse recommandée varie de 0,3 g à 0,5 g).
    3. Ajouter la poudre d’algues (biomasse d’algues sèches) dans les récipients Xpress du système de réaction accélérée par micro-ondes (MARS), ajouter 10 mL de solution de solvant chloroforme:méthanol (2:1, v/v) sous le capot, fermer les récipients et laisser reposer toute la nuit.
    4. Placez les récipients dans la machine MARS à l’aide du capteur de solvant pendant 60 min à 70 °C et 800 W de puissance.
    5. Sortez les vaisseaux du MARS et laissez-les refroidir sous le capot.
    6. Utilisez un entonnoir et de la laine de verre pour séparer la partie liquide qui contient du chloroforme, du méthanol et des lipides en transférant chaque échantillon liquide dans un tube à essai en verre pré-pesé et en conservant les solides (biomasse exempte de lipides) pour d’autres analyses.
    7. Apportez les tubes à essai contenant les lipides à l’évaporateur d’azote, retirez-les une fois le liquide évaporé, puis laissez les tubes pendant la nuit sous le capot pour assurer une sécheresse complète.
    8. Calculer la teneur en lipides (en poids) à l’aide d’une analyse gravimétrique:
      Teneur en lipides (en poids) = Biomasse sèche des lipides x 100/ Masse d’algues sèches

9. Récolte d’algues et rotation des cultures

  1. Récoltez 75% du volume total de culture d’algues lorsque la culture est proche d’atteindre la phase stationnaire. Prenez 2\u20125 L de culture pour effectuer des analyses de productivité de la biomasse en laboratoire. Traiter et convertir le reste des algues en produits algales souhaités.
  2. Repoussez l’étang ouvert de l’hippodrome en utilisant les 25% d’algues restantes comme inoculum. Ajouter de l’eau jusqu’à 80 % du volume total du réacteur, ajouter le milieu concentré, puis terminer le remplissage jusqu’au volume final du réacteur si nécessaire.
  3. Cultivez la souche d’algues appropriée en fonction de la saison, en fonction des conditions de température et d’intensité lumineuse.

10. Gestion des données

  1. Enregistrez les données dans l’enregistreur de données et collectez-les pour analyse comme à l’étape 7.3.
  2. Envisagez d’enregistrer les données brutes et analysées dans le lecteur de partage RAD (Regional Algal Feedstock Testbed). Les collaborateurs du projet RAFT apportent leurs données pour simuler et modéliser la productivité des algues et valider la culture en plein air.

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Résultats

Les résultats expérimentaux antérieurs de notre laboratoire indiquent que la culture de microalgues à l’aide d’un étang de course ouvert semi-automatisé peut être couplée à des processus de capture du carbone. Pour mieux comprendre la synergie entre ces deux processus (Figure 2), nous avons développé un protocole et l’avons adapté à la culture de l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana dans des conditions extérieures dans un climat semi-aride chaud. Les gaz de combustion du gaz...

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Discussion

Dans cette étude, nous démontrons qu’il est possible de coupler de manière synergique le captage du carbone des gaz de combustion et la culture de microalgues dans un climat chaud semi-aride. Le protocole expérimental pour le système d’étang de piste semi-automatisé intègre une technologie de pointe pour surveiller en temps réel les paramètres pertinents qui sont en corrélation avec la croissance des algues lors de l’utilisation de gaz de combustion comme source de carbone. Le protocole proposé vise à réduire l’incertitu...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le projet de banc d’essai régional de matières premières algales, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Nous remercions également Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, le personnel de la centrale électrique UA et le personnel de la centrale électrique TEP pour toute leur aide.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Moteur à vitesse réglable (système de roue à aubes)Leeson174307Lesson 174307.00, type : SCR Voltage ; Ampères :10
Bateaux de poids en aluminiumFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Plats de pesée en aluminium
Fer ammonium (III) (NH ?) ? [Fe(C ?H ? O ?) ?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Préparation du milieu. Citrate de fer d’ammonium(III)
Phosphate d’ammoniumSigma-Aldrich7722-76-1Ce produit chimique est utilisé pour le milieu optimisé
Ampicilline sel sodiqueSigma AldrichA9518-5GCe produit chimique est utilisé pour éviter la contamination par les algues
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Eau de Javel gélose granulée
Eau de Javel germicide Clorox
Acide borique (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Oligo-éléments : Acide borique
Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Préparation du milieu. Chlorure de calcium dihydraté
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKCarboy en polypropylène avec
poignées CentrifugeuseBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformeSigma-Aldrich67-66-3Ce produit chimique est utilisé pour l’extraction des lipides
Citraplex 20 % IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Hexahydrate de nitrate de cobalt (II) (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Oligo-éléments : Hexahydrate de nitrate de cobalt (II)
CompresseurMakitaMAC700Cet équipement est utilisé pour le système d’injection de CO2
Vanne de régulationSierra InstrumentsSmartTrak 100Cet article doit être personnalisé pour votre application. Dans notre cas, il a été utilisé un mélange de 5 % de CO2 et 95 % d’air.
Sulfate de cuivre (II) pentahydraté (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Oligo-éléments : Sulfate de cuivre (II) pentahydraté
Enregistreur de données : Unité Campbell CR3000Scientific CampbellCR3000Cet équipement est utilisé pour contrôler l’ensemble du système, la conduite et l’enregistrement
des données Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Solution d’électrolyte d’oxygène dissous DO6002 - Lot No. 211085
Sonde à oxygène dissousSensorex?Capteur d’oxygène dissous DO6400/T avec communication numérique
Solution d’étalonnage d’électroconductivitéRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Étalon de conductivité, 5000 uS/cm à 25C (2620 ppm TDS sous forme de NaCl)
Sonde d’électroconductivitéHanna InstrumentsHI3003/DSonde de conductivité à flux continu - Capteur NTC, connecteur DIN, câble de 3m
Acide éthylènediaminetétraacétique sel disodique dihydraté (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Milieu Préparation : Acide éthylènediaminetétraacétique sel disodique dihydraté
FiltresFisher Scientific09-874-48Whatman Filtres en microfibre de verre sans liant
FlaconsFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModèle : F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Four à moufle
Dessiccateur enverreVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm de diamètre
Entonnoir en verreFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Entonnoirs réutilisables en verre à longue tige
Hotte à flux laminaireFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Hotte hume Stainless Safeair Sulfate
magnésium heptahydraté (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Moyenne Préparation : Magnésium sulfate heptahydraté
MéthanolSigma-Aldrich67-56-1Solvant d’extraction de lipides
Micro bulles Diffuseur PentairAquatic Eco-Systems1PMBD075Cet équipement est utilisé pour le système d’injection de CO2
Microalgues : Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Assistant micro-ondes extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Système de réaction accéléré par micro-ondes. Modèle : 907601
MnCl2 * 4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Chlorure de manganèse (II) tétrahydraté
MortiersFisher ScientificFB961BFisherbrand porcelein
Évaporateur d’azoteOrganomationN-EVAP 112 Évaporateur d’azote (système de chauffage OA-SYS)
FourVWR International LLC89511-410Four à air forcé
Roueà aubes Hélice à axe horizontal à 8 pales. Cela fait généralement partie du réacteur à roue à aubes.
Moteur à roue à aubesLeesonM1135042.00Leeson, Modèle : CM34025Nz10C ; 1/4 CV ; Volts 90 ; FR 34 ; 62 tours.
PilonsFisher ScientificFB961MFisherbrand Peseaux porcelein
Transmetteur de pH et ECHanna Instruments HI98143Hanna Instruments HI98143-04 Transmetteur de pH et EC avec isolé galvanique 0-4V.
Solutions d’étalonnage du pHFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles Sonde
de pHHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Électrode de pH en téflon avec broche correspondante 5m.
Embouts PippeteFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne embout bleu gradué en claquettes
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Références

  1. The Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018).
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3(2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718(2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268(2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), Chapter 4 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

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