Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Obtention d’images échographiques à champ de vision étendu de qualité du muscle squelettique pour mesurer la longueur du fascicule musculaire

3.7K vues

⸱

DOI :

10.3791/61765

⸱

14 décembre 2020

 , 
1Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 2Department of Physical Medicine & Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Physical Therapy and Human Movement Sciences, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 4Shirley Ryan AbilityLab, 5Edward Hines, Jr. VA Hospital

Dans cet article

Résumé

Cette étude décrit comment obtenir des images musculo-squelettiques de haute qualité en utilisant la méthode EFOV-US (Extended Field-of-View Ultrasound) dans le but de mesurer la longueur du fascicule musculaire. Nous appliquons cette méthode aux muscles avec des fascicules qui s’étendent au-delà du champ de vision des sondes à ultrasons traditionnelles courantes (T-US).

Résumé

La longueur du fascicule musculaire, qui est généralement mesurée in vivo à l’aide d’ultrasons traditionnels, est un paramètre important définissant la capacité de génération de force d’un muscle. Cependant, plus de 90% de tous les muscles des membres supérieurs et 85% de tous les muscles des membres inférieurs ont des longueurs de fascicule optimales plus longues que le champ de vision des sondes échographiques traditionnelles courantes (T-US). Une méthode plus récente et moins fréquemment adoptée appelée échographie à champ de vision étendu (EFOV-US) peut permettre la mesure directe de fascicules plus longtemps que le champ de vision d’une seule image T-US. Cette méthode, qui assemble automatiquement une séquence d’images T-US à partir d’un balayage dynamique, s’est avérée valide et fiable pour obtenir des longueurs de fascicule musculaire in vivo. Malgré les nombreux muscles squelettiques avec de longs fascicules et la validité de la méthode EFOV-US pour effectuer des mesures de ces fascicules, peu d’études publiées ont utilisé cette méthode. Dans cette étude, nous démontrons à la fois comment mettre en œuvre la méthode EFOV-US pour obtenir des images musculo-squelettiques de haute qualité et comment quantifier la longueur des fascicules à partir de ces images. Nous nous attendons à ce que cette démonstration encourage l’utilisation de la méthode EFOV-US pour augmenter le bassin de muscles, à la fois dans les populations saines et altérées, pour lesquelles nous disposons de données in vivo sur la longueur des fascicules musculaires.

Introduction

La longueur du fascicule est un paramètre important de l’architecture des muscles squelettiques, ce qui, dans l’ensemble, indique la capacité d’un muscle à produire de la force1,2. Plus précisément, la longueur du fascicule d’un muscle donne un aperçu de la gamme absolue de longueurs sur lesquelles un muscle peut générer une force active3,4. Par exemple, étant donné deux muscles ayant des valeurs identiques pour tous les paramètres générateurs de force isométrique (c.-à-d. longueur moyenne du sarcomère, angle de pennation, section transversale physiologique, état de contraction, etc.), à l’exception de la longueur du fascicule, le muscle avec les fascicules les plus longs produirait sa force maximale à une longueur plus longue et produirait une force sur une gamme de longueurs plus large que le muscle avec des fascicules plus courts3 . La quantification de la longueur du fascicule musculaire est importante pour comprendre à la fois la fonction musculaire saine et les changements dans la capacité de génération de force d’un muscle, qui peuvent survenir à la suite d’une altération de l’utilisation musculaire (p. ex., immobilisation5,6, intervention d’exercice7,8,9, port du talon haut10) ou d’un changement dans l’environnement du muscle (p. ex., chirurgie de transfert de tendon11, distraction des membres12 ). Les mesures de la longueur du fascicule musculaire ont été obtenues à l’origine par des expériences cadavériques ex vivo qui permettent de mesurer directement les fascicules disséqués13,14,15,16. Les informations précieuses fournies par ces expériences ex vivo ont suscité un intérêt pour la mise en œuvre de méthodes in vivo17,18,19 pour répondre à des questions auxquelles il n’était pas possible de répondre dans les cadavres; Les méthodes in vivo permettent de quantifier les paramètres musculaires dans un état natif ainsi qu’à différentes postures articulaires, différents états de contraction musculaire, différents états de charge ou de déchargement, et à travers des populations avec des conditions différentes (c.-à-d. en bonne santé / blessé, jeune / vieux, etc.). Le plus souvent, l’échographie est la méthode utilisée pour obtenir des longueurs de fascicule musculaire in vivo18,19,20; elle est plus rapide, moins coûteuse et plus facile à mettre en œuvre que d’autres techniques d’imagerie, telles que l’imagerie par tenseur de diffusion (DTI)18,21.

L’échographie à champ de vision étendu (EFOV-US) s’est avérée être une méthode valide et fiable pour mesurer la longueur du fascicule musculaire in vivo. Bien que couramment mises en œuvre, l’échographie traditionnelle (T-US) a un champ de vision limité par la longueur du réseau du transducteur à ultrasons (généralement entre 4 et 6 cm, bien qu’il existe des sondes qui s’étendent jusqu’à 10 cm10)18,20. Pour surmonter cette limitation, Weng et al. ont développé une technologie EFOV-US qui acquiert automatiquement une image « panoramique » composite et bidimensionnelle (jusqu’à 60 cm de long) à partir d’un balayage dynamique à distance étendue22. L’image est créée en assemblant, en temps réel, une séquence d’images échographiques traditionnelles en mode B pendant que le transducteur scanne dynamiquement l’objet d’intérêt. Étant donné que les images T-US séquentielles ont de grandes régions qui se chevauchent, les petites différences d’une image à l’autre peuvent être utilisées pour calculer le mouvement de la sonde sans utiliser de capteurs de mouvement externes. Une fois que le mouvement de la sonde entre deux images consécutives est calculé, l’image « actuelle » est fusionnée successivement avec les images précédentes. La méthode EFOV-US permet la mesure directe de longs fascicules musculaires incurvés et s’est avérée fiable pour les muscles, les essais et les échographistes23,24,25 et valable pour les surfaces planes et courbes23,26.

La mise en œuvre d’ultrasons pour mesurer la longueur du fascicule musculaire in vivo n’est pas anodine. Contrairement à d’autres techniques d’imagerie qui impliquent des protocoles plus automatisés (c.-à-d. IRM, tomodensitométrie), l’échographie dépend des compétences de l’échographiste et des connaissances anatomiques27,28. On craint qu’un désalignement de la sonde avec le plan fascicule puisse entraîner une erreur substantielle dans les mesures du fascicule. Une étude démontre peu de différence (en moyenne < 3 mm) dans les mesures de la longueur du fascicule prises à l’aide de l’échographie et de l’IRM DTI, mais montre également que la précision de mesure est faible (écart type de différence ~ 12 mm)29. Pourtant, il a été démontré qu’un échographiste novice, avec la pratique et les conseils d’un échographiste expérimenté, peut obtenir des mesures valides en utilisant EFOV-US23. Ainsi, des efforts devraient être faits pour démontrer des protocoles appropriés pour réduire les erreurs humaines et améliorer la précision des mesures obtenues à l’aide d’EFOV-US. En fin de compte, l’élaboration et le partage de protocoles appropriés peuvent augmenter le nombre d’expérimentateurs et de laboratoires capables de reproduire des données sur la longueur des fascicules provenant de la littérature ou d’obtenir de nouvelles données sur les muscles qui n’ont pas encore été étudiés in vivo.

Dans ce protocole, nous montrons comment mettre en œuvre la méthode EFOV-US pour obtenir des images musculo-squelettiques de haute qualité qui peuvent être utilisées pour quantifier la longueur du fascicule musculaire. Plus précisément, nous abordons (a) la collecte d’images EFOV-US d’un seul membre supérieur et d’un seul muscle du membre inférieur (b) la détermination, en temps réel, de la « qualité » de l’image EFOV-US et (c) la quantification des paramètres de l’architecture musculaire hors ligne. Nous fournissons ce guide détaillé pour encourager l’adoption de la méthode EFOV-US pour obtenir des données sur la longueur des fascicules musculaires dans les muscles qui n’ont pas été étudiés in vivo en raison de leurs longs fascicules.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Le Conseil d’examen institutionnel (CISR) de l’Université Northwestern a approuvé les procédures de cette étude. Tous les participants inscrits à ce travail ont donné leur consentement éclairé avant de commencer le protocole détaillé ci-dessous.
NOTE: Le système d’échographie spécifique utilisé dans cette étude avait des capacités EFOV-US et a été adopté parce que nous avons été en mesure d’examiner les détails et les évaluations de validité de l’algorithme dans la littérature scientifique22,26; plusieurs autres systèmes avec EFOV-US existent également18,20,30. Un transducteur linéaire 14L5 (largeur de bande de fréquence 5-14 MHz) a été utilisé. Les muscles imagés dans ce protocole ne sont qu’un petit sous-ensemble de muscles pour lesquels des images américaines ont été capturées et des longueurs de fascicules mesurées (par exemple, triceps25, extenseur carpi ulnaris23, gastrocnémiel médian10, vastus lateralis24, biceps femoris8,31). Ce protocole vise à fournir des indications et à décrire les normes nécessaires afin qu’il puisse être appliqué aux muscles au-delà des deux exemples que nous fournissons.

1. Collecte d’images EFOV-US des muscles

Préparation

  1. Préparation de l’échographiste
    1. Avant d’utiliser le système à ultrasons, lisez le manuel du système pour vous familiariser avec la sécurité du système, les soins d’entretien du système, la configuration et les commandes du système, etc. En outre, consultez les instructions du système pour obtenir des images EFOV-US et familiarisez-vous avec la méthode mise en œuvre pour obtenir les images EFOV-US.
      REMARQUE: Différents systèmes d’échographie nomment le mode EFOV-US en utilisant une terminologie différente. Par exemple, dans le système utilisé ici, le mode EFOV est appelé « Imagerie panoramique ». Alors que les détails techniques de l’algorithme mis en œuvre dans divers systèmes commerciaux sont généralement de la propriété intellectuelle et ne sont donc pas disponibles gratuitement, à partir d’un examen superficiel, de nombreux systèmes commerciaux dotés de capacités d’échographie panoramique décrivent une approche similaire à celle décrite par Weng et al.22. L’évaluation de la validité générale des mesures acquises à partir de n’importe quel système, soit en obtenant des informations plus détaillées directement de l’entreprise qui fabrique le système, en utilisant un fantôme d’imagerie26,32, ou par d’autres moyens (par exemple, comparaison avec la dissection animale24) est recommandée comme une étape importante avant d’entreprendre des recherches impliquant des participants humains.
    2. Prenez le temps de vous familiariser avec l’anatomie du ou des muscles d’intérêt ainsi qu’avec l’anatomie environnante. Il est suggéré que l’échographiste utilise un manuel d’anatomie ou de préférence un modèle d’anatomie 3D interactif en ligne pour se familiariser avec l’anatomie qui l’intéresse.
  2. Préparation des participants
    1. Expliquez le protocole de l’étude au participant et obtenez le consentement approuvé par la CISR avant de commencer le protocole d’imagerie.
    2. Demandez au participant de porter des vêtements appropriés pour permettre l’accès au muscle qui l’intéresse. Par exemple, si l’échographiste prévoit d’imager un muscle de l’avant-bras, le participant doit être invité à porter une chemise à manches courtes.
    3. Asseyez le participant dans une chaise réglable qui peut être verrouillée en place. Prenez le temps d’ajuster la chaise pour rendre le participant aussi confortable que possible tout en donnant accès au muscle qui l’intéresse.
      REMARQUE: Si une chaise réglable qui peut reposer complètement à plat n’est pas disponible, certains plans d’étude peuvent nécessiter l’utilisation d’une table pour accéder au muscle d’intérêt (c.-à-d. les ischio-jambiers).
    4. Placez la ou les articulations que le muscle d’intérêt s’étend dans une posture qui peut être contrôlée et répétée. Utiliser les conseils cliniques33 pour localiser les repères anatomiques et mettre en œuvre la goniométrie; utiliser les normes ISB pour définir le système de coordonnées commun34,35. En général, pour mesurer l’angle articulaire, marquez les repères anatomiques avec un marqueur de sécurité pour la peau (Table des matériaux), puis alignez le centre d’un goniomètre portatif vers le haut avec l’axe de rotation de l’articulation et les bras du goniomètre vers le haut avec les segments articulaires.
      REMARQUE: Si vous imaginez un muscle passif, il est recommandé de placer le muscle d’intérêt dans une position relativement allongée pour éviter d’imager le muscle relâché.
      1. Pour reproduire le biceps brachii tel qu’il est illustré dans cette étude, les participants assis avec les pieds soutenus, le dos droit, l’épaule à 85 ° de l’abduction et 10 ° de flexion horizontale, le coude à la flexion à 25 ° et l’avant-bras, le poignet et les doigts au neutre.
      2. Pour reproduire le tibialis antérieur tel qu’il est illustré dans cette étude, les participants assis avec le genou à 60 ° de flexion et la cheville à 15 ° de flexion plantaire.
    5. Fixez le membre des participants à l’aide de sangles en tissu pour minimiser les mouvements pendant le protocole d’imagerie.

Acquisition d’images

  1. Branchez et allumez le système d’échographie. Assurez-vous que l’examen est réglé sur musculo-squelettique, que le transducteur utilisé est sélectionné (ici, nous avons utilisé 14L5) et que la fréquence d’émission est réglée entre 5 et 17 MHz (ici 11 MHz a été utilisé), une gamme de fréquences typique pour l’imagerie musculo-squelettique. Des fréquences plus élevées sont généralement utilisées pour une imagerie plus superficielle car elles améliorent la résolution mais diminuent la pénétration des ondes.
  2. Allez dans les paramètres du système pour ajuster les paramètres du pédalier. Pour les besoins de ce protocole, nous vous recommandons de régler le pédalier pour démarrer/arrêter l’imagerie. Si le pédalier utilisé comporte plusieurs pédales, réglez des pédales supplémentaires sur « Geler » ou « Pause », et « Imprimer » ou « Stocker » l’image.
  3. Appliquez une quantité généreuse de gel à ultrasons sur la tête du transducteur.
  4. Placez le transducteur sur la peau du participant sur la région d’intérêt approximative.
  5. Déplacez le transducteur dans le plan d’axe court du muscle. Notez que le transducteur a une petite protubérance d’un côté, appelée indicateur. Le côté du transducteur qui a l’indicateur correspond au côté gauche de l’image échographique. Lors de l’imagerie sur l’axe court, demandez à l’échographiste de garder l’indicateur pointé latéralement et lorsque l’échographiste est sur un axe long, pointez l’indicateur distalement.
  6. Identifiez le muscle d’intérêt dans le plan de l’axe court (perpendiculaire à la direction de la fibre musculaire) et déplacez le transducteur distal et proximal pour obtenir une visualisation complète de la trajectoire musculaire.
    1. Marquez les repères anatomiques importants (c.-à-d. les bords latéraux et médiaux du muscle, la jonction du tendon musculaire et l’insertion musculaire) à l’aide de marqueurs d’encre sans danger pour la peau (Table des matériaux).
  7. Une fois que l’emplacement du muscle a été identifié et correctement marqué, demandez à l’échographiste de déplacer le transducteur à ultrasons dans le plan de l’axe long (parallèle à la direction de la fibre musculaire).
  8. En commençant à l’extrémité distale ou proximale du muscle, faites pivoter et inclinez le transducteur pour identifier le plan fascicule à ce point. Faites une marque sur la peau lorsque la position correcte du transducteur a été établie.
  9. Une fois que le plan approximatif du fascicule a été établi sur toute la longueur souhaitée à scanner, demandez à l’échographiste de suivre cette voie.
  10. Pour commencer à collecter des images, mettez le système d’échographie en mode EFOV-US.
  11. En commençant par une extrémité du muscle, cliquez sur le pédalier pour lancer l’acquisition d’images et déplacez lentement et continuellement le transducteur à ultrasons dans l’axe long. Une fois l’extrémité du muscle atteinte, cliquez sur le pédalier pour terminer l’acquisition d’image.
  12. Entraînez-vous et assurez-vous du bon chemin de transducteur. Cela peut prendre plusieurs images de pratique avant d’obtenir systématiquement des images EFOV-US de « qualité » (voir la section 2 pour l’explication des images de qualité).
  13. Pour optimiser la visibilité et la clarté de l’image, envisagez d’ajuster les paramètres suivants.
    1. Profondeur: Si l’acquisition de l’image se termine avant que la longueur souhaitée du muscle puisse être capturée, augmentez la profondeur de l’image (dans le système utilisé ici, l’augmentation de la profondeur de l’image augmente la longueur absolue du scan).
    2. Mise au point : placez la flèche de mise au point dans la moitié inférieure de l’image, juste en dessous du muscle d’intérêt.
    3. Gain : Assurez-vous que le gain est équilibré par la profondeur de l’image.
    4. Vitesse: Image à la vitesse optimale guidée par l’indicateur (dans la plupart des systèmes, un indicateur de vitesse s’affiche sur le moniteur pendant l’imagerie panoramique).
  14. Une fois que les images de qualité ont été collectées (étape 2.1), appuyez sur la pédale d’interrupteur Imprimer/Stocker ou sur un bouton synonyme du panneau de commande pour enregistrer l’image.
  15. Répétez les étapes 1.13-1.16 jusqu’à ce que 3 images EFOV-US de qualité du muscle soient obtenues.
  16. Répétez les étapes 1.6-1.17 jusqu’à ce que tous les muscles d’intérêt soient obtenus.
  17. Utilisez une serviette pour essuyer doucement le gel de la peau du participant. Ensuite, demandez au participant de rincer la zone de la peau ou d’utiliser une serviette humide pour essuyer la peau exposée au gel. Sec.
  18. Essuyez le gel de la tête du transducteur et désinfectez-
  19. Exportez des images en tant qu’images DICOM non compressées sur un CD-DVD, un lecteur flash ou via le réseau local sur un ordinateur.

2. Détermination de la « qualité » de l’image EFOV-US

  1. Après l’étape 1.13, demandez à l’échographiste d’identifier et d’évaluer la qualité des principales caractéristiques anatomiques du muscle d’intérêt et de son anatomie environnante. Il s’agit d’une évaluation qualitative basée sur les connaissances de l’échogénicité des tissus musculo-squelettiques de l’échogénicaire (capacité d’un tissu à réfléchir les ondes ultrasonores). Pour qu’une image EFOV-US soit considérée comme qualitativement « bonne », les conditions suivantes doivent être respectées :
    1. Dans toute image à axe long d’un muscle, vérifiez que l’échographiste peut clairement identifier le muscle comme une forme hypoéchoïque (sombre) avec des limites hyperéchoïques (brillantes) qui représentent le fascia musculaire profond et superficiel.
    2. Entre les limites musculaires, vérifiez que l’échographiste peut identifier le tissu conjonctif entourant un fascicule musculaire comme des lignes hyperéchoïques (brillantes).
      REMARQUE: Lors de l’imagerie de muscles multi-pennés, l’image doit également contenir le ou les tendons centraux qui apparaissent dans le ventre musculaire, entre le fascia musculaire profond et superficiel, sous la forme d’une structure hyperéchoïque (brillante).
    3. Vérifiez que l’image n’a pas de flexion excessive. Ceci est généralement indiqué par des ombres ou des espaces dans l’image ou une ligne de règle flexible dentelée sur l’image.
  2. S’il manque à l’image une ou plusieurs des structures tissulaires décrites au point 2.1, jugez l’image « qualitativement médiocre » et revenez en mode 2D vivant.

3. Longueur du fascicule musculaire quanitifiant

  1. Pour quantifier la longueur du fascicule musculaire, utilisez ImageJ, une plateforme de traitement d’image open source. ImageJ peut être téléchargé sur https://imagej.net/Downloads.
    REMARQUE: Bien qu’ImageJ soit fréquemment implémenté24,25,31,36,37,38, la quantification de la longueur du fascicule musculaire peut être mesurée à l’aide d’autres logiciels de traitement d’image8,39 ou de codes personnalisés40,41.
  2. Une fois téléchargées, ouvrez les images échographiques en tant qu’images DICOM dans ImageJ en cliquant sur Fichier | Ouvrez et sélectionnez l’image à analyser.
  3. Pour vous assurer que les propriétés de l’image DICOM ont été préservées, cliquez sur l’outil Ligne droite dans le menu Outils et tracez une ligne droite de 0 à 1 cm sur la règle sur le côté de l’image échographique. Ensuite, allez à Analyser | Mesure pour mesurer la ligne faite. Si les propriétés de l’image ont été conservées, la longueur de la ligne droite doit être de 1 cm.
  4. Pour mesurer la longueur des fascicules dans l’image, procédez comme suit.
    1. Faites un clic droit sur l’outil Ligne droite .
    2. Sélectionnez Ligne segmentée.
    3. Déplacez le curseur sur l’image et cliquez à une extrémité du fascicule qui a été choisi pour être mesuré.
      REMARQUE: Ne faites des mesures sur les fascicules que pour que l’ensemble du chemin du fascicule (c’est-à-dire d’une aponévrose à la prochaine aponévrose ou de l’aponévrose au tendon central) puisse être vu de manière convaincante.
    4. Cliquez le long du chemin pour vous assurer que la courbure dans le chemin du fascicule est capturée.
    5. Une fois la fin du chemin du fascicule atteinte, double-cliquez pour terminer la ligne et accédez à Analyser | Mesure pour mesurer la longueur de la ligne.
      REMARQUE: Une nouvelle fenêtre, « Résultats », apparaîtra la première fois qu’une mesure est effectuée. Les valeurs affichées peuvent être gérées dans la fenêtre Résultats en accédant à Résultats | Définir les mesures.
  5. Répétez les étapes 3.4.3 à 3.4.5 jusqu’à ce que plusieurs mesures fascicules soient effectuées dans une seule image.
  6. Enregistrez les mesures des fascicules en cliquant sur Fichier | Enregistrez dans l’onglet résultats ou les valeurs peuvent être copiées et collées dans un autre document/feuille de calcul.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L’échographie à champ de vision étendu (EFOV-US) a été mise en œuvre pour obtenir des images de la longue tête du biceps brachii et du tibialis antérieur chez 4 volontaires sains (tableau 1). La figure 1 montre les images EFOV-US des deux muscles imagées lors de cette séance d’imagerie représentative et met en évidence des aspects importants de chaque image tels que l’aponévrose musculaire, le tendon central, la trajectoire du fascicule, etc. Une fois la séance d’imagerie te...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Étapes critiques du protocole.

Il existe quelques composants essentiels pour obtenir des images EFOV-US de qualité qui donnent des mesures de longueur de fascicule valides et fiables. Tout d’abord, comme indiqué dans la méthode 1.1.2, il est essentiel que l’échographiste prenne le temps de se familiariser avec l’anatomie du muscle imagé ainsi qu’avec les muscles environnants, les os et d’autres structures des tissus mous. Cela améliorera la capacité de l’échographiste à imager...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous tenons à remercier Vikram Darbhe et Patrick Franks pour leurs conseils expérimentaux. Ce travail est soutenu par le Programme de bourses de recherche pour diplômés de la National Science Foundation sous le numéro de subvention. DGE-1324585 ainsi que NIH R01D084009 et F31AR076920. Toutes les opinions, constatations et conclusions ou recommandations exprimées dans ce document sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les points de vue de la National Science Foundation ou des NIH.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Transducteurs linéaires 14L5Système
Acuson S2000
Siemens (système Biodex)Biodex Medical SystemsSystem Pro 4
Skin Marker Medium TipSportSafen/aMulticolore 4 Pack
Gel à ultrasons - Standard 8 onces Non stérile Sans parfum Teinte glacialeMediChoice, Owens & MineureM500812
d’échographie Siemens 10789396 Chaise réglable 10032746 recommandé

Références

  1. Gans, C., Bock, W. J. The functional significance of muscle architecture: a theoretical analysis. Advances in Anatomy, Embryology and Cell Biology. 38, 115-142 (1965).
  2. Gans, C. Fiber architecture and muscle function. Exercise and Sports Sciences Reviews. 10, 160-207 (1982).
  3. Lieber, R. L., Fridén, J. Functional and clinical significance of skeletal muscle architecture. Muscle & Nerve. 23 (11), 1647-1666 (2000).
  4. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  5. Williams, P. E., Goldspink, G. The effect of immobilization on the longitudinal growth of striated muscle fibres. Journal of Anatomy. 116 (1), 45(1973).
  6. Williams, P. E., Goldspink, G. Changes in sarcomere length and physiological properties in immobilized muscle. Journal of Anatomy. 127 (3), 459-468 (1978).
  7. Blazevich, A. J., Cannavan, D., Coleman, D. R., Horne, S. Influence of concentric and eccentric resistance training on architectural adaptation in human quadriceps muscles. Journal of Applied Physiology. 103 (5), 1565-1575 (2007).
  8. Seymore, K. D., Domire, Z. J., DeVita, P., Rider, P. M., Kulas, A. S. The effect of Nordic hamstring strength training on muscle architecture, stiffness, and strength. European Journal of Applied Physiology. 117 (5), 943-953 (2017).
  9. Franchi, M. V., et al. Architectural, functional and molecular responses to concentric and eccentric loading in human skeletal muscle. Acta Physiologica. 210 (3), 642-654 (2014).
  10. Csapo, R., Maganaris, C. N., Seynnes, O. R., Narici, M. V. On muscle, tendon and high heels. The Journal of Experimental Biology. 213 (15), 2582-2588 (2010).
  11. Takahashi, M., Ward, S. R., Marchuk, L. L., Frank, C. B., Lieber, R. L. Asynchronous muscle and tendon adaptation after surgical tensioning procedures. Journal of Bone and Joint Surgery. 92 (3), 664-674 (2010).
  12. Boakes, J. L., Foran, J., Ward, S. R., Lieber, R. L. Case Report: Muscle Adaptation by Serial Sarcomere Addition 1 Year after Femoral Lengthening. Clinical Orthopaedics and Related Research. 456, 250-253 (2007).
  13. Cutts, A., Alexander, R. M., Ker, R. F. Ratios of cross-sectional areas of muscles and their tendons in a healthy human forearm. Journal of Anatomy. 176, 133-137 (1991).
  14. Lieber, R. L., Friden, J. Functional and clinical significance of skeletal muscle architecture. Muscle Nerve. 23, 1647-1666 (2000).
  15. Lieber, R. L., Fazeli, B. M., Botte, M. J. Architecture of Selected Wrist Flexor and Extensor Muscles. Journal of Hand Surgery-American. 15 (2), 244-250 (1990).
  16. Brand, P. W., Beach, R. B., Thompson, D. E. Relative tension and potential excursion of muscles in the forearm and hand. Journal of Hand Surgery. 6 (3), (1981).
  17. Fukunaga, T., Kawakami, Y., Kuno, S., Funato, K., Fukashiro, S. Muscle architecture and function in humans. Journal of Biomechanics. 30 (5), 457-463 (1997).
  18. Kwah, L. K., Pinto, R. Z., Diong, J., Herbert, R. D. Reliability and validity of ultrasound measurements of muscle fascicle length and pennation in humans: a systematic review. Journal of Applied Physiology. 114, 761-769 (2013).
  19. Lieber, R. L., Ward, S. R. Skeletal muscle design to meet functional demands. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1466-1476 (2011).
  20. Franchi, M. V., et al. Muscle architecture assessment: strengths, shortcomings and new frontiers of in vivo imaging techniques. Ultrasound in Medicine & Biology. 44 (12), 2492-2504 (2018).
  21. Cronin, N. J., Lichtwark, G. The use of ultrasound to study muscle-tendon function in human posture and locomotion. Gait & posture. 37 (3), 305-312 (2013).
  22. Weng, L., et al. US extended-field-of-view imaging technology. Radiology. 203 (3), 877-880 (1997).
  23. Adkins, A. N., Franks, P. F., Murray, W. M. Demonstration of extended field-of-view ultrasound's potential to increase the pool of muscles for which in vivo fascicle length is measurable. Journal of Biomechanics. 63, 179-185 (2017).
  24. Noorkoiv, M., Stavnsbo, A., Aagaard, P., Blazevich, A. J. In vivo assessment of muscle fascicle length by extended field-of-view ultrasonography. Journal of Applied Physiology. , (2010).
  25. Nelson, C. M., Dewald, J. P. A., Murray, W. M. In vivo measurements of biceps brachii and triceps brachii fascicle lengths using extended field-of-view ultrasound. Journal of Biomechanics. 49, 1948-1952 (2016).
  26. Fornage, B. D., Atkinson, E. N., Nock, L. F., Jones, P. H. US with extended field of view: Phantom-tested accuracy of distance measurements. Radiology. 214, 579-584 (2000).
  27. Bénard, M. R., Becher, J. G., Harlaar, J., Huijing, P. A., Jaspers, R. T. Anatomical information is needed in ultrasound imaging of muscle to avoid potentially substantial errors in measurement of muscle geometry. Muscle & Nerve. 39 (5), 652-665 (2009).
  28. Pinto, A., et al. Sources of error in emergency ultrasonography. Critical Ultrasound Journal. 5 (1), 1(2013).
  29. Bolsterlee, B., Veeger, H. E. J., van der Helm, F. C. T., Gandevia, S. C., Herbert, R. D. Comparison of measurements of medial gastrocnemius architectural parameters from ultrasound and diffusion tensor images. Journal of Biomechanics. 48 (6), 1133-1140 (2015).
  30. VanHooren, B., Teratsias, P., Hodson-Tole, E. F. Ultrasound imaging to assess skeletal muscle architecture during movements: a systematic review of methods, reliability, and challenges. Journal of Applied Physiology. 128 (4), 978-999 (2020).
  31. Pimenta, R., Blazavich, A. J., Frietas, S. R. Biceps Femoris Long-Head Architecture Assessed Using Different Sonographic Techniques. Medicine & Science in Sports & Exercise. 50 (12), 2584-2594 (2018).
  32. Adkins, A. N., Franks, P. W., Murray, W. M. Demonstration of extended field-of-view ultrasound’s potential to increase the pool of muscles for which in vivo fascicle length is measurable. Journal of Biomechanics. 63, 179-185 (2017).
  33. Norkin, C. C., White, J. D. Measurement Of Joint Motion: A Guide To Goniometry. 5th edn. , F.A. Davis Company. (2016).
  34. Wu, G., et al. ISB recommendation on definitions of joint coordinate system of various joints for the reporting of human joint motion--part I: ankle, hip, and spine. International Society of Biomechanics. Journal of Biomechanics. 35 (4), 543-548 (2002).
  35. Wu, G., et al. ISB recommendation on definitions of joint coordinate systems of various joints for the reporting of human joint motion--Part II: shoulder, elbow, wrist and hand. Journal of Biomechanics. 38 (5), 981-992 (2005).
  36. Franchi, M. V., Fitze, D. P., Raiteri, B. J., Hahn, D., Spörri, J. Ultrasound-derived biceps femoris long-head fascicle length: extrapolation pitfalls. Medicine and Science in Sports and Exercise. 52 (1), 233-243 (2020).
  37. Freitas, S. R., Marmeleira, J., Valamatos, M. J., Blazevich, A., Mil-Homens, P. Ultrasonographic Measurement of the Biceps Femoris Long-Head Muscle Architecture. Journal of Ultrasound in Medicine. 37 (4), 977-986 (2018).
  38. Nelson, C. M., Murray, W. M., Dewald, J. P. A. Motor Impairment-Related Alterations in Biceps and Triceps Brachii Fascicle Lengths in Chronic Hemiparetic Stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. 32 (9), 799-809 (2018).
  39. Alonso-Fernandez, D., Docampo-Blanco, P., Martinez-Fernandez, J. Changes in muscle architecture of biceps femoris induced by eccentric strength training with nordic hamstring exercise. Scandinavian Journal of Medicine & Science in Sports. 28 (1), 88-94 (2018).
  40. Herbert, R. D., et al. In vivo passive mechanical behaviour of muscle fascicles and tendons in human gastrocnemius muscle-tendon units. The Journal of Physiology. 589 (21), 5257-5267 (2011).
  41. Jakubowski, K. L., Terman, A., Santana, R. V. C., Lee, S. S. M. Passive material properties of stroke-impaired plantarflexor and dorsiflexor muscles. Clinical Biomechanics. 49, 48-55 (2017).
  42. Ward, S. R., Eng, C. M., Smallwood, L. H., Lieber, R. L. Are Current Measurements of Lower Extremity Muscle Architecture Accurate. Clinical Orthopaedics and Related Research. 467 (4), 1074-1082 (2009).
  43. Pillen, S., van Alfen, N. Skeletal muscle ultrasound. Neurological Research. 33 (10), 1016-1024 (2011).
  44. Scott, J. M., et al. Panoramic ultrasound: a novel and valid tool for monitoring change in muscle mass. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 8 (3), 475-481 (2017).
  45. Silbernagel, K. G., Shelley, K., Powell, S., Varrecchia, S. Extended field of view ultrasound imaging to evaluate Achilles tendon length and thickness: a reliability and validity study. Muscles, Ligaments and Tendons Journal. 6 (1), 104(2016).
  46. Lichtwark, G. A., Bougoulias, K., Wilson, A. M. Muscle fascicle and series elastic element length changes along the length of the human gastrocnemius during walking and running. Journal of Biomechanics. 40 (1), 157-164 (2007).
  47. Farris, D. J., Sawicki, G. S. Human medial gastrocnemius force-velocity behavior shifts with locomotion speed and gait. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (3), 977-982 (2012).
  48. Bolsterlee, B., Gandevia, S. C., Herbert, R. D. Effect of Transducer Orientation on Errors in Ultrasound Image-Based Measurements of Human Medial Gastrocnemius Muscle Fascicle Length and Pennation. PLoS ONE. 11 (6), (2016).
  49. Adkins, A. N., Dewald, J. P. A., Garmirian, L., Nelson, C. M., et al. Serial sarcomere number is substantially decreased within the paretic biceps brachii in chronic hemiparetic stroke. bioRxiv. , (2020).
  50. Pang, B. S., Ying, M. Sonographic measurement of Achilles tendons in asymptomatic subjects. Journal of Ultrasound in Medicine. 25 (10), 1291-1296 (2006).
  51. Ryan, E. D., et al. Test-retest reliability and the minimal detectable change for achilles tendon length: a panoramic ultrasound assessment. Ultrasound in Medicine & Biology. 39 (12), 2488-2491 (2013).
  52. Noorkoiv, M., Nosaka, K., Blazevich, A. J. Assessment of quadriceps muscle cross-sectional area by ultrasound extended-field-of-view imaging. European Journal of Applied Physiology. 109 (4), 631-639 (2010).
  53. Franchi, M. V., Fitze, D. P., Hanimann, J., Sarto, F., Spörri, J. Panoramic ultrasound vs. MRI for the assessment of hamstrings cross-sectional area and volume in a large athletic cohort. Scientific Reports. 10 (1), 14144(2020).
  54. Yerli, H., Eksioglu, S. Y. Extended Field-of-View Sonography: Evaluation of the Superficial Lesions. Canadian Association of Radiologists Journal. 60 (1), 35-39 (2009).
  55. Kim, S. H., Choi, B. I., Kim, K. W., Lee, K. H., Han, J. K. Extended Field-of-View Sonography. Journal of Ultrasound in Medicine. 22 (4), 385-394 (2003).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Imagerie du muscle squelettiqueacquisition d'images échographiqueslogiciel d'analyse d'imagesmesure de l'angle articulaireidentification des repères anatomiquesimagerie du tibialis anteriorimagerie du biceps brachiiévaluation de la qualité de l'image
Obtention d’images échographiques à champ de vision étendu de qualité du muscle squelettique pour mesurer la longueur du fascicule musculaire
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.