Article de méthode

Fractionnement de la biomasse lignocellulosique à l’aide du procédé OrganoCat

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DOI :

10.3791/61933

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5 juin 2021

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1Institut für Bio- und Geowissenschaften, Pflanzenwissenschaften (IBG-2), Forschungszentrum Jülich

Dans cet article

Résumé

OrganoCat est une méthode de prétraitement et de fractionnement de la lignocellulose dans des conditions douces en lignine, sucres fermentescibles et pulpe de cellulose. Dans un système de solvant biogénique et biphasique composé d’eau et de 2-méthyltétrahydrofurane avec de l’acide 2,5-furancarboxylique comme catalyseur, les produits OrganoCat sont séparés in situ pour une récupération simple du produit.

Résumé

Le passage d’une économie basée sur le pétrole à une économie plus durable et biosourcé nécessite le développement de nouveaux concepts de raffinerie pour maintenir l’approvisionnement en matières premières et en énergie. Pour ces concepts de bioraffinerie nouveaux et durables, il est important d’utiliser des catalyseurs et des solvants qui sont alignés sur les principes de la chimie verte. Par conséquent, la mise en œuvre d’alternatives biogènes peut être une solution prometteuse. Le procédé de prétraitement et de fractionnement de la lignocellulose présenté ici -OrganoCat- est un fractionnement intégré de la lignocellulose dans ses principaux composants en utilisant des acides biogéniques tels que l’acide 2,5-furandicarboxylique comme catalyseur. Les hémicelluloses et autres polysaccharides non cellulosiques sont dépolymérisés sélectivement par l’acide dilué et dissous, tandis que la cellulose cristalline reste dans la pulpe solide. En présence d’une seconde phase organique constituée de 2-méthyltétrahydrofurane biogénique, la lignine démêlée est extraite in situ. Le processus permet le fractionnement efficace des trois principaux composants: la lignine, la cellulose et les sucres non cellulosiques. Cela permet de se concentrer sur la qualité de la lignine, l’amélioration de l’hydrolyse enzymatique de la pulpe enrichie en cellulose et l’extraction douce du sucre non cellulosique avec une faible dégradation.

Introduction

L’utilisation des ressources fossiles a apporté de grandes avancées technologiques car elles constituent la base de nombreux produits essentiels à la vie quotidienne. Cependant, la limitation des ressources telles que le pétrole et le gaz sur terre et les dommages environnementaux liés à leur exploitation créent un besoin urgent d’alternatives. La biomasse lignocellulosique est une source prometteuse de produits chimiques à base de carbone, car elle est renouvelable, polyvalente et neutre en carbone1. La lignocellulose se compose essentiellement de trois fractions principales à utiliser: les hémicelluloses, la cellulose et la lignine. Son traitement industriel a une longue histoire. Cependant, les procédés établis et répandus, tels que les procédés sulfite et Kraft de l’industrie papetière, se concentrent principalement sur la cellulose pour une utilisation dans l’industrie des pâtes etpapiers 2. Une valorisation complète des trois fractions lignocellulosiques est nécessaire pour rendre le traitement de la lignocellulose vers les produits chimiques plus rentable d’un point de vue économique et environnemental.

Dans de nombreuses stratégies de valorisation de la lignocellulose, la lignine est un simple sous-produit qui est souvent brûlé pour la récupération d’énergie. Actuellement, seulement 1 à 2% de la lignine produite industriellement est utilisée pour produire des produits à valeur ajoutée tels que des additifs pour béton, des tensioactifs et de la vanilline3. Néanmoins, c’est la plus grande source renouvelable d’aromatiques et possède donc des propriétés prometteuses pour une application comme base pour les polymères4,les fibres de carbone5et le carburant2. Les défis de la valorisation de la lignine résident dans sa structure complexe et sa diversité, en fonction du matériau source et des conditions d’extraction. De plus, en raison de leurs conditions de processus, les procédés de fractionnement de la lignocellulose les plus répandus fournissent de la lignine sulfonée avec un nombre élevé de liaisons C-C entre les unités monomères. Par conséquent, la lignine disponible dans le commerce est difficile à dépolymeriser.

Une gamme d’approches différentes, axées sur l’utilisation holistique des trois fractions, a été développée pour le fractionnement de la lignocellulose. La plupart des procédés reposent sur l’hydrolyse de l’hémicellulose, soit avec des acides et des bases dilués, soit en utilisant l’autoprotolyse de l’eau à des températures élevées. Comme l’une des options les plus explorées, les procédés organosolv utilisent des solvants organiques à faible ébullition, généralement en combinaison avec de l’eau. Les variantes bien connues de ce processus comprennent le procédé Alcell, qui utilise 50% d’éthanol, et le processus Organocell, qui utilise du méthanol dans la première étape et ajoute du NaOH dans la deuxième étape. Les processus organosolv acides qui utilisent de l’acide formique ou acétique sont également décrits2. En raison de l’accent mis récemment sur la valorisation de la lignine en tant que produit majeur de bioraffinerie, de nouvelles approches ont été développées, qui combinent l’extraction de la lignine avec des étapes de conversion ultérieures ou intégrées pour produire des composés de lignine plus petits et des produits plus stables et plus précieux6,7,8.

Le procédé de fractionnement de la lignocellulose OrganoCat (OrganoCat) est basé sur un système biphasé d’eau et de 2-méthyltétrahydrofurane (2-MTHF)9. De plus, un acide organique recyclable est utilisé comme catalyseur, qui hydrolyse sélectivement les hémicelluloses à des températures douces. Tous les produits chimiques de procédé peuvent être produits de manière relativement peu coûteuse et biogénique, ce qui réduit l’impact environnemental du processus conformément aux principes de la chimieverte 10. Le procédé fournit trois flux de produits distincts avec de la lignine dans la phase organique, des sucres d’hémicellulose dépolymérisés dans la phase aqueuse et de la pâte enrichie en cellulose comme résidu solide. Comme les flux de produits peuvent être facilement séparés, les étapes en aval, la demande d’énergie et les coûts des matériaux peuvent être considérablement réduits par rapport, par exemple, aux approches monophasiques. La lignine a un poids moléculaire relativement faibleet un nombre élevé de liaisons β-O-411. Les sucres d’hémicellulose dépolymérisés peuvent être utilisés pour la fermentation ou la conversion en produits chimiques fins12. La pâte de cellulose est très accessible pour la dépolymérisation enzymatique9.

Le procédé organoCat original utilise l’acide oxalique comme catalyseur pour fractioner la lignocellulose. L’acide oxalique peut ensuite être récupéré par cristallisation9. Cependant, cela augmente les coûts de processus de refroidissement de la réaction et d’évaporation partielle de l’eau. La décomposition partielle de l’acide oxalique diminuerait encore les revenus13. Pour cette raison, le procédé OrganoCat a été amélioré en introduisant de l’acide 2,5-furandicarboxylique (FDCA) comme catalyseur11. Le FDCA est non seulement suffisamment acide pour catalyser la réaction, mais peut également être dérivé du glucose par déshydratation en 5-hydroxyméthylfurfural et oxydation ultérieure avec des catalyseurs à base de métaux ou des biocatalyseurs14,15,16,17. Bien que l’acidité du FDCA soit légèrement inférieure, il a une stabilité thermique plus élevée que l’acide oxalique. Le FDCA a une faible solubilité dans l’eau à température ambiante, ce qui permet sa récupération directe de la phase aqueuse après la réaction.

Une mise à l’échelle du procédé OrganoCat a été développée avec succès pour un réacteur de 3 L18. Des études supplémentaires sur la lignine OrganoCat ont révélé que les précipitations antisolvantes avec n-hexane ou n-pentanepermettent une récupération de lignine économe en énergie19. Il était possible d’obtenir des fractions de lignine de poids moléculaires différents20. Cet article présente la méthode de préparation complète pour un processus de fractionnement évolutif en une étape de la biomasse lignocellulosique utilisant le FDCA comme catalyseur. Ce processus produit de la lignine extraite, des hémicelluloses dépolymérisées et de la pâte de cellulose dans trois flux de produits facilement séparables.

Protocole

REMARQUE: Le processus peut être interrompu à tout moment en laissant les échantillons à température ambiante (pendant quelques jours) ou au réfrigérateur (pendant de plus longues périodes). Voir le Tableau des matériaux pour plus de détails sur les matériaux utilisés dans ce protocole.

1. Particules de bois de hêtre

  1. Générez la taille de particules souhaitée de bois de hêtre (Fagus sp.) à l’aide d’un broyeur avec un tamis de 10 mm et séchez les particules à 50 ° C à masse constante (~ 24 h), en laissant une teneur en humidité résiduelle d’environ 10% d’eau.

2. Fractionnement lignocellulosique et bilan

  1. Prétraitement et fractionnement de la lignocellulose
    1. Suspendre 500 mg de particules de bois de hêtre (Fagus sp.) et 78,0 mg (0,5 mmol, 0,1 M) de FDCA dans 5 mL d’eau ultrapure à température ambiante dans un réacteur haute pression en acier inoxydable de 25 mL. Ajouter 5 mL de 2-MTHF et une barre d’agitation à la suspension, puis fermer le réacteur. Chauffer le réacteur à 160 °C sur une plaque chauffante à une vitesse d’agitation de 1500 tr/min pendant 1 h.
    2. Laissez la réaction refroidir à température ambiante dans de l’eau glacée sur une période d’environ 10 min. Ouvrir le réacteur, ajouter 52,5 μL de solution de NaOH (50 % en poids de NaOH dans de l’eau distillée) et remuer pendant 15 min à température ambiante et 500 tr/min sur une plaque d’agitation.
  2. Isolement de la phase organique et quantification de la lignine
    1. Centrifuger le mélange (température ambiante, 5 min, 1880 × g). Utilisez une pipette pour transférer la phase organique (2-MTHF) dans une fiole à fond rond de 50 mL.
    2. Évaporer la phase organique dans un évaporateur rotatif (40 °C, 200 tr/min, 180 mbar) jusqu’à l’obtention d’une fraction de lignine solide et sèche. Déterminer le rendement en lignine en pesant avec une balance analytique. Conservez la lignine solide à température ambiante pour une analyse plus approfondie.
  3. Séparation de la pâte solide enrichie en cellulose et de la phase aqueuse
    1. Filtrer la phase aqueuse à l’aide d’un papier filtre à la cellulose (taille des pores de 17 à 30 μm) dans un entonnoir pour isoler la pâte enrichie en cellulose et transférer la phase aqueuse dans un flacon de 5 mL. Laver la pulpe jusqu’à un pH neutre avec 3 x 25 mL d’eau et conserver la solution de lavage séparément dans un bécher de 100 mL. Sécher la pulpe à 80 °C à masse constante (~24 h).
    2. Déterminer le rendement en pâte séchée en pesant avec une balance analytique.
  4. Récupération FDCA et isolement de la phase aqueuse
    1. Ajuster le pH de la phase aqueuse et de la solution de lavage de l’étape 2.3 séparément sous agitation constante à pH 1 à l’aide de HCl concentré tout en refroidissant la solution dans un bain de glace. Contrôlez le pH à l’aide d’un papier indicateur universel.
    2. Filtrer le solide précipité (FDCA) des deux solutions, combiner les résidus et sécher à 80 °C à masse constante (~24 h). Jetez les lavages. Déterminez le rendement FDCA en pesant avec une balance analytique.
    3. Transférer la phase aqueuse dans une fiole de 25 mL et la conserver à 4 °C pour analyse.
  5. Préparation de l’échantillon pour la quantification du furfural
    1. Effectuez une expérience distincte pour déterminer la quantité de furfural. Répétez les étapes 2.1.1 à 2.2.1.
    2. Ajouter 40 mg de n-décane comme étalon interne à la fraction de solvant organique collectée et conserver pour analyse.

3. Analyse

  1. Analyse du sucre en phase aqueuse par chromatographie anion-échange haute performance avec détection ampérométrique pulsée (HPAEC-PAD)
    1. Diluer 10 μL de la phase aqueuse recueillie à l’étape 2.4.3 avec 190 μL d’eau distillée. Ajouter 10 μL de 2 mM de 2-désoxy-D-glucose à l’échantillon dilué.
    2. Effectuer la séparation des monosaccharides sur une colonne de séparateur de monosaccharides avec un débit de 0,5 mL∙min-1, et injecter l’échantillon après équilibrage avec 2 mM NaOH pendant 10 min. Séparer les sucres neutres avec 2 mM de NaOH sur 18 min. Ensuite, utilisez 550 mM de NaOH pendant 10 min pour séparer les acides uroniques. Rincer la colonne avec 800 mM de NaOH pendant 10 min.
      REMARQUE: Le logiciel normalise les quantités de monosaccharides à la quantité de l’étalon interne et les quantifie en utilisant des courbes d’étalonnage standard des différents monosaccharides.
  2. Analyse de la lignine via 1H-13C hétéronucléaire à corrélation quantique unique résonance magnétique nucléaire(RMN 1H-13 C-HSQC)
    1. Dissoudre ~50 mg de lignine dans 0,5 mL de diméthylsulfoxyde deutéré ([d6]DMSO), et transférer le mélange dans un tube RMN. Effectuez desmesures RMNH-13C HSQC (temps de mesure 220 min) à l’aide d’un spectromètre de 400 MHz.
    2. Déterminer les types de liaisons présentes dans la lignine à l’aide du spectre.
      1. Référencer le décalage chimique du spectre au signal DMSO (δ(1H) = 2,500 ppm; δ(13C) = 39,52 ppm).
      2. Effectuez une correction de phase manuelle sur les deux axes jusqu’à ce que tous les signaux soient positifs, puis effectuez une correction de ligne de base.
      3. Intégrer les signaux des unités aromatiques et les liaisons de la lignine; voir le tableau 1 pour les changements chimiques.
    3. Calculer la somme des unités aromatiques (arom.) en utilisant la formule suivante:
      Σ(arom.) = (S2,6 / 2) + ((G2 + G5) / 2) + (H2,6 / 2) (1)
      Avec Si étant l’intégrale sur le signal correspondant aux protons syringyliques 2 et 6, Gi étant les intégrales sur les signaux correspondant aux protons guaiacyle 2 et 5, et Hi étant l’intégrale sur le signal correspondant aux protons 2 et 6 p-hydroxyphényle.
    4. Calculez le pourcentage de chaque unité à l’aide des formules suivantes :
      S = (S2,6/ 2) / Σ(arom.) × 100% (2)
      G = ((G2 + G5) / 2) / Σ(arom.) × 100% (3)
      H = (H2,6 / 2) / Σ(arom.) × 100% (4)
      S, G et H étant les pourcentages respectifs d’unités monomères-syringyl- (S), guaiacyl- (G) et p-hydroxyphényl(H)-monomères respectives pour 100 unités monomères.
    5. Calculez le nombre de liaisons par 100 unités à l’aide des formules suivantes :
      β-O-4 liaisons = α β-O-4 / Σ(arom.) × 100% (5)
      liens = (α β-β + β β-β + γ β-β) / Σ(arom.) × 100% (6)
      liaisons = (α β-5 + β β-5 + γ β-5) / Σ(arom.) × 100% (7)
      Avec α, β et γ étant l’intégrale sur le signal correspondant aux signaux α, β et γ-protons des liaisons correspondantes β-O-4-, β-β- et β-5.
      REMARQUE : Les liaisons sont données comme liaison par 100 unités monomères. En raison du chevauchement des pics,β-O-4est calculé en utilisant uniquement le signal proton α. β-β et β-5 sont calculés à l’aide de tous les signaux de la liaison correspondante.
  3. Analyse par chromatographie par perméation sur gel (GPC)
    1. Dissoudre 10 mg de lignine séchée et 1 mg de glucose (comme étalon interne) dans 1 mL d’une solution aqueuse de NaOH de 0,1 M et deNaN3 à 0,01 % en poids dans un flacon de chromatographie en phase gazeuse (CG) de 1,5 mL. Fermez le flacon GC à l’aide d’un capuchon avec septum.
    2. Injecter 100 μL de l’échantillon dans un système de chromatographie liquide à haute performance (CLHP) équipé d’un détecteur ultraviolet et surveillant une longueur d’onde de λ = 280 nm. Utilisez un système composé d’un système d’injecteur à température fractionnée/splitless à température programmée de précolonne avec de la silice polaire (8 mm x 50 mm) et de trois colonnes de gel (8 mm x 300 mm, diamètre des particules: 5 μm, largeur nominale des pores: 1000 Å) à un débit de 1 mL min-1. Référencez les données obtenues au signal de l’étalon interne (glucose). Calculez la distribution de masse à l’aide du logiciel, référencé à un étalonnage externe avec du poly(sulfonate de styrène) dans une plage de 266 à 65000 Da.
  4. Furfural quantification via GC
    1. Ajouter 20 mg de n-décanecomme étalon interne à la phase organique du prétraitement OrganoCat. Transférer 1 mL de la phase organique dans un flacon de GC de 1,5 mL.
    2. Injecter 1 μL de cette solution dans un chromatographe en phase gazeuse à l’aide d’une colonne de 30 m avec une phase stationnaire polaire de polyuréthane glycol et de l’hélium comme gaz porteur avec un débit de 1,5 mL min-1 et un détecteur à ionisation de flamme. Réglez la température initiale à 50 °C, puis augmentez de 8 °C min-1 à 250 °C et maintenez-la à 250 °C pendant 5 min.
    3. Quantifier le furfural à l’aide des intégrales (Int) données par le logiciel et d’un facteur de correction calculé en externe (cf).
      1. Préparer un échantillon de 1 mg de furfural et 5 mg de n-décanedans 1 mL de 2-MTHF et l’injecter dans le GC en utilisant la procédure susmentionnée. Calculez le facteur de correction comme suit :
        cf = (Int(n-décane) / m(n-décane)) / (Int(furfural) / Int(furfural)) (8)
      2. Utilisez le facteur de correction pour calculer la quantité de furfural dans l’échantillon inconnu avec la formule suivante :
        m(furfural) = m(n-décane) / Int(n-décane) × cf × Int(furfural) (9)
  5. Hydrolyse de la pâte enrichie en cellulose
    1. Effectuer l’hydrolyse de la pâte de résidus enrichis en cellulose obtenus à partir du prétraitement OrganoCat dans un bloc chauffant avec mélange (voir la Table des matériaux)à l’aide de flacons de 1,5 mL.
    2. Ajouter 20 mg de pâte enrichie en cellulose et 10 μL de cellulase (60 unités de papier filtre (FPU)mL-1 et 82 unités de cellobiase (CBU) mL-1) à 1 mL de tampon de citrate (pH = 4,5) dans un flacon de 1,5 mL, et agiter à 50 °C pendant 0 h, 1 h ou 72 h. Ensuite, chauffer les échantillons à 99 °C pendant 10 min pour dénaturer les enzymes.
    3. Déterminez la concentration de glucose à l’aide d’un kit de dosage du glucose (hexokinase).

Résultats

Un ensemble typique de conditions pour le procédé de prétraitement et de fractionnement de la lignocellulose OrganoCat (OrganoCat) utilise 0,1 M de FDCA comme catalyseur, une charge de biomasse de 100 gL-1 (bois de hêtre, par rapport à la phase aqueuse), 1 h de temps de réaction et 160 °C comme température de réaction. La composition du bois de hêtre a été publiéeailleurs 21 (~48% de cellulose, 27% d’hémicellulose, 26% de lignine). La figure 1 montre l’hydrolysat d’hémicellulose extrait dans cet ensemble de conditions ainsi qu’un temps de réaction plus long (3 h) et une température plus basse (140 °C).

L’utilisation de conditions plus difficiles, par exempleune température plus élevée et un temps de réaction plus long, pourrait entraîner des rendements d’extraction plus élevés, mais aussi une plus grande dégradation des produits - le furfural est un produit de dégradation du xylose, tandis que le 5-(hydroxyméthyl)furfural (5-HMF) est le produit de dégradation correspondant du glucose. Une plus grande quantité de furfural a été notée dans les produits (répartis entre les phases aqueuse et organique) avec un temps de réaction de 3 h à 160 °C. Comme les produits de dégradation du sucre sont très réactifs et ont tendance à former des humines-oligomères de furanes et de sucres - le temps de réaction plus court à une température plus élevée pourrait être considéré comme un bon compromis entre une efficacité d’extraction élevée et une faible dégradation du sucre.

La quantité de lignine extraite est également directement liée à la température et au temps de réaction. La figure 2 montre la quantité de lignine extraite, la teneur en liaison β-O-4 et les masses molaires moyennes en masse des lignines extraites. Alors que le rendement en lignine extraite augmente avec untemps de réaction plus long, le nombre de liaisons β-O-4 intactes diminue d’environ la moitié lorsqu’il réagit pendant 3 h au lieu de 1 h. L’abaissement de la température de réaction de 160 °C à 140 °C a un impact beaucoup plus faible sur lalignine, ce qui se traduit par un rendement légèrement inférieur, une masse molaire moyenne de masse plus petite et une teneur en β-O-4 plus élevée.

Comme l’hydrolyse enzymatique de la (lingo-)cellulose est un indicateur courant de l’efficacité de la mise en pâte, un cocktail de cellulose commercial a été appliqué aux différentes pulpes OrganoCat résultant des ensembles de conditions de réaction OrganoCat mentionnés ci-dessus (Figure 3). Comme la cellulase n’est pas optimisée pour les substrats, la conversion globale de la cellulose n’est pas comparable à la performance de pointe; cependant, il permet de comparer les différentes pulpes les unes aux autres. Le temps de réaction plus long présente un impact significatif sur le temps de réaction initial et le rendement en glucose après 72 h, s’améliorant d’un facteur d’environ 2,5. L’abaissement de la température semble montrer un impact beaucoup plus faible, ce qui implique que le principal facteur à l’origine des différences de digestibilité enzymatique au sein de ce traitement est le degré de déliignification.

figure-results-1
Figure 1: Extraction du sucre et production de furfural dans le procédé OrganoCat avec 0,1 M d’acide 2,5-furandicarboxylique comme catalyseur et 100 g de bois de hêtreL-1 (par rapport à la phase aqueuse) à différentes températures et temps de réaction comme indiqué sur l’axe des x11. Toutes les expériences ont été réalisées en trois exemplaires. La moyenne est indiquée avec l’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2: Quantité et analyse de la lignine extraite par procédé OrganoCat avec 0,1 M d’acide 2,5-furandicarboxylique comme catalyseur et 100 gL-1 de bois de hêtre (par rapport à la phase aqueuse) à différentes températures et temps de réaction comme indiqué sur l’axe des x11. Les rendements en lignine ont été calculés en trois exemplaires. La moyenne est indiquée avec l’écart-type. La masse moléculaire et les liens ont été dérivés d’expériences uniques représentatives. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3: Hydrolyse enzymatique des pâtes. Le glucose produit après 72 h (barres bleues) et les vitesses de réaction dans la première heure (barres grises) de l’hydrolyse du bois de hêtre non traité et des pâtes enrichies en cellulose obtenues à partir d’OrganoCat avec 0,1 M d’acide 2,5-furandicarboxylique comme catalyseur et 100 gL-1 de bois de hêtre (par rapport à la phase aqueuse) à différentes températures et temps de réaction indiqués sur l’axe des x. La cellulase a été appliquée sur les différents substrats à 50 °C jusqu’à 72 h dans un tampon contrit (pH 4,5)11. Toutes les expériences ont été réalisées en trois exemplaires. La moyenne est indiquée avec l’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

UnitéDécalage δ (1H)(13C)LiaisonDécalage δ (1H)(13C)
[ppm][ppm]
S2,6 (6.95–6.46) (106.8–101.9)α β-O-4(5.08–4.69) (75.8–69.9)
G2 (7.12–6.72) (113.4–108.7)α β-β(4.72–4.58) (87.46–84.0)
G5 (7.04–6.51) (117.8–113.4)β β-β(3.35–3.11) (62.0–57.9)
H2,6 (7.01–6.8) (129.1–123.2)γ β-β 1(4.26–4.09) (73.0–70.0)
γ β-β 2(3.87–3.71) (73.0–70.0)
α β-5(5.51–5.41) (88.8–86.6)
β β-5(3.52–3.42) (54.0–52.1)
γ β-5(3.80–3.67) (64.1–62.1)

Tableau 1 : Décalages chimiques déterminés par résonance magnétique nucléaire à corrélation quantique unique hétéronucléaire 1H-13C (RMN1H-13C-HSQC) pour différentes liaisons dans la lignine. Abréviations : S = unité syringyle, G = unité guaiacyle, H = unité p-hydroxyphényle.

Discussion

Le fractionnement décrit de la lignocellulose montre un compromis entre l’efficacité de l’hydrolyse de l’hémicellulose et la sélectivité pour éviter la dégradation du sucre en furanes, en fonction du temps de réaction et de la température (Figure 1). L’extraction de la lignine a également été affectée par les conditions plus difficiles. En particulier, la réductiondes liaisons β-O-4 et l’amélioration du poids moléculaire moyen de masse due à la recondensation à une température et à un temps de réaction plus élevés soulignent ce compromis qui doit être fait. Le choix du temps de réaction et de la température est donc une étape critique dans ce processus de fractionnement de la lignocellulose. Comme l’efficacité de l’hydrolyse enzymatique semble être principalement déterminée par la déliignification dans le procédé OrganoCat catalysé par fdCA, les conditions de traitement les plus difficiles offrent la pâte la plus accessible. D’autres variations du procédé9,11,18,22, par exemple, en utilisant différents catalyseurs, montrent que la force du catalyseur et le pH final dans la solution réactive ont l’effet le plus fort sur l’efficacité du processus. Il a été démontré que les modifications de la procédure, par exemplela présopation avec de l’acide phosphorique, ont également un effet bénéfique22. En raison de la variété de composition, cependant, le processus doit être optimisation, en fonction des différentes matières premières21. Compte tenu de la performance globale du processus, la purification en aval des fractions séparées doit être prise en compte, c’est pourquoi la sélectivité joue un rôle majeur. Comparé à d’autres processus de type organosolv, OrganoCat utilise un système biphasique eau / 2-MTHF, qui offre les principaux composants dans trois flux relativement simples et séparés. De cette façon, plus en aval et les coûts d’énergie et d’équipement qui en résultent peuvent êtreréduits13,18.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ces travaux ont été réalisés dans le cadre du Cluster of Excellence « Tailor-Made Fuels from Biomass » et du « Fuel Science Center », qui sont financés par l’Initiative d’excellence de la Fondation allemande pour la recherche visant à promouvoir la science et la recherche dans les universités allemandes, ainsi que dans le cadre du Bioeconomy Science Center (BioSC), soutenu dans le projet AP³ Focus Lab. Les activités scientifiques du Bioeconomy Science Center ont été soutenues financièrement par le ministère de l’Innovation, de la Science et de la Recherche dans le cadre du NRW Strategieprojekt BioSC (n° 313/323-400-002 13).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Le système HPLC 1200Agilentn.a.a été utilisé pour la chomatogaphaphie d’exclusion stérique
Acide 2,5-furandicarboxyliqueTCI Deutschland GmbHF0710Pureté :  ; >98,0 %(T)(HPLC)
2-méthyltétrahydrofuraneCarl Roth GmbH6845.4SOLVAGREEN  ; &ge ; 99 %,
Accellerase 1500Fourni par Genencor (60  ; FPU  ; mL-1 et 82  ; CBU  ; mL-1 ; 2300 AE Leiden, Pays-Bas)n.a.cellulasepour l’hydrolyse de la pâte
à papier bois de hêtre (Fagus sp.)fournisseur localn.a.BioTek
Power Wave HT Spectromètre UV-VisBioTek Allemagne, 74177 Bad Friedrichshall, AllemagneBT-RPRWI
Bruker AS400 (400  ; MHz) SpectromètreBruker, Billerica, MA 01821, USAn.a.AnalyseHSQC-RMN
Colonne CarboPac PA20 Colonneséparatrice monosaccharidique Dionex302747pour chromatographie échangeuse d’anions haute performance
centrifugeuse 5430 REppendorf5428000610
Focus GCThermo Fischern.a.chromatographeen phase gazeuse
Dosage du glucose (hexokinase) kitSigma-AldrichGAHK20-1KT
GPC- précolonne PSS PolarSil en DMAcPSS Polymer Strandards Service GmbHPSA080505précolonne avec silice polaire (8 x 50 mm)
HP-INNOcolonne de cire 30 mAgilent J & W19091N-213IEColonne GC avec un polyéthylène glycol polaire phase stationnaire
PSS MCXPSS Polymer Strandards Service GmbH  ; MCA0830051E3colonnes de gel (8 x 300 mm, diamètre des particules : 5 & micro ; m, largeur nominale des pores : 1000 & Aring ;
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Références

  1. Isikgor, F. H., Becer, C. R. Lignocellulosic biomass: a sustainable platform for the production of bio-based chemicals and polymers. Polymer Chemistry. 6 (25), 4497-4559 (2015).
  2. Azadi, P., Inderwildi, O. R., Farnood, R., King, D. A. Liquid fuels, hydrogen and chemicals from lignin: A critical review. Renewable & Sustainable Energy Reviews. 21, 506-523 (2013).
  3. Aro, T., Fatehi, P. Production and application of lignosulfonates and sulfonated lignin. ChemSusChem. 10 (9), 1861-1877 (2017).
  4. Kai, D., et al. Towards lignin-based functional materials in a sustainable world. Green Chemistry. 18 (5), 1175-1200 (2016).
  5. Fang, W., Yang, S., Wang, X. -L., Yuan, T. -Q., Sun, R. -C. Manufacture and application of lignin-based carbon fibers (LCFs) and lignin-based carbon nanofibers (LCNFs). Green Chemistry. 19 (8), 1794-1827 (2017).
  6. Linger, J. G., et al. Lignin valorization through integrated biological funneling and chemical catalysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (33), 12013-12018 (2014).
  7. Liao, Y., et al. A sustainable wood biorefinery for low-carbon footprint chemicals production. Science. 367 (6484), 1385-1390 (2020).
  8. Galkin, M. V., Samec, J. S. M. Lignin valorization through catalytic lignocellulose fractionation: a fundamental platform for the future biorefinery. ChemSusChem. 9 (13), 1544-1558 (2016).
  9. vom Stein, T., et al. From biomass to feedstock: one-step fractionation of lignocellulose components by the selective organic acid-catalyzed depolymerization of hemicellulose in a biphasic system. Green Chemistry. 13 (7), 1772-1777 (2011).
  10. Anastas, P. T. Meeting the challenges to sustainability through green chemistry. Green Chemistry. 5 (2), 29-34 (2003).
  11. Weidener, D., et al. One-step lignocellulose fractionation by using 2,5-furandicarboxylic acid as a biogenic and recyclable catalyst. ChemSusChem. 11 (13), 2051-2056 (2018).
  12. vom Stein, T., Grande, P. M., Leitner, W., Domínguez de María, P. Iron-catalyzed furfural production in biobased biphasic systems: from pure sugars to direct use of crude xylose effluents as feedstock. ChemSusChem. 4 (11), 1592-1594 (2011).
  13. Viell, J., Harwardt, A., Seiler, J., Marquardt, W. Is biomass fractionation by Organosolv-like processes economically viable? A conceptual design study. Bioresource Technology. 150, 89-97 (2013).
  14. Ait Rass, H., Essayem, N., Besson, M. Selective aerobic oxidation of 5-HMF into 2,5-furandicarboxylic acid with Pt catalysts supported on TiO2 - and ZrO2 -based supports. ChemSusChem. 8 (7), 1206-1217 (2015).
  15. Yi, G., Teong, S. P., Zhang, Y. Base-free conversion of 5-hydroxymethylfurfural to 2,5-furandicarboxylic acid over a Ru/C catalyst. Green Chemistry. 18 (4), 979-983 (2016).
  16. Ardemani, L., et al. Solid base catalysed 5-HMF oxidation to 2,5-FDCA over Au/hydrotalcites: fact or fiction. Chemical Science. 6 (8), 4940-4945 (2015).
  17. Domínguez de María, P., Guajardo, N. Biocatalytic valorization of furans: opportunities for inherently unstable substrates. ChemSusChem. 10 (21), 4123-4134 (2017).
  18. Grande, P. M., et al. Fractionation of lignocellulosic biomass using the OrganoCat process. Green Chemistry. 17 (6), 3533-3539 (2015).
  19. Holtz, A., et al. Process development for separation of lignin from OrganoCat lignocellulose fractionation using antisolvent precipitation. Separation and Purification Technology. 236, 116295(2020).
  20. Weidener, D., et al. Lignin precipitation and fractionation from OrganoCat pulping to obtain lignin with different sizes and chemical composition. Molecules. 25 (15), 3330(2020).
  21. Weidener, D., et al. Multiscale analysis of lignocellulose recalcitrance towards OrganoCat pretreatment and fractionation. Biotechnology for Biofuels. 13 (1), 155(2020).
  22. Weidener, D., et al. Lignocellulose fractionation using recyclable phosphoric acid: lignin, cellulose, and furfural production. ChemSusChem. 14 (3), 909-916 (2020).

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