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Article de méthode

Imagerie calcique in vivo des réponses des neurones ganglionnaires géniculés de souris aux stimuli gustatifs

4.7K vues

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DOI :

10.3791/62172

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11 février 2021

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Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici comment exposer le ganglion géniculé d’une souris de laboratoire vivante et anesthésiée et comment utiliser l’imagerie calcique pour mesurer les réponses d’ensembles de ces neurones aux stimuli gustatifs, permettant ainsi de multiples essais avec différents stimulants. Cela permet des comparaisons approfondies de quels neurones répondent à quels tastants.

Résumé

Au cours des dix dernières années, les progrès des indicateurs de calcium codés génétiquement (GECI) ont favorisé une révolution dans l’imagerie fonctionnelle in vivo. En utilisant le calcium comme indicateur de l’activité neuronale, ces techniques fournissent un moyen de surveiller les réponses des cellules individuelles au sein de grands ensembles neuronaux à une variété de stimuli en temps réel. Nous, et d’autres, avons appliqué ces techniques pour imager les réponses des neurones ganglionnaires géniculés individuels aux stimuli gustatifs appliqués aux langues de souris anesthésiées vivantes. Le ganglion géniculé est composé des corps cellulaires des neurones gustatifs innervant la langue antérieure et le palais ainsi que de certains neurones somatosensoriels innervant le pavillon de l’oreille. L’imagerie des réponses évoquées par le goût de neurones ganglionnaires géniculés individuels avec GCaMP a fourni des informations importantes sur les profils de réglage de ces neurones chez les souris de type sauvage ainsi qu’un moyen de détecter les phénotypes de mal câblage du goût périphérique chez les souris génétiquement manipulées. Ici, nous démontrons la procédure chirurgicale pour exposer le ganglion géniculé, l’acquisition d’images de fluorescence GCaMP, les étapes initiales pour l’analyse des données et le dépannage. Cette technique peut être utilisée avec des GCaMP codés transgéniquement, ou avec une expression GCaMP médiée par AAV, et peut être modifiée pour imager des sous-ensembles génétiques particuliers d’intérêt (c.-à-d. expression GCaMP médiée par Cre). Dans l’ensemble, l’imagerie calcique in vivo des neurones ganglionnaires géniculés est une technique puissante pour surveiller l’activité des neurones gustatifs périphériques et fournit des informations complémentaires aux enregistrements plus traditionnels des tympans de la corde du nerf entier ou aux tests de comportement gustatif.

Introduction

Un élément clé du système gustatif périphérique des mammifères est le ganglion géniculé. En plus de certains neurones somatosensoriels qui innervent le pavillon de l’oreille, le géniculé est composé des corps cellulaires des neurones gustatifs innervant la langue antérieure et le palais. Semblables à d’autres neurones sensoriels périphériques, les neurones ganglionnaires géniculés sont pseudo-unipolaires avec un long axone projetant périphériquement vers les papilles gustatives, et au centre du noyau du tronc cérébral du tractus solitaire1. Ces neurones sont activés principalement par la libération d’ATP par les cellules réceptrices du goût rép....

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Protocole

Les protocoles animaux ont été examinés et approuvés par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux de l’Université du Texas à San Antonio.

1. Configuration préopératoire

REMARQUE: Veuillez noter que la configuration initiale de l’équipement n’est pas abordée ici, car elle variera en fonction du système de pompe, du microscope, de la caméra et du logiciel d’imagerie utilisés. Pour obtenir des instructions d’installation, veuillez consulter le matériel didactique fourni par le fournisseur de l’équipement. Pour l’équipement utilisé par les auteurs, veuillez consulter le Tableau des maté....

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Résultats

Selon le protocole, un animal transgénique Snap25-GCaMP6s a été sédédé, des ganglions géniculés ont été exposés et un tastant a été appliqué sur la langue pendant l’enregistrement de la vidéo. Le but de l’expérience était de définir quels tastants suscitaient des réponses de chaque cellule. Les tastants (30 mM AceK, 5 mM quinine, 60 mM NaCl, 50 mM IMP + 1 mM MPG, 50 mM d’acide citrique)18 ont été dissous dans de l’eau DI et ont été appliqués sur la langue pendant 2 s séparés par 13 s d’eau DI.

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Discussion

Ce travail décrit un protocole étape par étape pour exposer chirurgicalement le ganglion géniculé et enregistrer visuellement l’activité de ses neurones avec GCaMP6s. Cette procédure est très similaire à celle décrite précédemment17, à quelques exceptions notables près. Tout d’abord, l’utilisation d’un poteau de tête permet un ajustement facile du positionnement de la tête pendant la chirurgie. Deuxièmement, en ce qui concerne l’administration de stimuli, l’approche de Wu et Dvoryanchikov fait cir.......

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à signaler.

Remerciements

Les auteurs remercient S. Humayun pour l’élevage de souris. Le financement de ce travail a été fourni en partie par le Brain Health Consortium Graduate and Postdoctoral Seed Grant (B.E.F.) de l’UTSA et niH-SC2-GM130411 à L.J.M.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 x #5 Inox ForcepsFine Science ToolsNC9792102
Seringue de 1 ml avec luer lockFisher Scientific14-823-30
2 x #3 Inox ForcepsFine Science ToolsM3S 11200-10
Calibre 27 Aiguille de distribution émousséeFisher ScientificNC1372532
3M VetbondFisher ScientificNC0398332
4-40 Vis à métaux Écrous hexagonauxFixation3SNMS004C
4-40 Tête creuse Fixation à vis d’assemblage3SSCS04C004
Points absorbantsFisher Scientific50-930-668
Acésulfame KFisher ScientificA149025G
Larmes artificiellesAkorn59399-162-35
BD Plateaux d’allergologue avec Aiguille fixée en permanenceFisher Scientific14-829-6D
Enrouleurs émoussésFST18200-09
BreadboardThor LabsMB8
Acide citriqueFisher ScientificA95-3
Cohan-Vannas Ciseaux à ressortde sciences fines15000-02
Contemporary Ortho-Jet LiquidLang1504
Contemporary Ortho-Jet PowderLang1520
Applicateurs à pointe de cotonFisher19-062-616
Support de poteau de tête personnaliséeMachineShopVoir le fichier joint 202410.ems
Poteau de tête en métal personnaliséeMachineShopVoir le fichier joint 202406.ems
Contrôleur de température DCFHC40-90-8D
Appareil photo numérique, sCMOS OrcaFlash4 Microscope montéHamamatsuC13440
Lunette de disectionLeicaM80
Tondeuse à cheveuxKent ScientificCL7300-Kit
IMPFisher ScientificAAJ6195906
Ketaved KetavedNDC 50989-996-06
LED Lumière froide SourceLeica McrosystemsKL300LED
Luer Lock 1/16" Adaptateurs de tubesFisher01-000-116
MicroscopeOlympusBX51WI
Mini-series Poteauxoptiques ThorlabsMS2R
MPGFisher ScientificAAA1723230
MXC-2.5 Sonde rotative ClampSiskiyou14030000E
NaClFisher Scientific50-947-346
Boîtes de PétriFisher ScientificFB0875713A
Air sous pressionAirgasAI Z300
QuinineFisher ScientificAC163720050
Ruban d’étiquetage autocollantFisher Scientific159015R
Tube de soupape à manchon en silicone 1/32 » x 1/16 » o.d. (par pied)Automate Scientific05-14
Sola SM LightEngine Lumencor
Snap25-2A-GCaMP6s-DJAX025111
Student Fine ScissorsFine Science Tools91460-11
Sonde chirurgicaleRoboz Surgical StoreRS-6067
Chirurgical Support de sondeRoboz Surgical StoreRS-6061
FiletageGü ; termann02776
BD Intramedic TubingFisher Scientific22-046941
Régulateur de gaz à deux étagesAirgasY12FM244B580-AG
Tube en vinyle Tygon - 1/16"Automate Scientific05-11
Valvelink8.2 contrôleur numérique/manuelAutomate Scientific01-18
Valvelink8.2 Vanne à manchon Système de perfusionAutomate Scientific17-pp-54
XylazineAnasedNADA# 139-236
Outils

Références

  1. Krimm, R. F. Factors that regulate embryonic gustatory development. BMC Neuroscience. 8, Suppl 3 4(2007).
  2. Taruno, A., Matsumoto, I., Ma, Z., Marambaud, P., Foskett, J. K. How do taste cells lacking synapses mediate neurotransmission? CALHM1, a voltage-gated ATP....

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Réimpressions et autorisations

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