Un flux de travail de dépistage rapide pour identifier la thérapie combinée potentielle pour le GBM à l’aide de cellules souches de gliome dérivées du patient

Résumé

Les cellules souches du gliome (CSC) sont une petite fraction des cellules cancéreuses qui jouent un rôle essentiel dans l’initiation tumorale, l’angiogenèse et la résistance aux médicaments dans le glioblastome (GBM), la tumeur cérébrale primaire la plus répandue et la plus dévastatrice. La présence de CSG rend le GBM très réfractaire à la plupart des agents ciblés individuels, de sorte que des méthodes de dépistage à haut débit sont nécessaires pour identifier des combinaisons thérapeutiques efficaces potentielles. Le protocole décrit un flux de travail simple pour permettre un dépistage rapide de la thérapie combinée potentielle avec interaction synergique. Les étapes générales de ce flux de travail consistent à établir des CSG marqués à la luciférase, à préparer des plaques revêtues de matrigel, à dépister les médicaments combinés, à analyser et à valider les résultats.

Résumé

Les cellules souches du gliome (CSC) sont une petite fraction des cellules cancéreuses qui jouent un rôle essentiel dans l’initiation tumorale, l’angiogenèse et la résistance aux médicaments dans le glioblastome (GBM), la tumeur cérébrale primaire la plus répandue et la plus dévastatrice. La présence de CSG rend le GBM très réfractaire à la plupart des agents ciblés individuels, de sorte que des méthodes de dépistage à haut débit sont nécessaires pour identifier des combinaisons thérapeutiques efficaces potentielles. Le protocole décrit un flux de travail simple pour permettre un dépistage rapide de la thérapie combinée potentielle avec interaction synergique. Les étapes générales de ce flux de travail consistent à établir des CSG marqués à la luciférase, à préparer des plaques revêtues de matrigel, à dépister les médicaments combinés, à analyser et à valider les résultats.

Introduction

Le glioblastome (GBM) est le type de tumeur cérébrale primaire le plus courant et le plus agressif. Actuellement, la survie globale des patients atteints de GBM qui ont reçu un traitement maximal (une combinaison de chirurgie, de chimiothérapie et de radiothérapie) est encore inférieure à 15 mois; il est donc urgent de prévoir des thérapies nouvelles et efficaces pour le GBM.

La présence de cellules souches de gliome (CSG) dans le GBM constitue un défi considérable pour le traitement conventionnel car ces cellules souches jouent un rôle pivot dans le maintien du microenvironnement tumoral, la résistance aux médicaments et la récidive tumorale¹. Par conséquent, le ciblage des CSC pourrait être une stratégie prometteuse pour le traitement gbm². Néanmoins, un inconvénient majeur pour l’efficacité du médicament dans le GBM est sa nature hétérogénétique, y compris, mais sans s’y limiter, la différence de mutations génétiques, de sous-types mixtes, de régulation épigénétique et de microenvironnement tumoral, ce qui les rend très réfractaires au traitement. Après de nombreux essais cliniques ratés, les scientifiques et les chercheurs cliniques ont réalisé que le traitement ciblé à agent unique est probablement incapable de contrôler pleinement la progression de cancers très hétérogènes tels que le GBM. Alors que des combinaisons de médicaments soigneusement sélectionnées ont été approuvées pour leur efficacité en renforçant de manière synergique l’effet les unes des autres, fournissant ainsi une solution prometteuse pour le traitement du GBM.

Bien qu’il existe de nombreuses façons d’évaluer les interactions médicamenteuses d’une combinaison de médicaments, telles que les valeurs CI (Indice de combinaison), HSA (agent unique le plus élevé) et Bliss, etc.^3,4, ces méthodes de calcul sont généralement basées sur des combinaisons de concentrations multiples. En effet, ces méthodes peuvent fournir une évaluation positive de l’interaction médicament-médicament, mais peuvent être très laborieuses si elles sont appliquées dans le criblage à haut débit. Pour simplifier le processus, un flux de travail de dépistage permettant d’identifier rapidement les combinaisons de médicaments potentielles qui inhibent la croissance des CSC provenant de biopsies chirurgicales de patients GBM a été développé. Un indice de sensibilité (SI) qui reflète la différence entre l’effet combiné attendu et l’effet combiné observé a été introduit dans cette méthode pour quantifier l’effet synergique de chaque médicament, de sorte que les candidats potentiels peuvent être facilement identifiés par le classement SI. Pendant ce temps, ce protocole démontre un exemple de dépistage pour identifier le ou les candidats potentiels qui peuvent mettre en synergie l’effet anti-gliome avec le témozolomide, la chimiothérapie de première intention pour le traitement GBM, parmi 20 petits inhibiteurs moléculaires.

Protocole

L’échantillon de GBM a été acquis d’un patient lors d’une opération de routine après avoir obtenu le consentement pleinement éclairé du comité d’éthique de la recherche humaine du premier hôpital affilié de l’Université médicale de Nanjing.

1. Isolement et culture des CSC dérivés du patient

1. Placer le tissu de glioblastome frais réséqué chirurgicalement dans un tube de centrifugeuse de 15 mL rempli de PBS stérile et stocker le tissu sur de la glace jusqu’à une opération ultérieure.
2. Hacher le tissu GBM en morceaux d’environ 0,5 à 1 mm de diamètre à l’aide de ciseaux à dissection et laver les échantillons de tissu avec un milieu basal neuronal pour éliminer les débris cellulaires dans une armoire de biosécurité.
3. Digérer les fragments de tissu avec 1 mg/mL de collagénase A à 37 °C pendant 30 min et centrifuger à 400 x g pendant 5 min à 4 °C.
4. Retirez le surnageant et suspendez la pastille avec un milieu basal neuronal vierge et dissociez mécaniquement la pastille par pipetage répétitif sur de la glace.
5. Culture du mélange dans des plaques de culture à 6 puits à très faible fixation remplies de milieu de culture GSC (voir tableau 1 pour la recette) dans un incubateur cellulaire stérile avec 5% de CO₂ et 90% d’humidité à 37 °C jusqu’à la formation de la neurosphère.
6. En formation suffisante de neurosphère, collectez-les à l’aide d’une pipette dans un microtube de 1,5 mL et centrifugez à 800 x g pendant 5 min à température ambiante.
7. Remettre en service le granulé et le diviser en plusieurs flacons remplis du milieu de culture ci-dessus pour maintenir les CSC primaires.
   REMARQUE: Les CSC dérivés du patient utilisés dans l’exemple ont été dérivés de biopsies chirurgicales d’un patient de sexe masculin de 34 ans atteint de GBM récidivant de grade IV de l’OMS. Les GSC ont été nommés XG387 pour les expériences futures. Des tests de mycoplasmes basés sur la PCR ont été effectués pour les CSGC ci-dessus afin de confirmer qu’aucune contamination par les mycoplasmes n’est présente. Toutes les expériences impliquant des CGV utilisées dans ce protocole ont été réalisées <15 passages.

2. Préparation des GSC marqués par la luciférase

1. Recueillir les CSC du milieu de culture et les centrifuger à 70 x g pendant 3 min à température ambiante.
2. Retirer le surnageant, digérer les cellules avec de l’accutase pendant 4 min à 37 °C. Utilisez une pointe et une pipette de 200 μL à plusieurs reprises pour dissocier et ressuspend la pastille de la cellule.
3. Diluer les cellules à 2 x 10⁵ cellules par puits dans une plaque de culture de 12 puits et faire la culture des cellules pendant la nuit.
4. Ajouter 30 μL de surnageant du virus luciférase-EGFP (titre >10⁸ TU/mL) dans chaque puits de la plaque, puis centrifuger les cellules à 1 000 x g pendant 2 h à 25 °C. Culturez les cellules pendant la nuit.
5. Rafraîchissez le milieu le lendemain et culturez les cellules pendant encore 48 heures.
6. Observez les cellules sous un microscope fluorescent pour confirmer l’apparition des cellules GFP positives.
7. Utilisez un trieur de cellules à flux pour trier et sélectionner les CGV à fluorescence GFP élevée afin de poursuivre la culture des cellules.

3. Mesure de la viabilité cellulaire basée sur la bioluminescence

1. Plaques de revêtement avec le mélange de matrice extracellulaire (ECM) (par exemple, Matrigel): Ajouter 40 μL de mélange ECM de 0,15 mg / mL à chaque puits et incuber la plaque pendant 1 h à 37 ° C. Retirez l’excès de mélange ECM et rincez doucement une fois avec du PBS.
2. Ajouter un milieu de culture de 100 μL contenant 15 000, 10 000, 8 000, 6 000, 4 000, 2 000, 1 000 et 500 cellules XG387-Luc avec un milieu vierge de 100 μL comme témoin dans chaque puits pour 6 répliques dans une plaque inférieure optique de 96 puits et faire la culture des cellules pendant la nuit à 37 °C.
3. Retirer le surnageant, ajouter 50 μL de milieu de culture contenant 150 ng/μL de D-luciférine dans chaque puits et incuber les cellules pendant 5 min à 37 °C.
4. Prenez des images de la bio-luminescence cellulaire dans la plaque à l’aide du système d’imagerie à spectre IVIS. Utilisez le logiciel intégré pour créer plusieurs zones circulaires de la région d’intérêt (ROI) et quantifier la bio-luminescence cellulaire.

4. Traitement au témozolomide et dépistage combiné

1. Prélaquez quatre plaques de 96 puits comme décrit ci-dessus, avant le traitement.
2. Ensemencez des cellules XG387-Luc à une densité de 1 000 cellules dans un milieu de culture de 100 μL dans chaque puits d’une plaque inférieure optique de 96 puits et culturez les cellules pendant la nuit.
3. Préparez à l’avance le témozolomide et les agents ciblés à partir de la solution mère. Préparer une série de concentrations composée de 800 μM, 600 μM, 400 μM, 300 μM, 200 μM, 100 μM et 50 μM de témozolomide en milieu de culture pour le traitement à agent unique. Diluer le témozolomide et les agents ciblés en solution mère dans le milieu de culture, respectivement, pour obtenir des concentrations finales de 200 μM et 2 μM pour le dépistage des médicaments combinés (tableau 2).
4. Retirer le milieu de culture lorsque la plupart des CSCG adhèrent au fond des plaques; ajouter le milieu préparé ci-dessus contenant du témozolomide dans chaque puits pour trois répétitions techniques par traitement.
5. Pour traiter le témozolomide et dépister les combinaisons de médicaments, retirez le milieu vierge et ajoutez le milieu préparé ci-dessus contenant soit 200 μM de témozolomide, soit 2 μM d’agent ciblé, soit une combinaison des deux dans chaque puits pour trois répétitions techniques par traitement.
6. Incuber toutes les plaques à 37 °C, 5% de CO2 pendant 3 jours.
7. Retirer le milieu contenant le médicament, ajouter 50 μL de milieu vierge contenant 150 ng/μL de D-luciférine dans chaque puits et incuber les cellules pendant 5 min à 37 °C.
8. Prenez des images de la bio-luminescence cellulaire dans la plaque à l’aide du système d’imagerie à spectre IVIS. Utilisez le logiciel intégré pour créer plusieurs rois circulaires et quantifier la bio-luminescence cellulaire.

5. Traitement combiné du témozolomide et de l’UMI-77 dans les lignées cellulaires XG387-Luc et XG328-Luc

1. Prélaquage de trois plaques de 96 puits comme décrit ci-dessus, avant le traitement.
2. Ensemencez les cellules XG387-Luc et XG328-Luc à une densité de 1 000 cellules respectivement dans 100 μL de milieu de culture dans chaque puits d’une plaque inférieure optique de 96 puits et culturez les cellules pendant la nuit.
3. Préparer une série de concentrations composée de 600 μM, 400 μM, 300 μM, 200 μM, 100 μM, 50 μM et 0 μM de témozolomide et une série de concentrations composée de 6 μM, 4 μM, 3 μM, 2 μM, 1 μM, 0,5 μM et 0 μM UMI-77 dans le milieu de culture pour des traitements par matrice de titrage à six doses.
4. Retirez le milieu vierge lorsque la plupart des CGV adhèrent au fond de la plaque; ajouter le milieu préparé ci-dessus dans chaque puits pour trois répétitions techniques par traitement.
5. Incuber ces plaques pendant 3 jours à 37 °C, 5% CO_2.
6. Retirer le milieu contenant du médicament; ajouter 50 μL de milieu vierge contenant 150 ng/μL de D-luciférine dans chaque puits et incuber les cellules pendant 5 min à 37 °C pour la mesure de la bioluminescence.

6. Analyse des données

1. Calculer le score de l’indice de sensibilité (SI) du témozolomide et de l’agent ciblé selon la formule de la figure 2A.
   NOTE: Le score SI consiste à quantifier l’influence de l’ajout d’un autre médicament. Il variait de -1 à +1, avec des valeurs positives indiquant des effets synergiques du témozolomide.
2. Calculer les valeurs de l’indice de combinaison (IC) entre le témozolomide et l’UMI-77 à l’aide du logiciel CompuSyn pour analyser leurs interactions combinées. La valeur IC <1 indique une synergie; La valeur CI >1 indique un antagonisme.
3. Calculez les valeurs élevées d’agent unique (HSA) entre le témozolomide et l’UMI-77 à l’aide du logiciel Combenefit. La valeur HSA indique l’effet inhibiteur combiné. La valeur HSA >0 indique la synergie et la valeur HSA <0 indique l’antagonisme.

Résultats

Les cellules XG387 ont formé des neurosphères dans le milieu de culture décrit dans le tableau 1 dans une plaque de culture à 6 puits à fixation ultra-faible ou une plaque⁵ non revêtue(figure 1A). Tout d’abord, un test a été effectué pour vérifier si l’intensité de bio-luminescence des cellules XG387-Luc était proportionnelle au nombre de cellules. Comme le montre la figure 1B, l’intensité de la bioluminscence a augmenté ...

Discussion

Dans la présente étude, un protocole qui peut être appliqué pour identifier une thérapie combinée potentielle pour gbM en utilisant des CSCG dérivés du patient a été décrit. Contrairement au modèle métrique standard de synergie/additivité tel que les méthodes Loewe, BLISS ou HSA, un flux de travail simple et rapide a été utilisé qui ne nécessite pas qu’une paire de médicaments soit combinée à plusieurs concentrations de manière factoriele complète comme les méthodes traditionnelles. Dans ce flux de travail, le SI (indice...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
B-27	Gibco	17504-044	50X
EGF	Gibco	PHG0313	20 ng/ml
FGF	Gibco	PHG0263	20 ng/ml
Gluta Max	Gibco	35050061	100X
Neurobasal	Gibco	21103049	1X
Pénicilline-Streptomycine	HyClone	SV30010	P : 10 000 unités/ml  ;   ;   ;   ; S :  ; 10 000 μg/ml
de pyruvate de sodium	Gibco	2088876	100 mM
Tableau 1. Le  ; formulation  ; de la GSC  ; milieu de culture complet.   ;
ABT-737	MCE		sélectif et mimétique BH3 Bcl-2,  ; Bcl-xL  ; et  ; Bcl-w  ; inhibiteur
Adavosertib (MK-1775)	MCE		Wee1  ; inhibiteur
Axitinib	MCE		Inhibiteur multi-cible de la tyrosine kinase
AZD5991	MCE		Mcl-1  ; inhibiteur
A 83-01	MCE		Inhibiteur puissant du récepteur TGF-&bêta ; de type I  ; ALK5 kinase
CGP57380	Selleck		Potent MNK1  ; inhibiteur
Dactolisib (BEZ235)	Selleck		Dual ATP-compétit  ; PI3K  ; et  ; mTOR  ; inhibiteur
Dasatinib	MCE		Dual  ; Tyrosine kinase de la famille Bcr-Abl et Src  ; inhibiteur
Erlotinib	MCE		EGFR  ; inhibiteur de la tyrosine kinase
Gefitinib	MCE		EGFR tyrosine kinase  ; inhibiteur
Linifanib	MCE		Inhibiteur multi-cibles de  ; VEGFR  ; et  ; PDGFR  ; famille
Masitinib	Inhibiteur de MCE		de  ; c-Kit
ML141	Selleck		Inhibiteur non compétitif de  ; Cdc42 GTPase  ;
OSI-930	MCE		Inhibiteur multicible de Kit, KDR et CSF-1R  ;
Palbociclib	MCE		Sélectif  ; CDK4  ; et  ; CDK6  ; inhibiteur
SB 202190	MCE		Sélectif  ; p38 MAP kinase  ; inhibiteur
du bromure de sépantronium (YM-155)	MCE		Survivin  ; inhibiteur
TCS 359	Selleck		Puissant inhibiteur de FLT3
UMI-77	MCE		Sélectif  ; Mcl-1  ; inhibiteur
4-hydroxytamoxifène (Afimoxifène)	Selleck		Selective  ; récepteur des œstrogènes (RE)  ;
Module de modulateur Tableau 2. Les informations de 20 agents ciblés utilisés dans l’écran de test. Tous ces inhibiteurs sont des inhibiteurs sélectifs de petites molécules. Le fournisseur, le nom et les cibles ont été indiqués dans le tableau.