Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Détermination de la toxicité du rayonnement UV et des produits chimiques sur les cellules épithéliales cornéennes humaines primaires et immortalisées

2.3K vues

⸱

DOI :

10.3791/62675

⸱

22 juillet 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centre for Ocular Research & Education (CORE), School of Optometry & Vision Science, University of Waterloo, 2Centre for Eye and Vision Research (CEVR)

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit les procédures utilisées pour évaluer la toxicité du rayonnement UV et des toxines chimiques sur une lignée cellulaire primaire et immortalisée.

Résumé

Cet article décrit les méthodes de mesure de la toxicité du rayonnement ultraviolet (UV) et des toxines oculaires sur des cultures de cellules épithéliales cornéennes humaines primaires (CSHCp) et immortalisées (CSHCi). Les cellules ont été exposées au rayonnement UV et à des doses toxiques de chlorure de benzalkonium (BAK), de peroxyde d’hydrogène (H2O2) et de dodécylsulfate de sodium (SDS). L’activité métabolique a été mesurée à l’aide d’un test métabolique. La libération de cytokines inflammatoires a été mesurée à l’aide d’un test multiplex interleukine (IL)-1β, IL-6, IL-8 et facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α), et la viabilité des cellules a été évaluée à l’aide de colorants fluorescents.

Les effets néfastes des UV sur l’activité métabolique cellulaire et la libération de cytokines se sont produits à 5 minutes d’exposition aux UV pour l’HCi et à 20 minutes pour les HCECp. Des pourcentages similaires de baisse de l’activité métabolique de l’iHCEC et du pHCEC se sont produits après l’exposition au BAK, H2O2 ou SDS, et les changements les plus significatifs dans la libération de cytokines se sont produits pour l’IL-6 et l’IL-8. La microscopie des cellules exposées à des CSHCi et aux CSHCp Baka a montré la mort cellulaire à 0,005 % d’exposition au BAK, bien que le degré de coloration à l’éthidium soit plus élevé dans les CSEi que dans les CSHCp. En utilisant de multiples méthodes d’évaluation des effets toxiques à l’aide de la microscopie, des évaluations de l’activité métabolique et de la production de cytokines, la toxicité du rayonnement UV et des toxines chimiques a pu être déterminée pour les lignées cellulaires primaires et immortalisées.

Introduction

Des études toxicologiques in vitro sont effectuées pour prédire les effets toxiques des produits chimiques et d’autres agents qui peuvent causer des dommages aux cellules. Dans l’évaluation de la toxicité pour la cornée, les cellules épithéliales cornéennes humaines (CSHC) ont été utilisées dans des modèles pour évaluer ces effets 1,2,3,4. Ces modèles évaluent généralement les effets physiologiques tels que les changements dans l’activité métabolique de la cellule, la prolifération cellulaire et d’autres fonctions cellulaires telles que la production et la libération de cytokines inflammatoires. Pour ces études toxicologiques, des cellules provenant de diverses sources ont été sélectionnées pour évaluer les effets nocifs des produits chimiques et du rayonnement UV sur les HCEC 2,3. Les lignées de CSHCp sont disponibles auprès des entreprises qui fournissent ces cellules à partir de tissus de donneurs d’adultes. Les cellules primaires peuvent être traitées avec de la dispase et grattées doucement de la cornée pour la culture5. Les cellules sont ensuite testées pour les virus et la contamination, puis expédiées cryoconservées dans 10% de diméthylsulfoxyde.

L’avantage des lignées cellulaires primaires est que les cellules sont génétiquement identiques aux cellules du donneur. C’est idéal, car un modèle in vitro devrait imiter le tissu in vivo autant que possible. L’inconvénient des lignées cellulaires primaires est qu’elles ont un nombre limité de divisions ou de passages cellulaires6. Le nombre limité de cellules disponibles limite le nombre d’expériences qui peuvent être menées avec une seule culture primaire, ce qui augmente le coût des expériences.

Des lignées cellulaires immortalisées ont également été utilisées dans des modèles de toxicité de culture cellulaire. Cependant, contrairement à la lignée cellulaire primaire obtenue à partir de tissus in vivo, la lignée cellulaire immortalisée a été génétiquement modifiée. Les cellules immortalisées sont créées en incorporant les gènes d’un virus dans l’ADN des cellules primaires 6,7,8. Les cellules avec une incorporation réussie de gènes viraux sont sélectionnées pour la lignée cellulaire immortalisée. L’avantage de l’immortalisation est qu’elle permet une prolifération rapide indéfinie, fournissant un nombre illimité de cellules pour effectuer plusieurs expériences en utilisant la même lignée cellulaire. Cela permet une cohérence entre les expériences et réduit les coûts.

En plus des changements dans les gènes qui limitaient la prolifération cellulaire, des changements dans l’expression des gènes de fonctionnalité critique pourraient également se produire9. Par conséquent, l’inconvénient de l’utilisation de cellules immortalisées est qu’elles peuvent ne plus représenter les cellules in vivo d’origine en termes de réponse à divers stimuli externes10. Les comparaisons ont consisté à observer les effets toxiques des produits chimiques sur les kératocytes cornéens humains primaires et immortalisés11, ainsi que sur les HCEC immortalisés et les cellules primaires épithéliales cornéennes de lapin12. La comparaison entre les effets des toxines sur les kératocytes humains primaires et les kératocytes immortalisés n’a montré aucune différence significative11. À l’aide des méthodes décrites dans cet article, l’efficacité de ces essais pour évaluer la toxicité du rayonnement UV et des toxines oculaires sur les HCECs et les CSCEi sera déterminée.

Trois toxines oculaires couramment utilisées dans les essais in vitro ont été sélectionnées : BAK,H2O2et SDS. BAK est un conservateur cationique couramment utilisé dans les solutions ophtalmiques 13,14,H2O2est couramment utilisé pour désinfecter les lentilles de contact 15, et SDS est un tensioactif anionique présent dans les détergents et shampooings 14. À l’instar des toxines oculaires, les rayons UV peuvent également causer des dommages importants aux HCEC3. De plus, une surexposition aux UV peut provoquer une affection oculaire connue sous le nom de photokératite caractérisée par des symptômes de larmoiement, une sensibilité à la lumière et une sensation de granularité16.

Il existe un nombre illimité de cultures cellulaires primaires qui peuvent être utilisées et diverses lignées cellulaires immortalisées qui ont été développées. Par conséquent, une étude a été entreprise pour comparer les HCEC primaires à une lignée de HCEC immortalisée afin de déterminer les similitudes et les différences entre les modèles qui incorporent ces types de cellules.

Cette étude a utilisé la microscopie pour évaluer les différences possibles entre les CSEp et les CSEi sur la réponse physiologique des cellules aux UV et aux toxines. Les effets du rayonnement UV et des produits chimiques sur l’activité métabolique cellulaire et la libération de cytokines inflammatoires pour les deux lignées cellulaires ont également été évalués. L’importance de déterminer les différences entre les deux lignées cellulaires est de comprendre l’utilisation optimale de ces lignées cellulaires pour évaluer: 1) l’effet du rayonnement UV sur les cellules, 2) les effets des toxines sur les cellules et 3) les changements qui en résultent sur le métabolisme, la viabilité cellulaire et la libération de cytokines cellulaires pour les études futures.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Culture des HCECs et des iHCEC

  1. Cultiver les CSECs et les CSEi dans un milieu épithélial oculaire humain (HOEM) avec les suppléments suivants : 6 mM de L-glutamine, 0,002 % de supplément de milieu cellulaire O (table des matières), 1,0 μM d’épinéphrine, 0,4 % de supplément de milieu cellulaire P (tableau des matériaux), 5 μg/mL d’insuline rh, 5 μg/mL d’apotransférrine et 100 ng/mL d’hémisuccinate d’hydrocortisone dans des flacons de culture enrobés de collagène-1 (18 mL dans une fiole de culture de 75 cm2).
  2. Changez le milieu dans les flacons tous les 2-3 jours en retirant le milieu après que les cellules se développent à ~80% de confluence. Ajouter la solution de dissociation sans rouge de phénol et incuber la fiole à 37 °C jusqu’à ce que les cellules soient complètement détachées. Neutraliser la solution de dissociation avec DMEM/F12 avec du sérum puis centrifuger les cellules à 500 × g. Retirer le milieu surnageant et remettre les cellules en suspension dans le milieu HOEM.

2. Détermination de la taille des cellules par microscopie confocale

  1. Ensemencer les HCECs et les iHCEC sur des boîtes de Petri enrobées de collagène avec des lamelles de couverture à fond de verre à une concentration de 1 × 105 avec 1 mL de HOEM. Cultiver des CSEp et des CSHCi, un ensemble de cultures pendant 24 heures et un autre ensemble de cultures pendant 48 h, dans un incubateur à 37 °C contenant 5 % de CO2.
  2. Après la période d’incubation, colorer les cellules avec 500 μL de solution tampon de coloration à l’annexine contenant de la calcéine (4 μM), de l’homodimère-1 d’éthidium (8 μM) et de l’annexine V (5 μL dans un tampon de 500 μL-conjugué Alexa Fluor 647) pendant 20 minutes à 37 °C. Après coloration des cellules, ajuster le microscope pour capturer les longueurs d’onde d’excitation/émission de 488/515 nm pour la calcéine-AM, 543/600 nm pour l’homodimère-1 d’éthidium et 633/665 nm pour l’annexine V à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser.
  3. Obtenez les images et prenez des piles Z pour évaluer la taille des cellules en trois dimensions.
    1. Pour acquérir les images bidimensionnelles (2D) et tridimensionnelles (3D), trouvez la zone à imager avec un objectif d’eau apochromatique 40x/1.2. Avec les lasers Argon (488) (premier balayage), HeNe1 (543) (deuxième balayage) et HeNe2 (633) (troisième balayage), balayez dans trois canaux distincts en utilisant les séparateurs de faisceau, HFT 488/543/633, NFT 635 Vis et NFT 545 LP560, LP505.
    2. Utilisez l’analyse séquentielle multipiste pour réduire la diaphonie.
      REMARQUE: LP505 est utilisé pour le canal 2 avec le laser 488 pour capturer l’émission du colorant calcéine. Le LP560 est utilisé dans le canal 3 avec le laser 543 pour capturer l’émission de l’homodimère d’éthidium 1. NFT 635 est utilisé avec le laser 633 pour capturer l’émission de l’annexine V. Le but du HFT est de séparer la lumière d’excitation et d’émission. NFT divise la lumière en réfléchissant la lumière < longueur d’onde spécifiée vers un canal séparé tout en laissant la lumière > une longueur d’onde spécifiée à travers un deuxième canal. Les filtres LP bloquent les longueurs d’onde plus courtes que la longueur d’onde spécifiée et laissent passer les longueurs d’onde les plus longues.
    3. Pour imager en 3D, réglez la confocale sur Z-stack et numérisez au moins 20 images.

3. Exposition des cellules aux rayons UV

  1. Ensemencer les cellules à 5 × 104/mL de HOEM dans chaque puits d’une plaque de culture enrobée de collagène-1 à 24 puits et incuber à 37 °C avec 5% de CO2 pendant 3 h. Après la période d’incubation, réduire le volume du milieu dans les puits à 300 μL. Ensuite, exposez les cellules aux rayons UV (UVA à 6,48 W/m 2 et UVB à 1,82 W/m2 car les tubes UVA et UVB sont allumés dans l’incubateur en même temps) dans un incubateur à 37 °C pendant 5 et 20 minutes dans des expériences séparées.
  2. Après le rayonnement UV, ajouter 200 μL de HOEM frais dans chaque puits et incuber pendant 20 h à 37 °C avec 5% de CO2.
  3. Après l’incubation, recueillir le surnageant cellulaire dans chaque puits et le transférer dans des tubes stériles en polypropylène de 2 mL. Congeler à -80 °C. Pour déterminer les niveaux de cytokines libérés par les CSEp et les CSEi après une exposition aux UV, utilisez un test de cytokines multiplex et suivez les instructions du kit pour quantifier les quatre cytokines suivantes : IL-6, IL-8, IL-1β et TNF-α.
  4. Ajouter le réactif de dosage métabolique aux cellules dans les puits.
  5. Préparer le réactif métabolique à 10% dans le DMEM/F12. Remplacer le milieu de culture dans chaque puits par 1 mL de la solution de dosage métabolique à 10 % et incuber à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 4 h.
  6. Mesurer la fluorescence de chaque solution à l’aide d’un lecteur de plaques fluorescentes à des longueurs d’onde d’excitation/émission de 530/590 nm.

4. Exposition des cellules aux toxines chimiques

  1. Cellules de semence à 5 × 104/mL de HOEM dans chaque puits d’une plaque de culture enrobée de collagène-1 à 24 puits et incuber à 37 °C avec 5% de CO2 pendant 3 h. Après la période d’incubation, retirer le milieu et exposer les cellules à 1 mL de toxines chimiques (BAK 0,001%, H2 O2 0,01% et SDS 0,0025% dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS)) pendant 5 et 15 min.
  2. Après l’exposition aux toxines chimiques, retirez les toxines des puits, rincez avec 1 mL de PBS et ajoutez 1 mL de HOEM à chaque puits. Après 20 h d’incubation, effectuer un dosage métabolique en remplaçant le milieu par 1 mL d’une solution de dosage métabolique à 10 % et en incubant à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 4 h. Mesurer la fluorescence à l’aide d’un lecteur de plaques multipuits à fluorescence à des longueurs d’onde d’excitation/émission de 530/590 nm.
  3. Transfère les surnageants cellulaires des puits après l’incubation de 20 h dans des tubes de polypropylène stériles séparés de 2 ml et les congèle à -80 °C. Quantifier les cytokines libérées par les HCECs et les HCECs après exposition aux produits chimiques. Utilisez la même plateforme multiplex utilisée pour évaluer les cytokines des cellules traitées aux UV. Utilisez un test de cytokines multiplex en suivant les instructions du kit pour quantifier les quatre cytokines suivantes: IL-6, IL-8, IL-1β et TNF-α.

5. Examen des cellules exposées à diverses concentrations de BAK

  1. Cellules semencières à 1 × 10 5/mL de HOEM dans chaque puits d’une plaque de culture enrobée de collagène-1 à 24 puits et incuber à 37 °C avec5% de CO2 pendant 24 h. Après la période d’incubation, retirer le milieu et exposer les cellules à 1 mL de toxines chimiques (BAK 0,001%, BAK 0,005% et BAK 0,01% dans PBS) pendant 5 min.
  2. Après l’exposition, enlever les toxines chimiques, rincer les puits avec 1 mL de PBS et ajouter 1 mL de HOEM à chaque puits. Après 20 h d’incubation, colorer les cellules avec 500 μL de solution tampon de coloration à l’annexine contenant de la calcéine (4 μM), de l’homodimère-1 d’éthidium (8 μM) et de l’annexine V (5 μL dans un tampon de 500 μL-conjugué Alexa Fluor 647) pendant 20 min à 37 °C. Ajustez le microscope pour mesurer les intensités de coloration à l’annexine V, à la calcéine AM et à l’éthidium-1 à des longueurs d’onde d’excitation/émission de 630/675 nm, 495/515 nm et 528/617 nm, respectivement. Imager les cellules à l’aide du microscope à fluorescence

6. Analyse des données

  1. Effectuer un test de normalité et un test de variances égales avant d’effectuer une analyse de variance (ANOVA), une ANOVA de Welch ou un test de Kruskal-Wallis. Utilisez le test post-hoc approprié pour comparer chaque groupe testé. Définissez p < 0,05.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Taille de la cellule
Les HCEC primaires et immortalisés ont été visualisés avec trois colorants fluorescents, qui reflètent trois stades différents de viabilité cellulaire. Les cellules vivantes sont vertes (calcéine-AM), les cellules mortes sont rouges (homodimère-1 d’éthidium) et les cellules apoptotiques sont jaunes (couleur ajustée par ordinateur V-annexine pour une meilleure visualisation du signal de fluorescence). Les cellules vivantes contiennent des estérases dans le cytoplasme cellulaire et ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les différences potentielles dans l’utilisation de deux types de HCEC ont été évaluées. Les cellules ont été placées dans le même milieu (HOEM) à des concentrations identiques de cellules, puis exposées à de courtes et longues périodes de rayonnement UV et à trois toxines oculaires. Les doses de rayonnement UV et de produits chimiques ont été sélectionnées en fonction de leurs effets physiologiques, qui étaient suffisamment dommageables pour les cellules pour produire des réponses intermédiaires pouvant être comparées. D...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

L’auteur, Lyndon W. Jones, au cours des 3 dernières années, par l’intermédiaire de CORE, a reçu un soutien à la recherche ou des honoraires de conférencier des sociétés suivantes: Alcon, Allergan, Allied Innovations, Aurinia Pharma, BHVI, CooperVision, GL Chemtec, i-Med Pharma, J & J Vision, Lubris, Menicon, Nature’s Way, Novartis, Ophtecs, Ote Pharma, PS Therapy, Santen, Shire, SightGlass SightSage et Visioneering. Lyndon Jones est également consultant et/ou siège à un conseil consultatif pour Alcon, CooperVision, J&J Vision, Novartis et Ophtecs. Les autres auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs n’ont reçu aucun financement pour ce travail.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
75 cm2 Flacon ventiléCorning354485Il s’agit de la marque BioCoat, plaque
96 puitscostar3370
alamarBlueFisher Scientificdal 1025
Annexin Staining solutionInvitrogen, Burlington, ON, Canada
Annexin VInvitrogen, Burlington, ON, Microscope Canada
Axiovert 100 avec un microscope confocal à balayage laser Zeiss Système 510Carl Zeiss Inc., Allemagne
Corning 48 Plaques de puitsCorning354505Il s’agit de la marque BioCoat,
Cytation 5BioTekCYT5MPVPeut lire la fluorescence de 280 à 700 nm (pour le dosage 540/590)
Hyconesérique de veau fœtalSH30396.03
lamelles à fond de verreMatTek Corporation, Ashland, MA, États-Unis
Cellules épithéliales cornéennes humainesl’Université d’OttawaN/ASV40 Cellules épithéliales cornéennes humaines immortalisées par le Dr M. Griffith (Institut de recherche sur l’œil d’Ottawa, Ottawa, Canada) et ont été caractérisées Griffith M, Osborne R, Munger R, Xiong X, Doillon CJ, Laycock NL, Hakim M, Song Y, Watsky MA. Équivalents cornéens humains fonctionnels construits à partir de lignées cellulaires. Science. 1999;286:2169-72.
Média d’épithélium oculaire humain (HOEM) avec les suppléments suivants :Millipore, Billerica, MA, États-UnisSCMC001milieu de base Epigro complété par 6 mM de L-Glutamine, 0,002 % d’EpiFactor O (supplément de milieu cellulaire O dans l’article) , 1,0 &mu ; M Épinéphrine, 0,4 % d’EpiFactor P (supplément de milieu cellulaire P dans l’article), 5 &mu ; g/mL d’insuline, 5 &mu ; g/mL d’Apo-Transferrin et 100 ng/mL d’hydrocortisone Hemisuccinate dans des flacons de culture enrobés de Collagène-1 (BioCoat, Corning, Tewksbury, MA, États-Unis).
Calcien et homodimère d’éthidium morts vivantsInvitrogen, Burlington, ON, Canada
MesoScale Discovery (MSD) QuickPlex SQ 120 instrumentRockville, MD, USA
MSD Human Proinflammatory Panel II (4-Plex) V-Plex assayRockville, MD, USA
Pénicilline StreptomycineGibco15140-122Concentration 100x donc ajouter 1 mL à chaque 99 mL de milieu
Cellules épithéliales cornéennes primairesMillipore, Billerica, MA, États-UnisSCCE016
Lecteur de plaques multipuits à fluorescence SpectraMaxMolecular Devices, Sunnyvale, CA, États-Unis
TrypLE Express (solution de dissociation cellulaire)Fisher Scientific12605036
recouverte de collagène tampon de

Références

  1. McCanna, D. J., Harrington, K. L., Driot, J. Y., Ward, K. W., Tchao, R. Use of a human corneal epithelial cell line for screening the safety of contact lens care solutions in vitro. Eye & Contact Lens. 34 (1), 6-12 (2008).
  2. Xu, M., Sivak, J. G., McCanna, D. J. Comparison of the effects of ophthalmic solutions on human corneal epithelial cells using fluorescent dyes. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 29 (9), 794-802 (2013).
  3. Youn, H. Y., McCanna, D. J., Sivak, J. G., Jones, L. W. In vitro ultraviolet-induced damage in human corneal, lens, and retinal pigment epithelial cells. Molecular Vision. 17, 237-246 (2011).
  4. Hakkarainen, J. J., et al. Acute cytotoxic effects of marketed ophthalmic formulations on human corneal epithelial cells. International Journal of Pharmaceutics. 511 (1), 73-78 (2016).
  5. Spurr, S. J., Gipson, I. K. Isolation of corneal epithelium with Dispase II or EDTA. Effects on the basement membrane zone. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 26 (6), 818-827 (1985).
  6. Kahn, C. R., Young, E., Lee, I. H., Rhim, J. S. Human corneal epithelial primary cultures and cell lines with extended life span: in vitro model for ocular studies. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 34 (12), 3429-3441 (1993).
  7. Araki-Sasaki, K., et al. An SV40-immortalized human corneal epithelial cell line and its characterization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 36 (3), 614-621 (1995).
  8. Griffith, M., et al. Functional human corneal equivalents constructed from cell lines. Science. 286 (5447), 2169-2172 (1999).
  9. Toouli, C. D., et al. Comparison of human mammary epithelial cells immortalized by simian virus 40 T-Antigen or by the telomerase catalytic subunit. Oncogene. 21 (1), 128-139 (2002).
  10. Kaur, G., Dufour, J. M. Cell lines: Valuable tools or useless artifacts. Spermatogenesis. 2 (1), 1-5 (2012).
  11. Zorn-Kruppa, M., Tykhonova, S., Belge, G., Diehl, H. A., Engelke, M. Comparison of human corneal cell cultures in cytotoxicity testing. Altex. 21 (3), 129-134 (2004).
  12. Huhtala, A., et al. Comparison of an immortalized human corneal epithelial cell line and rabbit corneal epithelial cell culture in cytotoxicity testing. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 18 (2), 163-175 (2002).
  13. Pisella, P. J., Fillacier, K., Elena, P. P., Debbasch, C., Baudouin, C. Comparison of the effects of preserved and unpreserved formulations of timolol on the ocular surface of albino rabbits. Ophthalmic Research. 32 (1), 3-8 (2000).
  14. Youn, H. Y., Moran, K. L., Oriowo, O. M., Bols, N. C., Sivak, J. G. Surfactant and UV-B-induced damage of the cultured bovine lens. Toxicology in vitro. 18 (6), 841-852 (2004).
  15. Hughes, R., Kilvington, S. Comparison of hydrogen peroxide contact lens disinfection systems and solutions against Acanthamoeba polyphaga. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 45 (7), 2038-2043 (2001).
  16. Delic, N. C., Lyons, J. G., Di Girolamo, N., Halliday, G. M. Damaging effects of ultraviolet radiation on the cornea. Photochemistry and Photobiology. 93 (4), 920-929 (2017).
  17. Ahuja, D., Saenz-Robles, M. T., Pipas, J. M. SV40 large T antigen targets multiple cellular pathways to elicit cellular transformation. Oncogene. 24 (52), 7729-7745 (2005).
  18. Tong, Y., et al. Pin1 inhibits PP2A-mediated Rb dephosphorylation in regulation of cell cycle and S-phase DNA damage. Cell Death & Disease. 6, 1640(2015).
  19. Muller, P. A., Vousden, K. H. p53 mutations in cancer. Nature Cell Biology. 15 (1), 2-8 (2013).
  20. Seshacharyulu, P., Pandey, P., Datta, K., Batra, S. K. Phosphatase: PP2A structural importance, regulation and its aberrant expression in cancer. Cancer Letters. 335 (1), 9-18 (2013).
  21. Yang, D., Okamura, H., Morimoto, H., Teramachi, J., Haneji, T. Protein phosphatase 2A Calpha regulates proliferation, migration, and metastasis of osteosarcoma cells. Laboratory nvestigation; A Journal of Technical Methods and Pathology. 96 (10), 1050-1062 (2016).
  22. Xie, F., et al. Disruption and inactivation of the PP2A complex promotes the proliferation and angiogenesis of hemangioma endothelial cells through activating AKT and ERK. Oncotarget. 6 (28), 25660-25676 (2015).
  23. Mallet, J. D., Rochette, P. J. Wavelength-dependent ultraviolet induction of cyclobutane pyrimidine dimers in the human cornea. Photochemical & Photobiological Sciences. 12 (8), 1310-1318 (2013).
  24. Cejkova, J., Cejka, C. The role of oxidative stress in corneal diseases and injuries. Histology and Histopathology. 30 (8), 893-900 (2015).
  25. Wang, S. Q., Balagula, Y., Osterwalder, U. Photoprotection: a review of the current and future technologies. Dermatologic Therapy. 23 (1), 31-47 (2010).
  26. Svobodova, A. R., et al. DNA damage after acute exposure of mice skin to physiological doses of UVB and UVA light. Archives of Dermatological Research. 304 (5), 407-412 (2012).
  27. Kennedy, M., et al. Ultraviolet irradiation induces the production of multiple cytokines by human corneal cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 38 (12), 2483-2491 (1997).
  28. Kode, A., Yang, S. R., Rahman, I. Differential effects of cigarette smoke on oxidative stress and proinflammatory cytokine release in primary human airway epithelial cells and in a variety of transformed alveolar epithelial cells. Respiratory Research. 7, 132(2006).
  29. Epstein, S. P., Chen, D., Asbell, P. A. Evaluation of biomarkers of inflammation in response to benzalkonium chloride on corneal and conjunctival epithelial cells. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 25 (5), 415-424 (2009).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Toxicit UVToxicit chimiqueEssai m taboliqueLib ration de cytokinesMicroscopie fluorescenceChlorure de benzalkoniumPeroxyde d hydrog neDod cylsulfate de sodiumToxicit in vitro
Détermination de la toxicité du rayonnement UV et des produits chimiques sur les cellules épithéliales cornéennes humaines primaires et immortalisées
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.