Article de méthode

Système de perfusion pulmonaire isolé dans le modèle de lapin

DOI :

10.3791/62734

⸱

15 juillet 2021

 ,  ,  , 
1Departamento de Investigación en Hiperreactividad Bronquial, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias, 2Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La préparation pulmonaire isolée du lapin est un outil de référence dans la recherche pulmonaire. Cette publication vise à décrire la technique telle que développée pour l’étude des mécanismes physiologiques et pathologiques impliqués dans la réactivité des voies respiratoires, la préservation des poumons et la recherche préclinique dans la transplantation pulmonaire et l’œdème pulmonaire.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le système de perfusion pulmonaire isolé a été largement utilisé dans la recherche pulmonaire, contribuant à élucider le fonctionnement interne des poumons, à la fois micro et macroscopique. Cette technique est utile dans la caractérisation de la physiologie et de la pathologie pulmonaires en mesurant les activités métaboliques et les fonctions respiratoires, y compris les interactions entre les substances circulatoires et les effets des substances inhalées ou perfusées, comme dans les tests de drogues. Alors que les méthodes in vitro impliquent le tranchage et la culture de tissus, le système de perfusion pulmonaire ex vivo isolé permet de travailler avec un organe fonctionnel complet rendant possible l’étude d’une fonction physiologique continue tout en recréant la ventilation et la perfusion. Cependant, il convient de noter que les effets de l’absence d’innervation centrale et de drainage lymphatique doivent encore être pleinement évalués. Ce protocole vise à décrire l’assemblage de l’appareil pulmonaire isolé, suivi de l’extraction chirurgicale et de la canulation des poumons et du cœur à partir d’animaux de laboratoire expérimentaux, ainsi qu’à afficher la technique de perfusion et le traitement du signal des données. La viabilité moyenne du poumon isolé varie entre 5 et 8 h; pendant cette période, la perméabilité capillaire pulmonaire augmente, provoquant un œdème et des lésions pulmonaires. La fonctionnalité du tissu pulmonaire préservé est mesurée par le coefficient de filtration capillaire (Kfc), utilisé pour déterminer l’étendue de l’œdème pulmonaire dans le temps.

Introduction

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Brodie et Dixon ont décrit pour la première fois le système de perfusion pulmonaire ex-vivo en 1903 1. Depuis lors, il est devenu un outil de référence pour étudier la physiologie, la pharmacologie, la toxicologie et la biochimie des poumons2,3. La technique offre un moyen cohérent et reproductible d’évaluer la viabilité des greffes de poumons et de déterminer l’effet des médiateurs inflammatoires tels que l’histamine, les métabolites de l’acide arachidonique et la substance P, entre autres, ainsi que leurs interactions lors de phénomènes pulmonaires tels que la bronchoconstriction, l’atélectasie et l’œdème pulmonaire. Le système pulmonaire isolé a été une technique clé pour dévoiler le rôle important des poumons dans l’élimination des amines biogènes de la circulation générale4,5. De plus, le système a été utilisé pour évaluer la biochimie du surfactant pulmonaire6. Au cours des dernières décennies, le système de perfusion pulmonaire ex vivo est devenu une plate-forme idéale pour la recherche sur la transplantation pulmonaire7. En 2001, une équipe dirigée par Stig Steen a décrit la première application clinique du système de perfusion pulmonaire ex-vivo en l’utilisant pour reconditionner les poumons d’un donneur de 19 ans, initialement rejeté par les centres de transplantation en raison de ses blessures. Le poumon gauche a été prélevé et perfusé pendant 65 minutes; par la suite, il a été transplanté avec succès chez un homme de 70 ans atteint de BPCO8. D’autres recherches sur le reconditionnement des poumons à l’aide de la perfusion ex vivo ont mené à la mise au point de la technique torontoise de perfusion pulmonaire prolongée pour évaluer et traiter les poumons de donneurs blessés9,10. Sur le plan clinique, le système de perfusion pulmonaire ex vivo s’est avéré être une stratégie sûre pour augmenter les bassins de donneurs en traitant et en reconditionnant les poumons de donneurs inférieurs aux normes, ne présentant aucune différence significative dans les risques ou les résultats par rapport aux donneurs critères standard10.

Le principal avantage du système de perfusion pulmonaire isolée est que les paramètres expérimentaux peuvent être évalués dans un organe fonctionnel complet qui préserve sa fonction physiologique dans une configuration de laboratoire artificiel. En outre, il permet la mesure et la manipulation de la ventilation mécanique pulmonaire pour analyser les composants de la physiologie pulmonaire tels que la résistance des voies respiratoires, la résistance vasculaire totale, les échanges gazeux et la formation d’œdèmes, qui à ce jour ne peuvent pas être mesurés avec précision in vivo sur des animaux de laboratoire2. Notamment, la composition de la solution avec laquelle le poumon est perfusé peut être entièrement contrôlée, ce qui permet l’ajout de substances pour évaluer leurs effets en temps réel et le prélèvement d’échantillons à partir de la perfusion pour une étude plus approfondie11. Les chercheurs travaillant avec le système pulmonaire isolé doivent garder à l’esprit que la ventilation mécanique provoque la carie du tissu pulmonaire raccourcissant son temps utile. Cette chute progressive des paramètres mécaniques peut être considérablement retardée par hypergonflage des poumons occasionnellement pendant la durée de l’expérience4. Pourtant, la préparation ne peut généralement pas durer plus de huit heures. Une autre considération pour le système de perfusion pulmonaire ex-vivo est l’absence de régulation nerveuse centrale et de drainage lymphatique. Les effets de leur absence ne sont pas encore entièrement compris et pourraient potentiellement être une source de biais dans certaines expériences.

La technique du système de perfusion pulmonaire isolée peut être réalisée dans le modèle de lapin avec un degré élevé de cohérence et de reproductibilité. Ce travail décrit les procédures techniques et chirurgicales pour la mise en œuvre de la technique de perfusion pulmonaire isolée ex-vivo telle que développée pour le modèle de lapin à l’Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias à Mexico, dans le but de partager les idées et de fournir un guide clair sur les étapes clés dans l’application de ce modèle expérimental.

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Protocole

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Le système de perfusion isolé dans le modèle de lapin a été largement utilisé dans le laboratoire d’hyperréactivité bronchique de l’Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias. Le protocole inclut les lapins néo-zélandais d’un poids approximatif de 2,5 à 3 kg. Tous les animaux ont été gardés dans des conditions de vivarium standard et nourris ad libitum conformément aux directives officielles mexicaines pour les animaux de laboratoire (NOM 062-ZOO-1999) et au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (8e édition, 2011). Toutes les procédures animales et les méthodes de soins aux animaux présentées dans ce protocole ont été préalablement approuvées par le Comité d’éthique de l’Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias.

REMARQUE: La préparation du système de perfusion pulmonaire isolé implique la mort délibérée d’un animal sous anesthésie et par euthanasie.

1. Équipement et préparation des appareils.

  1. Disposition de l’équipement :
    1. Installez une table d’opération avec une taille en fonction du poids du lapin.
    2. Montez le couvercle du thorax artificiel sur la colonne en acier avec la chambre en verre en dessous et le ventilateur avec une pompe à rouleaux sur les côtés.
    3. Assurez-vous que la couverture est facilement inclinée pour avoir la canule trachéale alignée avec la trachée pour permettre une connexion plus rapide.
  2. Thorax artificiel :
    REMARQUE: C’est une partie essentielle du système. Il se compose d’une chambre en verre enveloppée d’eau scellée par un couvercle spécial. La couverture fonctionne comme le porte-organe avec les connexions pour canuler la trachée et les vaisseaux qui y sont intégrés.
    1. Installez un jet de venturi actionné par de l’air comprimé pour générer la pression négative à l’intérieur du thorax artificiel.
      REMARQUE: Le module de contrôle de la ventilation (VCM) permet des ajustements séparés des pressions inspiratoires et expiratoires ainsi que de la fréquence respiratoire et du rapport entre la durée inspiratoire et la durée totale du cycle.
  3. Appareil:
    1. Assurez-vous qu’un appareil fonctionnant normalement se compose d’une colonne principale en acier montée sur une plaque de base tenant le thorax artificiel, avec le pneumotachymètre et le transducteur de poids situés au-dessus et derrière la bobine de préchauffage avec un piège à bulles.
    2. Connectez un transducteur de pression différentielle au pneumotachymètre et un autre à la pression de la chambre. Placez un couple différent de transducteurs de pression derrière le thorax pour mesurer la perfusion et les pressions veineuses.
    3. Connectez le stock de changement sous l’oxygénateur avec une électrode de niveau et le système de ventilation à côté de l’appareil.

2. Extraction chirurgicale du bloc cardiopulmonaire.

  1. Anesthésie:
    1. Utilisez une combinaison d’un sédatif (xylazine) et d’un barbiturique (pentobarbital).
      REMARQUE: Différents cocktails anesthésiques peuvent être utilisés sans effet sur les résultats expérimentaux.
    2. Tout d’abord, sédater les lapins néo-zélandais en bonne santé avec une seule injection intramusculaire de chlorhydrate de xylazine (3-5 mg / kg). Assurez-vous que les lapins restent calmes et détendus pour permettre une manipulation ultérieure après quelques minutes de l’injection.
    3. Après la sédation, utiliser les veines auriculaires marginales (latérales) comme accès pour anesthésier les lapins avec une injection intraveineuse de pentobarbital sodique (28 mg / kg).
  2. Surveillance:
    1. Pour éviter une anesthésie insuffisante ou une dépression excessive des fonctions cardiaques et respiratoires, surveillez les paramètres suivants. Pour évaluer la profondeur de l’anesthésie, effectuez un test de pincement des orteils.
    2. Assurez-vous que la membrane muqueuse est rose. Les nuances bleues ou grises indiquent une hypoxie.
    3. Assurez-vous que la fréquence cardiaque se situe entre 120 et 135 battements/min et que la température corporelle ne descend pas en dessous de 36,5 °C.
  3. Placement de l’animal :
    1. Rasez le torse du lapin et placez l’animal sur la table d’opération en position couchée. Placez le système de ventilation près de la table, derrière la tête du lapin, pour permettre de connecter les canules rapidement après la trachéotomie afin d’éviter des dommages tissulaires.
  4. Incision et trachéotomie :
    1. Disséquez la peau avec une incision de la ligne médiane ventrale de 3 à 5 cm du diaphragme jusqu’au cou.
    2. Avec les ciseaux opératoires, coupez les 2/3 antérieurs de la trachée entre deux anneaux cartilagineux pour insérer la canule trachéale à travers la membrane fibreuse trachéale.
    3. Insérez un 5 mm (diamètre extérieur; OD) canule trachéale à travers la membrane fibreuse trachéale et utilisez une suture de soie 4-0 pour la fixer soigneusement.
    4. Placez une pince ou une pince à épiler sous la trachée pour vous assurer que la canule ne se plie pas contre la trachée.
  5. Ventilation à pression positive :
    1. Tant que les poumons restent à l’extérieur du thorax artificiel, utilisez une pompe respiratoire de petite espèce pour ventiler une pression positive afin d’éviter l’effondrement des poumons pendant la chirurgie.
    2. Initier la ventilation par la canule trachéale reliée à la pompe respiratoire rapidement après la trachéotomie et avant l’ouverture du thorax.
    3. Réglez le volume courant à 10 mL/kg.
      REMARQUE: Selon la configuration de l’expérience et le modèle de thorax artificiel, fournir une ventilation en pression positive par la même pompe de ventilation utilisée pour fournir une pression négative ou une autre, ce qui permet une recanulation rapide.
  6. Thoracotomie et exsanguination :
    1. Pour accéder à la cavité thoracique, utilisez un scalpel ou des ciseaux pour ouvrir la paroi du thorax et effectuez une sternotomie médiale jusqu’au tiers supérieur du thorax.
    2. Maintenez les moitiés du thorax ouvertes par deux rétracteurs. Plusieurs battements de poumon entourent généralement le cœur.
    3. Localisez la veine cave supérieure et inférieure et référez-les avec des fils.
    4. Avant l’exsanguination de l’animal, identifiez le ventricule droit et injectez 1000 UI/kg d’héparine.
    5. Immédiatement après l’injection, ligaturez la veine cave supérieure et inférieure avec le fil pré-bouclé et effectuez une exsanguination.
  7. Récolte cœur-poumon :
    1. Récoltez le bloc cardiopulmonaire doucement et rapidement. Utilisez une dissection numérique directe ou des ciseaux à ressort pour séparer le tissu conjonctif de manière à retirer les poumons du thorax.
    2. Disséquez le système vasculaire dans la région, ainsi que l’œsophage.
    3. Couper à travers le manubrium sterni pour étendre la sternotomie médiale vers la canule trachéale, libérant la trachée des deux côtés du tissu de connexion.
    4. Maintenant, réséquez la trachée au-dessus de la canule trachéale. Tirez doucement la canule dans un axe craniocaudal pendant que la fixation dorsale de la trachée et des poumons est réséquée.
  8. Canulation:
    1. Soulevez les poumons isolés du thorax et placez-les soigneusement sur une gaze stérile sur une boîte de Pétri.
    2. Pour prévenir l’atélectasie, ventilez les poumons à l’aide d’une ventilation à pression positive avec une pression expiratoire positive (PEEP) fixée à 2 cmH2O.
    3. Retirez les ventricules en les coupant du cœur au niveau de la rainure auriculo-ventriculaire.
    4. Après avoir ouvert les deux ventricules, introduire la canule de l’artère pulmonaire OD 4,6 mm pour le lapin avec un panier à travers l’artère pulmonaire et introduire la canule de l’oreillette gauche OD 5,9 mm pour le lapin avec le panier à travers la valve mitrale dans l’oreillette gauche.
    5. Utilisez une suture de soie 4-0 dans l’artère pulmonaire et l’oreillette gauche pour fixer les canules. Inclure les tissus environnants dans les ligatures de l’artère pulmonaire et de l’oreillette gauche pour éviter la distension de ces structures.
    6. Injecter 250 mL de solution isotonique saline à travers les canules artérielles pour rincer le sang restant du lit vasculaire.

3. Technique de perfusion.

  1. Coup monté:
    1. Placez soigneusement les poumons isolés dans la chambre pulmonaire.
    2. Fixez la trachée au transducteur sur le couvercle de la chambre.
    3. Connectez les vaisseaux cannulés au système de perfusion.
    4. Fermez la chambre et fixez-la avec la serrure rotative.
      REMARQUE: Le circuit de perfusion à recirculation se compose d’un réservoir veineux ouvert, d’une pompe péristaltique, d’un échangeur de chaleur et d’un piège à bulles.
    5. À ce stade, fixez le couvercle de la chambre et passez sur un robinet d’arrêt pour passer de la ventilation à pression positive à la ventilation à pression négative. Pour vérifier la ventilation à pression négative des poumons et la fermeture étanche à l’air de la chambre, inspectez l’excursion respiratoire du poumon et la pression de la chambre sur le manomètre.
    6. Perfuser les poumons avec 200 mL de perfusat artificiel sans sang (un tampon bicarbonate de Krebs-Ringer contenant 2,5% d’albumine bovine).
    7. Commencez le débit de perfusat à 3 mL/min/kg, puis augmentez lentement le débit sur une période de 5 minutes jusqu’à 5 mL/min/kg. Atteignez un débit de 8 mL/min/kg au cours des 5 minutes suivantes, puis après une autre période de 5 minutes, atteignez un flux maximal de 10 mL/min/kg. Prenez soin d’éviter que l’air ne pénètre dans le circuit.
      REMARQUE: Maintenir le pH et la température du perfusat dans les plages physiologiques (pH 7,4-7,5; température, 37 °C-38 °C). Pour ajuster le pH, ajoutez Du NaHCO3 (1N) ou augmentez le flux de dioxyde de carbone. Vous pouvez également utiliser du HCl (0,1 N) pour acidifier.
  2. Paramètres:
    1. Vérifiez si les paramètres de perfusion et de ventilation prédéterminés sont réglés au besoin.
    2. Ventiler les poumons avec de l’air humidifié à une fréquence de 30 bpm, un volume courant de 10 mL/kg et une pression expiratoire finale (Pe) de 2 cmH2O.
      REMARQUE: La pression artérielle pulmonaire (0-20 mmHg) correspond à la hauteur du niveau de liquide dans l’oxygénateur ou le réservoir en centimètres au-dessus du tronc pulmonaire, tandis que la pression veineuse pulmonaire correspond à la hauteur de la chambre d’équilibrage de pression au-dessus de l’oreillette gauche. Les deux valeurs peuvent être modifiées. Notez que la pression de l’oreillette gauche est également de 0 à 20 mmHg.
  3. Atteindre les conditions de la zone 3 :
    1. Utilisez les deux cathéters reliés aux orifices latéraux des canules fixées dans l’artère pulmonaire, l’oreillette gauche et les transducteurs de pression pour mesurer les pressions artérielle (Pa) et veineuse (Pv).
    2. Réglez les pressions de base au niveau du hile pulmonaire (référence zéro).
    3. Mener les expériences dans des conditions de ventilation de la zone 3. Pour y parvenir, attendez 10-15 min pour obtenir un équilibre caractérisé par un état isogravimétrique.
    4. Assurez-vous que la pression veineuse est supérieure à la pression alvéolaire (Palv) et que la pression artérielle reste supérieure aux deux (Pa > Pv > Palv) pour que les conditions de la zone 3 se produisent.
    5. Assurez-vous que le poids des poumons reste constant et que les pressions artérielles et auriculaires gauches sont stables pour atteindre les conditions de la zone 3 afin d’ouvrir un nombre maximal de vaisseaux pulmonaires et de maintenir le contenu du lit microvasculaire pendant l’expérience.
      REMARQUE: La mesure de Kfc en tant qu’indicateur d’œdème pulmonaire n’a aucune variation entre un système de perfusion manuel et automatique.
  4. Contrôle électronique et traitement du signal: Assurez-vous que le flux respiratoire, les changements de poids, la pression microvasculaire, le volume courant, la résistance vasculaire, entre autres, sont enregistrés sur une unité électronique centrale multiple qui intègre les signaux provenant des transducteurs et les affiche sur le système d’évaluation.

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Résultats

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Le système de perfusion pulmonaire isolé permet la manipulation d’organes pour la biopsie, la collecte d’échantillons de perfusion et la collecte de données en temps réel de paramètres physiologiques. Le système isolé peut être utilisé pour tester de nombreuses hypothèses impliquant différentes fonctions et phénomènes pulmonaires, de l’activité métabolique et enzymatique à la formation d’œdème et aux périodes de conservation pour les greffes pulmonaires.

La figure 1

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Discussion

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Ce travail présente une vue d’ensemble du système de perfusion pulmonaire isolé, une technique essentielle dans la recherche en physiologie pulmonaire. Le système de perfusion pulmonaire isolée offre un grand degré de polyvalence dans ses utilisations et permet l’évaluation de plusieurs paramètres pertinents dans le test d’un large éventail d’hypothèses15. Un système pulmonaire isolé est un outil présent dans le monde entier qui, au cours de la dernière décennie, a encore établi sa pertinence pour...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tiennent à remercier la Ph.D. Bettina Sommer Cervantes pour son soutien dans la rédaction de ce manuscrit, et Kitzia Elena Lara Safont pour son soutien avec les illustrations.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube Tygon E-Lab à 2 arrêts, diamètre intérieur 3,17 mm, 12/paquet, noir/blancHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Adaptateur pour ventilation à pression positive sur IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Adaptateur pour ventilation à pression positive sur IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Alimentation alternative en gaz sans pression pour IPL-4 : Pour alimenter la trachée avec un mélange gazeux différent de l’air ambiant pendant la ventilation négativeHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Unité de base pour le lapin au fœtus porc Poumon perfusé isoléHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Sérum bovin A2 :D41albumine poudre lyophiliséesigma3912500 g
Chlorure de calcium, CaCl2· ; 2H2O.JT Baker10035-04-8
Flacons cryogéniquesCorning4306592 mL
de D-glucosa, C6H12O6.sigmaG5767
Sonde différentielle basse pression DLP2.5, Portée +- 2,5 cmH2O, Connecteur HSEHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Sonde de pression différentielle MPX, Portée +- 100 cmH2O, Connecteur HSEHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Eppendorf
tubes Ethanol tubes absolus HPLCCaledon
Falcon14 mL
Pompe péristaltique Harvard P-230 (complète avec boîtier de commande et entraînement du moteur P-230)Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001
Pneumotachymètre linéaire chauffé Plage de débit de 0 à 10 L/minHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349
Contrôleur de chauffage pour pneumotachymètre simple 230 VAC, 50 HzHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HéparinePISA5000 UI
Colonne HPLC (C18 100A 5U)Alltech98121213150 mm x 4,6 mm
Filtre à seringue hydrophileMillexSLLGR04NL4 mm
IPL-4 Système de noyau pour poumon isolé de lapin à fœtus de porc, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
IPL-4 Système central pour poumon isolé de lapin à fœtus de porc, 230 VHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Réservoir en verre chemisé pour solution tampon, avec fritte et tube, 6,0 LHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Circulateur thermostatique Lauda, type E-103, 230 V/50 Hz, volume de bain de 3 L, plage de température 20 à 150 °C ; CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Canule de l’oreillette gauche pour lapin avec panier, OD 5,9 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Transducteur de pression artérielle à plage basse P75 pour module PLUGSYSHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0020
Sulfate de magnésium heptahydraté, MgSO4· ; 7H2OJT Baker10034-99-8
Tube de microcentrifugationCorning430909
Option de contrôle de ventilation à pression négative avec régulateur de pression pour IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
Lapins
PISABENTAL (Pentobarbital sodique)PISAQ-7833-215
Boîtier PLUGSYS, Type 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
temps PLUGSYSTCM Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
transducteur PLUGSYS (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
transducteur PLUGSYS (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Module de contrôle de la ventilation avec régulateur de pressionHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Chlorure de potassium, KCl.JT Baker3040-01
Dihydrogénophosphate de potassium, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (Xylacine clorhydrate)PISAQ-7833-099
Canule artère pulmonaire pour lapin avec panier, OD 4.6 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Couteauscalpel
Servocontrôleur de sérotonine 5-HT
pour la perfusion (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Snap Cap Microcentrifuge TubeCostar36201,7 mL
Bicarbonate de sodium, NaHCO3sigmaS6014
Chlorure de sodium, NaCl.sigmaS9888
Gants chirurgicaux n° 7 1/2
Gants chirurgicaux n° 8
Tubes TaygonCanule trachéale Masterflex
pour lapin, OD 5,0 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163
de Nouvelle-Zélande Module compteur de Module amplificateur de Module amplificateur de

Références

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