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Article de méthode

Une fenêtre permanente pour enquêter sur les métastases cancéreuses au poumon

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DOI :

10.3791/62761

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1 juillet 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Structural Biology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 2Gruss-Lipper Biophotonics Center, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 3Department of Surgery, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 4Integrated Imaging Program, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Cente, 5Department of Pathology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour l’implantation chirurgicale d’une fenêtre optique à demeure permanente pour le thorax murin, qui permet une imagerie intravitale à haute résolution du poumon. La permanence de la fenêtre la rend bien adaptée à l’étude des processus cellulaires dynamiques dans le poumon, en particulier ceux qui évoluent lentement, tels que la progression métastatique des cellules tumorales disséminées.

Résumé

Les métastases, qui représentent environ 90% de la mortalité liée au cancer, impliquent la propagation systémique des cellules cancéreuses des tumeurs primaires aux sites secondaires tels que les os, le cerveau et les poumons. Bien que largement étudiés, les détails mécanistes de ce processus restent mal compris. Alors que les modalités d’imagerie courantes, y compris la tomodensitométrie (TDM), la tomographie par émission de positons (TEP) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM), offrent divers degrés de visualisation globale, chacune n’a pas la résolution temporelle et spatiale nécessaire pour détecter la dynamique des cellules tumorales individuelles. Pour y remédier, de nombreuses techniques ont été décrites pour l’imagerie intravitale des sites métastatiques courants. Parmi ces sites, le poumon s’est avéré particulièrement difficile d’accès pour l’imagerie intravitale en raison de sa délicatesse et de son rôle essentiel dans le maintien de la vie. Bien que plusieurs approches aient déjà été décrites pour l’imagerie intravitale unicellulaire du poumon intact, toutes impliquent des procédures hautement invasives et terminales, limitant la durée maximale possible de l’imagerie à 6-12 h. Une technique améliorée pour l’implantation permanente d’une fenêtre optique thoracique mini-invasive pour l’imagerie pulmonaire à haute résolution (WHRIL) est décrite ici. Combinée à une approche adaptée de la microcartographie, la fenêtre optique innovante facilite l’imagerie intravitale en série du poumon intact à une résolution unicellulaire sur plusieurs sessions d’imagerie et sur plusieurs semaines. Compte tenu de la durée sans précédent pendant laquelle les données d’imagerie peuvent être recueillies, le WHRIL peut faciliter la découverte accélérée des mécanismes dynamiques sous-jacents à la progression métastatique et de nombreux processus biologiques supplémentaires dans les poumons.

Introduction

Responsable d’environ 90% des décès, les métastases sont la principale cause de mortalité liée au cancer1. Parmi les principaux sites de métastases cliniquement observées (os, foie, poumon,cerveau)2,le poumon s’est avéré particulièrement difficile pour l’imagerie in vivo par microscopie intravitale. C’est parce que le poumon est un organe délicat en mouvement perpétuel. Le mouvement continu des poumons, aggravé par le mouvement cardiaque intrathoracique, représente un obstacle important à l’imagerie précise. Par conséquent, en raison de son inaccessibilité relative aux modalités de l’imagerie optique intravitale à haute résolution, la croissance du cancer dans le poumon a souvent été considérée comme un processus occulte3.

Dans le milieu clinique, les technologies d’imagerie telles que la tomodensitométrie (TDM), la tomographie par émission de positons (TEP) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM) permettent une visualisation profonde dans des organes vitaux intacts tels que le poumon4. Cependant, bien que ces modalités fournissent d’excellentes vues de l’organe brut (révélant souvent même une pathologie avant l’apparition des symptômes cliniques), elles sont d’une résolution inadéquate pour détecter les cellules tumorales disséminées individuelles à mesure qu’elles progressent dans les premiers stades des métastases. Par conséquent, au moment où les modalités susmentionnées fournissent toute indication de métastases au poumon, les foyers métastatiques sont déjà bien établis et prolifèrent. Étant donné que le microenvironnement tumoral joue un rôle central dans la progression du cancer et la formation de métastases5,6, il existe un grand intérêt à étudier les premières étapes de l’ensemencement métastatique in vivo. Cet intérêt est en outre alimenté par l’appréciation accrue que les cellules cancéreuses se propagent avant même que la tumeur primaire ne soit détectée7,8 et par les preuves croissantes qu’elles survivent en tant que cellules uniques et dans un état dormant pendant des années à des décennies avant de se transformer en macro-métastases9.

Auparavant, l’imagerie du poumon à résolution unicellulaire impliquait nécessairement des préparations ex vivo ou explantées10,11,12,13, limitant les analyses à des points temporels uniques. Bien que ces préparations fournissent des informations utiles, elles ne fournissent aucun aperçu de la dynamique des cellules tumorales dans l’organe connecté à un système circulatoire intact.

Les progrès technologiques récents en imagerie ont permis la visualisation intravitale du poumon intact à une résolution unicellulaire sur des périodes allant jusqu’à 12 h14,15,16. Cela a été accompli dans un modèle murin utilisant un protocole qui impliquait la ventilation mécanique, la résection de la cage thoracique et l’immobilisation pulmonaire assistée par le vide. Cependant, bien qu’elle offre les premières images à résolution unicellulaire du poumon physiologiquement intact, la technique est très invasive et terminale, empêchant ainsi d’autres séances d’imagerie au-delà de la procédure d’index. Cette limitation empêche donc son application à l’étude des étapes métastatiques qui durent plus de 12 h, telles que la dormance et la réinitiation de la croissance14,15,16. De plus, les modèles de comportement cellulaire observés à l’aide de cette approche d’imagerie doivent être interprétés avec prudence, étant donné que les différences de pression induites par le vide sont susceptibles de provoquer des détournements dans le flux sanguin.

Pour surmonter ces limitations, une fenêtre mini-invasive pour l’imagerie pulmonaire à haute résolution (WHRIL) a récemment été développée, facilitant l’imagerie en série sur une longue période de jours à plusieurs semaines, sans avoir besoin de ventilation mécanique17. La technique implique la création d’une « cage thoracique transparente » avec une cavité thoracique scellée pour la préservation de la fonction pulmonaire normale. La procédure est bien tolérée, ce qui permet à la souris de récupérer sans altération significative de l’activité et de la fonction de base. Pour localiser de manière fiable exactement la même région pulmonaire à chaque séance d’imagerie respective, une technique connue sous le nom de microcartographie a été appliquée à cette fenêtre18. Grâce à cette fenêtre, il a été possible de capturer des images de cellules lorsqu’elles arrivent au lit vasculaire du poumon, traversent l’endothélium, subissent une division cellulaire et se développent en micro-métastases.

Ici, l’étude présente une description détaillée d’un protocole chirurgical amélioré pour l’implantation du WHRIL, qui simplifie la chirurgie tout en augmentant simultanément sa reproductibilité et sa qualité. Bien que ce protocole ait été conçu pour permettre l’étude des processus dynamiques sous-jacents aux métastases, la technique peut également être appliquée à l’investigation de nombreux processus de biologie et de pathologie pulmonaires.

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Protocole

Toutes les procédures décrites dans ce protocole ont été effectuées conformément aux lignes directrices et aux règlements pour l’utilisation des animaux vertébrés, y compris l’approbation préalable du comité de soins et d’utilisation des animaux en établissement de l’Albert Einstein College of Medicine.

1. Passivation des fenêtres

  1. Rincer les cadres de fenêtre optiques (Figure supplémentaire 2) avec une solution à 1% (p/v) de détergent enzymatiquement actif.
  2. À l’intérieur d’un bocal en verre, immerger les cadres optiques des fenêtres dans une solution d’hydroxyde de sodium à 5 % (p/v) pendant 30 min à 70 °C.
  3. Retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.
  4. À l’intérieur d’un nouveau bocal en verre, immerger les cadres optiques des fenêtres dans une solution d’acide citrique à 7 % (p/v) pendant 10 min à 55 °C.
  5. Encore une fois, retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.
  6. Répétez l’étape 1.2; ensuite, retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.

2. Préparation à la chirurgie

  1. Effectuez la chirurgie dans une hotte ou une armoire à flux laminaire. Pour éviter la contamination du champ opératoire, assurez-vous de zones distinctes et séparées pour la préparation, la chirurgie et la récupération, respectivement.
  2. Avant la chirurgie, stérilisez tous les instruments chirurgicaux dans un autoclave. Si des procédures ultérieures sont prévues, stérilisez à nouveau les instruments à l’aide d’un stérilisateur à billes chaudes. Pour cette intervention chirurgicale, une technique de pointe uniquement est utilisée.
  3. Allumez le stérilisateur de perles et de perles chirurgicales chauffées.
  4. Anesthésier la souris avec 5% d’isoflurane dans la chambre d’anesthésie.
  5. Pour enlever les poils, appliquez généreusement une crème dépilatoire sur le site d’incision thoracique en haut à gauche. Après pas plus de 20 s, essuyez fermement les cheveux et la crème dépilatoire à l’aide de papier de soie humidifié. Répétez si nécessaire pour enlever tous les poils du site chirurgical.
  6. À l’aide d’une suture de soie 2-0, nouez un nœud à la base d’un cathéter de 22 G, en laissant une queue de 2 pouces de long (voir figure 1A).

3. Chirurgie de la fenêtre pulmonaire

  1. Lavez-vous les mains à l’aide de savon antiseptique.
  2. Avant chaque nouvelle chirurgie, enfilez de nouveaux gants stériles.
  3. Pour prévenir le dessèchement de la cornée et les dommages aux yeux de la souris, appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux.
  4. Diluer 10 μL (0,1 mg/kg) de buprénorphine dans 90 μL de PBS stérile, puis injecter par voie sous-cutanée pour assurer une analgésie préopératoire.
  5. Intuber la souris avec le cathéter 22 G attaché à la suture de soie15. À l’aide d’une ampoule gonflante, confirmez la réussite de l’intubation en notant l’élévation bilatérale de la poitrine lors de la compression de l’ampoule.
  6. Fixez le cathéter d’intubation en attachant la suture de soie 2-0 autour du museau de la souris (voir figure 1B).
  7. Placez la souris sur le support chirurgical chauffé et positionnez-la dans le décubitus latéral droit pour exposer le thorax gauche.
  8. Connectez le ventilateur au cathéter d’intubation.
  9. Assurer une ventilation contrôlée et stable sur le ventilateur, puis abaisser l’isofluorane à 3%. Au début de la procédure et périodiquement pendant toute la durée de la procédure, évaluez l’adéquation de l’anesthésie en effectuant un test de pincement des orteils.
  10. À l’aide de ruban adhésif en papier, fixez les membres antérieurs et postérieurs, respectivement, au stade chirurgical chauffé. Placez un autre morceau de ruban adhésif le long du dos de la souris pour maximiser l’exposition au champ chirurgical (voir La figure 1C).
  11. Ouvrez tous les instruments chirurgicaux sous le capot pour préserver la stérilité.
  12. Stériliser le site chirurgical par une application généreuse d’antiseptique sur la peau de la souris.
  13. À l’aide d’une pince, soulevez la peau et faites une incision circulaire d’environ 10 mm, d’environ 7 mm à gauche du sternum et d’environ 7 mm au-dessus de la marge sous-costale(Figure 1D).
  14. Identifiez soigneusement tous les principaux navires. Si la division des vaisseaux est nécessaire, cautériser aux deux extrémités avec le stylo d’électrocautérisation pour maintenir l’hémostase.
  15. Exciser les tissus mous recouvrant les côtes.
  16. Élevez la 6e oula 7e côte àl’aide d’une pince. À l’aide d’une seule lame des ciseaux à micro-dissection émoussés, le côté arrondi vers le poumon, perce soigneusement le muscle intercostal entre les6 ème et 7ème côtes pour entrer dans l’espace intrathoracique (Figure 1E).
  17. Déchargez délicatement la cartouche d’air comprimé au niveau du défaut pour effondrer le poumon et le séparer de la paroi thoracique. Tirez l’air comprimé en courtes rafales pour prévenir les lésions pulmonaires iatrogènes.
  18. Placez le poinçon de biopsie sur l’outil de coupe (Figure supplémentaire 1) et manœuvrez soigneusement la base de l’outil de coupe à travers l’incision intercostale (Figure 1F).
  19. Orientez la base de l’outil de coupe de manière à ce qu’elle soit parallèle à la paroi thoracique. Percez un trou circulaire de 5 mm à travers la cage thoracique (Figure 1G).
    REMARQUE: Assurez-vous que le tissu pulmonaire exposé est rose, sans signes de dommages.
  20. À l’aide de la suture de soie 5-0, créez un point de cordon de la bourse à environ 1 mm du trou, circonférentiellement, entrelacé avec les côtes (Figure 1H).
  21. Positionnez le cadre de la fenêtre de telle sorte que les bords du défaut circulaire s’alignent dans la rainure de la fenêtre (voir Figure 1I).
  22. Verrouillez solidement la fenêtre implantée en attachant fermement la suture de soie 5-0.
  23. Chargez 100 μL d’adhésif en gel cyanoacrylate dans la seringue de 1 mL.
  24. Séchez le poumon en appliquant un flux doux et régulier d’air comprimé pendant environ 10 à 20 s(Figure 1J).
  25. À l’aide de pinces pour saisir le cadre de la fenêtre par son bord extérieur, soulevez doucement pour assurer la séparation du poumon de la sous-surface du cadre de la fenêtre.
  26. Distribuer une fine couche d’adhésif cyanoacrylate le long de la sous-surface du cadre de la fenêtre optique (Figure 1K).
  27. Augmenter la pression expiratoire positive (PEEP) sur le ventilateur pour gonfler le poumon.
  28. En maintenant pendant 10 à 20 s, appliquez une pression douce mais ferme pour fixer le cadre de la fenêtre optique sur le tissu pulmonaire(Figure 1L).
  29. Distribuer une goutte de 5 mm de l’adhésif de gel cyanoacrylate restant sur un couvercle rectangulaire.
  30. Récupérez le couvercle de 5 mm à l’aide de micros sous vide. Trempez la sous-surface du couvercle dans l’adhésif, puis grattez l’excès d’adhésif trois fois contre le côté du couvercle rectangulaire, de sorte qu’il ne reste qu’une très fine couche (Figure 1M).
  31. Positionnez soigneusement le couvercle pour qu’il s’adapte à l’intérieur de l’évidement au centre du cadre optique de la fenêtre et est maintenu au-dessus du tissu pulmonaire à un angle. Serrez brièvement le ventilateur pour générer une pression positive, hyper-gonflant le poumon. À l’aide d’un mouvement de rotation, orientez le couvercle parallèlement au tissu pulmonaire pour créer une apposition directe entre la surface du poumon et la sous-surface du couvercle. Maintenez une pression douce, ce qui permet à l’adhésif cyanoacrylate de se fixer (~ 25 s).
  32. Utilisez les pinces pour séparer le couvercle des capteurs à vide (Figure 1N).
  33. En utilisant une suture de soie 5-0, créez à nouveau un point de cordon de la bourse, cette fois <1 mm circonférentiellement du bord coupé de l’incision cutanée. Placez tout excès de peau sous le bord extérieur du cadre de la fenêtre avant de l’attacher fermement avec des nœuds de verrouillage.
  34. Pour assurer une étanchéité à l’air entre le couvercle et le cadre de la fenêtre, distribuer une petite quantité de cyanoacrylate liquide à l’interface métal-verre (voir Figure 1O).
  35. Fixez une aiguille stérile à une seringue à insuline de 1 mL. Insérez l’aiguille sous le processus xiphoïde, en avançant vers l’épaule gauche, en entrant dans la cavité thoracique par le diaphragme. Retirez doucement la seringue pour retirer l’air résiduel de la cavité thoracique (voir Figure 1P).
  36. Retirez la bande de la souris.
  37. Désactivez l’isoflurane.
  38. Continuez la ventilation avec 100% d’oxygène jusqu’à ce que la souris semble prête à se réveiller.
  39. Coupez soigneusement la suture de soie 2-0 autour du museau de la souris et extubez la souris.
  40. Transférez la souris dans une cage propre et surveillez jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie. Euthanasier la souris si des signes de difficulté à respirer sont présents.
  41. Fournir une analgésie postopératoire en injectant par voie sous-cutanée 10 μL (0,1 mg/kg) de buprénorphine diluée dans 90 μL de solution tamponnée stérile au phosphate (PBS).

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Résultats

Les étapes de l’intervention chirurgicale décrites dans ce protocole sont résumées et illustrées à la figure 1. Brièvement, avant la chirurgie, les souris sont anesthésiées et les poils sur le thorax gauche sont enlevés. Les souris sont intubées et ventilées mécaniquement pour permettre leur survie lors de la rupture de la cavité thoracique. Les tissus mous recouvrant les côtes sont excisés et un petit défaut circulaire est créé, couvrant les6ème et7ème côtes. Le cadre ...

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Discussion

Sur les sites de métastases à distance tels que le poumon, l’imagerie optique à haute résolution fournit un aperçu de la dynamique élaborée des métastases des cellules tumorales. En permettant la visualisation in vivo de cellules cancéreuses uniques et de leurs interactions avec le tissu hôte, l’imagerie intravitale à haute résolution s’est avérée essentielle à la compréhension des mécanismes sous-jacents aux métastases.

Décrit ici est un protocole chirurgical amélioré pour l’implanta...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne divulguent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les subventions suivantes : CA216248, CA013330, Ruth L. Kirschstein T32 Training Grant CA200561 de Montefiore, METAvivor Early Career Award, le Gruss-Lipper Biophotonics Center et son programme d’imagerie intégrée, et Jane A. et Myles P. Dempsey. Nous tenons à remercier l’Analytical Imaging Facility (AIF) de l’Einstein College of Medicine pour son soutien en imagerie.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
solution à 1 % (p/v) de détergent enzymatiqueAlconox IncN/A  ; détergent anionique concentré avec enzyme protéase pour le nettoyage manuel et par ultrasons
2 & micro ; m microsphères fluorescentesInvitrogenF8827
5 mm lamelleMicroscopie électronique Sciences72296-05
solution à 5 % (p/v) d’hydroxyde de sodiumSigma-AldrichS8045
5 % IsofluraneHenry Schein, Inc29405
5-0 soie tressée avec aiguille coupante RB-1Ethicon, Inc.774B
Solution à 7 % (p/v) d’acide citriqueSigma-Aldrich251275
8 mm Cadre de fenêtre en acier inoxydableN/A/ASur mesure, Supplémentaire Figure 2
9 cm 2-0 cravate en soieEthicon, Inc.LA55G
5 mm poinçon de biopsie jetableIntegra  ; 33-35-SH
Ciseaux de micro-dissection émoussésRobozRS-5980
Porte-outil de fenêtre en laitonN/AN/ASur mesure, Figure supplémentaire 3
BuprénorphineHospira0409-2012-32
Stylo de cautèreBraintree ScientificGEM 5917
Gluconate de chlorhexidine  ; Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep Écouvillon simple 1,75 mL
Cartouche d’air compriméFalconDPSJB-12
Adhésif cyanoacrylateHenkel AdhésifsLOC1363589
Illuminateur à fibre optiqueO.C. White CompanyFL3000
Stérilisateur à billesCellPoint ScientificGER  ; 5287-120VGerminator 500
Pince GraefeRobozRS-5135
Lampe chauffante infrarougeBraintree ScientificHL-1
Seringues à insulineBecton Dickinson329424
Vaporisateur d’isofluraneSurgiVetVCT302
Jacobson porte-aiguille avec serrureKalson SurgicalT1-140
Applicateurs à embouts longs en cotonMedline IndustriesMDS202055
NairChurch & Dwight Co., Inc.
Néomycine/polymyxine B/bacitracineJohnson & Johnson501373005Pommade antibiotique
Pommade ophtalmiqueDechra Veterinary Products17033-211-38
Bande de papierFisher ScientificS68702
Ventilateur murinKent ScientificPS-02PhysioSuite
Couverture rectangulaire en verreCorning2980-225
Support d’intubation pour rongeursBraintree ScientificRIS 100
Bulbe de gonflage pulmonaire pour petits animauxHarvard Apparatus72-9083
Outil de coupe en acier inoxydableN/A N/ASur mesure, Supplementary Figure 1
Sulfamethoxazole et triméthoprime antibiotique oralHi-Tech Pharmacal Co.50383-823-16
SurgiSuite Plate-forme chirurgicale multifonctionnelle pour souris, avec réchauffementKent ScientificSURGI-M02 Plate-formechirurgicale chauffée
Cathéter trachéalExelint International2674622 G Cathéter
Système de ramassage sous vide Sonde métalliqueTed Pella, Inc.Référence 528 à 112
N40002957

Références

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562(2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590(2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

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