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Article de méthode

Récupération assistée du pétrole à l’aide d’une combinaison de biosurfactants

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DOI :

10.3791/63207

⸱

3 juin 2022

 ,  ,  , 
1Department of Biochemical Engineering and Biotechnology, Indian Institute of Technology Delhi, 2Indian Oil Corporation, Research and Development Faridabad

Dans cet article

Résumé

Nous illustrons les méthodes impliquées dans le criblage et l’identification des microbes producteurs de biosurfactants. Les méthodes de caractérisation chromatographique et d’identification chimique des biosurfactants, déterminant l’applicabilité industrielle du biosurfactant dans l’amélioration de la récupération de l’huile résiduelle sont également présentées.

Résumé

Les biosurfactants sont des composés tensioactifs capables de réduire la tension superficielle entre deux phases de polarités différentes. Les biosurfactants sont apparus comme des alternatives prometteuses aux tensioactifs chimiques en raison de leur toxicité moindre, de leur biodégradabilité élevée, de leur compatibilité environnementale et de leur tolérance aux conditions environnementales extrêmes. Nous illustrons ici les méthodes utilisées pour le criblage des microbes capables de produire des biosurfactants. Les microbes producteurs de biosurfactant ont été identifiés à l’aide de tests d’effondrement de gouttes, d’épandage d’huile et d’indice d’émulsion. La production de biosurfactants a été validée en déterminant la réduction de la tension superficielle du milieu due à la croissance des membres microbiens. Nous décrivons également les méthodes impliquées dans la caractérisation et l’identification des biosurfactants. Une chromatographie sur couche mince du biosurfactant extrait, suivie d’une coloration différentielle des plaques, a été effectuée pour déterminer la nature du biosurfactant. LCMS, RMN 1H et FT-IR ont été utilisés pour identifier chimiquement le biosurfactant. Nous illustrons également les méthodes permettant d’évaluer l’application de la combinaison de biosurfactants produits pour améliorer la récupération de l’huile résiduelle dans une colonne de sable simulée.

Introduction

Les biosurfactants sont les molécules tensio-actives amphipathiques produites par des micro-organismes qui ont la capacité de réduire la surface et la tension interfaciale entre deux phases1. Un biosurfactant typique contient une partie hydrophile qui est généralement composée d’une fraction sucrée ou d’une chaîne peptidique ou d’un acide aminé hydrophile et une partie hydrophobe composée d’une chaîne d’acides gras saturés ou insaturés2. En raison de leur nature amphipathique, les biosurfactants s’assemblent à l’interface entre les deux phases et réduisent la tension interfaciale à la frontière, ce qui facilite la dispersion d’une phase dans l’autre 1,3. Divers types de biosurfactants qui ont été rapportés jusqu’à présent comprennent les glycolipides dans lesquels les glucides sont liés à des acides aliphatiques ou hydroxy-aliphatiques à longue chaîne via des liaisons ester (par exemple, les rhamnolipides, les tréhalolipides et les sophorolipides), les lipopeptides dans lesquels les lipides sont attachés à des chaînes polypeptidiques (par exemple, la surfactine et la lichénysine) et les biosurfactants polymères qui sont généralement composés de complexes polysaccharide-protéine (par exemple, émulsan, liposan, alasan et lipomannane)4. D’autres types de biosurfactants produits par les micro-organismes comprennent les acides gras, les phospholipides, les lipides neutres et les biosurfactants particulaires5. La classe de biosurfactants la plus étudiée est celle des glycolipides et parmi eux la plupart des études ont été rapportées sur les rhamnolipides6. Les rhamnolipides contiennent une ou deux molécules de rhamnose (qui forment la partie hydrophile) liées à une ou deux molécules d’acide gras à longue chaîne (généralement de l’acide hydroxy-décanoïque). Les rhamnolipides sont des glycolipides primaires rapportés en premier chez Pseudomonas aeruginosa7.

Les biosurfactants ont gagné en attention par rapport à leurs homologues chimiques en raison de diverses propriétés uniques et distinctives qu’ils offrent8. Il s’agit notamment d’une plus grande spécificité, d’une toxicité plus faible, d’une plus grande diversité, d’une plus grande facilité de préparation, d’une biodégradabilité plus élevée, d’une meilleure moussage, d’une compatibilité environnementale et d’une activité dans des conditions extrêmes9. La diversité structurelle des biosurfactants (figure S1) est un autre avantage qui leur donne un avantage sur leurs homologues chimiques10. Ils sont généralement plus efficaces et efficients à des concentrations plus faibles, car leur concentration micellaire critique (CMC) est généralement plusieurs fois inférieure à celle des tensioactifs chimiques11. Ils ont été signalés comme étant très thermostables (jusqu’à 100 °C) et peuvent tolérer un pH plus élevé (jusqu’à 9) et des concentrations élevées de sel (jusqu’à 50 g/L)12 , offrant ainsi plusieurs avantages dans les processus industriels, qui nécessitent une exposition à des conditions extrêmes13. La biodégradabilité et la toxicité plus faible les rendent adaptés à des applications environnementales telles que la bioremédiation. En raison des avantages qu’ils offrent, ils ont reçu une attention accrue dans diverses industries comme l’industrie alimentaire, agricole, détergente, cosmétique et pétrolière11. Les biosurfactants ont également attiré beaucoup d’attention dans l’assainissement des hydrocarbures pour l’élimination des contaminants pétroliers et des polluants toxiques14.

Nous rapportons ici la production, la caractérisation et l’application de biosurfactants produits par Rhodococcus sp. IITD102, Lysinibacillus sp. IITD104 et Paenibacillus sp. IITD108. Les étapes du criblage, de la caractérisation et de l’application d’une combinaison de biosurfactants pour la récupération assistée du pétrole sont décrites à la figure 1.

figure-introduction-1
Figure 1 : Méthode de récupération assistée de l’huile à l’aide d’une combinaison de biosurfactants. Le flux de travail par étapes est affiché. Les travaux se sont déroulés en quatre étapes. Tout d’abord, les souches microbiennes ont été cultivées et examinées pour la production de biosurfactant par divers essais, notamment le test d’effondrement des gouttes, le test d’étalement d’huile, le test d’indice d’émulsion et la mesure de la tension superficielle. Ensuite, les biosurfactants ont été extraits du bouillon sans cellules et leur nature a été identifiée à l’aide de la chromatographie sur couche mince et ils ont été identifiés à l’aide de LCMS, RMN et FT-IR. Dans l’étape suivante, les biosurfactants extraits ont été mélangés ensemble et le potentiel du mélange résultant pour une récupération assistée du pétrole a été déterminé à l’aide de la technique de la colonne de sable. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Le criblage de ces souches microbiennes pour produire des biosurfactants a été effectué par effondrement de gouttes, propagation d’huile, dosage de l’indice d’émulsion et détermination de la réduction de la tension superficielle du milieu sans cellules due à la croissance des microbes. Les biosurfactants ont été extraits, caractérisés et identifiés chimiquement par LCMS, RMN 1H et FT-IR. Enfin, un mélange de biosurfactants produits par ces microbes a été préparé et a été utilisé pour récupérer l’huile résiduelle dans une colonne de sable simulée.

La présente étude illustre seulement les méthodes impliquées dans le criblage, l’identification, la caractérisation structurelle et l’application de la combinaison de biosurfactants sur l’amélioration de la récupération de l’huile résiduelle. Il ne fournit pas de caractérisation fonctionnelle détaillée des biosurfactants produits par les souches microbiennes15,16. Diverses expériences telles que la détermination critique des micelles, l’analyse thermogravimétrique, la mouillabilité de surface et la biodégradabilité sont effectuées pour une caractérisation fonctionnelle détaillée de tout biosurfactant. Mais comme cet article est un document sur les méthodes, l’accent est mis sur le criblage, l’identification, la caractérisation structurelle et l’application de la combinaison de biosurfactants pour améliorer la récupération de l’huile résiduelle; ces expériences n’ont pas été incluses dans cette étude.

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Protocole

1. Croissance des souches microbiennes

  1. Peser 2 g de poudre de bouillon Luria et ajouter à 50 mL d’eau distillée dans une fiole conique de 250 mL. Mélanger le contenu jusqu’à ce que la poudre se dissout complètement et porter le volume à 100 mL à l’aide d’eau distillée.
  2. De même, préparez deux autres flacons de 100 mL de bouillon Luria et placez des bouchons de coton sur le col des flacons.
  3. Couvrir les bouchons de coton avec du papier d’aluminium et autoclaver les flacons pendant 15 min à 121 °C et 15 psi pour stériliser le support.
  4. Après l’autoclavage, laissez le média refroidir à la température ambiante.
  5. Pour la préparation de la culture primaire d’une souche, choisir une seule colonie dans une plaque LA à l’aide d’une boucle d’inoculation et inoculer dans un tube à essai contenant 5 mL de bouillon stérile Luria.
  6. Incuber le tube à essai pendant la nuit à 30 °C à 180 tr/min.
  7. Inoculer les flacons contenant 100 mL de bouillon Luria autoclavé en ajoutant 1 mL de cultures de graines cultivées pendant la nuit aux flacons à l’intérieur de l’armoire à flux d’air laminaire.
  8. Incuber les flacons dans un incubateur rotatif à 30 °C et 180 tr/min pendant 7 jours.
  9. Une fois la période d’incubation terminée, récoltez les flacons et transférez le bouillon de culture dans les tubes de centrifugeuse. Centrifuger la culture à 4 500 x g pendant 20 min dans une centrifugeuse réfrigérée à 4 °C.
  10. Versez doucement le surnageant sans cellule dans un bécher frais et utilisez-le dans des tests de criblage pour la production de biosurfactants.

2. Essais de criblage pour la production de biosurfactants

REMARQUE : Dans les sections suivantes, un tensioactif commercial (saponine) a été utilisé comme témoin positif, tandis que l’eau et les milieux non inoculés ont été utilisés comme témoin négatif.

  1. Essai d’effondrement de goutte
    1. Prenez une lame de verre propre et recouvrez la surface de la lame de 200 μL d’huile.
    2. Ajouter 20 μL du surnageant sans cellule au centre de l’huile et laisser tranquille pendant 2-3 min.
      REMARQUE: Si la goutte s’effondre, notez le surnageant positif pour la présence de biosurfactant.
  2. Essai d’épandage d’huile
    1. Prendre 20 mL d’eau distillée double dans une plaque de Petri (75 mm de diamètre) et ajouter 200 μL de pétrole brut à la surface de l’eau.
    2. Ajouter 20 μL de surnageant sans cellule au centre de l’huile et laisser tranquille pendant 1 min.
      REMARQUE: Si une zone de défrichement est formée en raison du déplacement de l’huile, notez le surnageant positif pour la présence du biosurfactant.
  3. Dosage de l’indice d’émulsion (test E 24 )
    1. Ajouter 4 mL d’essence (essence) et un surnageant sans cellule chacun dans un tube à essai en verre propre.
    2. Vortex le mélange vigoureusement pendant 3 min et laissez-le intact pendant les 24 heures suivantes.
    3. Après 24 h, déterminer l’indice E24 en pourcentage de la hauteur de la couche émulsionnée (cm) par rapport à la hauteur de toute la colonne de liquide (cm).
      figure-protocol-1
      REMARQUE: Si une émulsion (huile dans l’eau ou eau dans l’huile) est observée après 24 h, le surnageant est susceptible de contenir le biosurfactant.
  4. Mesure de la tension superficielle
    REMARQUE: La tension superficielle a été mesurée à l’aide de la méthode de l’anneau de Du Noüy17. L’instrument utilisé dans cette expérience (voir Tableau des matériaux) est très sensible, alors assurez-vous d’un nettoyage adéquat du récipient en verre et de la sonde.
    1. Allumez le système et double-cliquez sur le logiciel associé pour l’ouvrir.
    2. Nettoyez le récipient en verre avec le liquide dont la tension superficielle doit être déterminée.
    3. Ajouter le liquide (40 ml) dans le récipient et monter le récipient sur le porte-récipient.
    4. Déverrouillez le support de la sonde et montez la sonde dessus. Maintenant, verrouillez le support de la sonde en appuyant sur le bouton Verrouiller du contrôleur manuel.
    5. À l’aide du contrôleur manuel, ajustez la hauteur de la plate-forme de sorte que la sonde soit à environ 2-3 mm de la surface du liquide.
    6. Utilisez maintenant le logiciel pour mesurer la tension superficielle. Cliquez sur Fichier situé dans le panneau supérieur gauche de l’écran. Cliquez sur Ouvrir l’espace de travail. Une fenêtre pop-up apparaîtra.
    7. Faites défiler vers le bas et double-cliquez sur l’icône K100: Surface and Interfacial Tension .
    8. Maintenant, cliquez sur l’icône Fichier située dans le coin supérieur gauche de l’écran. Cliquez sur Nouvelle base de données. Entrez le nom pour enregistrer les données et cliquez sur OK.
    9. Encore une fois, cliquez sur Fichier > Nouvelle mesure > anneau > SFT. Entrez le nom de la mesure. Assurez-vous que le modèle de configuration affiche l’anneau SFT.
    10. Remplissez les détails dans la fenêtre Configuration de la mesure en sélectionnant la sonde et le récipient utilisé pour la mesure. Remplissez également les détails de la phase liquide et gazeuse.
      REMARQUE: La phase liquide sera l’eau, tandis que la phase gazeuse sera l’air. La densité de la phase liquide est la densité du surnageant libre de la cellule. Ceci peut être déterminé en prenant le poids de 50 mL du liquide et en calculant la densité en Kg/m3.
    11. Maintenant, cliquez sur l’onglet Procédure et remplissez les détails suivants : Vitesse de détection: 6 mm / min, Sensibilité de détection: 0,005 g, Vitesse de recherche: 6 mm / min, Sensibilité de recherche: 0,005 g, Vitesse de mesure: 3 mm / min, Sensibilité de mesure: 0,001 g, Profondeur d’immersion: 3 mm, Distance de retour: 10%, Correction: Harkins & Jordan, valeurs maximales: 5. Cliquez sur OK.
    12. Dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez la base de données pour stocker les données et cliquez sur OK.
      REMARQUE: On peut créer une nouvelle base de données ici ou ajouter de nouvelles mesures aux données existantes.
    13. Maintenant, cliquez sur le bouton Lecture situé en haut au centre de l’écran. Le système commencera à exécuter le script. Une fois le système stabilisé, il détectera la surface. Plongez la sonde dans le liquide, déplacez la sonde d’avant en arrière et détectez la tension dans la lame formée.
    14. Pour obtenir les résultats, cliquez sur l’icône Mesure au milieu à gauche de l’écran. Cliquez sur Données et notez la tension superficielle déterminée.
    15. Une fois la mesure terminée, abaissez la hauteur de la plate-forme et déverrouillez et démontez la sonde et le navire de l’instrument.
      REMARQUE: Pour déterminer la diminution de la tension superficielle due à la production de biosurfactant, le LB non ininoculé doit être utilisé comme témoin.

3. Extraction de biosurfactants

  1. Ajuster le pH du surnageant libre de la cellule à 2 à l’aide de 2 N HCl. Conserver le mélange à 4 °C pendant la nuit.
  2. Ajouter un volume égal de mélange chloroforme-méthanol (2:1) au surnageant et mélanger vigoureusement pendant 20 min.
  3. Laissez le mélange intact pour que la séparation de phase se produise.
  4. Retirer la phase supérieure contenant de l’eau et du méthanol et laisser la phase inférieure contenant le biosurfactant s’évaporer dans une hotte.
  5. Après évaporation de la phase organique, redissoudre le biosurfactant brut de couleur miel dans 3 mL de chloroforme et utiliser ce mélange pour une identification et une caractérisation plus poussées du biosurfactant.

4. Études de stabilité de l’émulsion

  1. Stabilité de l’émulsion à différentes températures
    1. Prendre 5 mL de surnageants sans cellules dans différents tubes à essai.
    2. Ajouter 5 mL d’essence à chaque éprouvette et mélanger vigoureusement en vortexant pendant 3 min.
    3. Incuber les tubes à essai pendant la nuit dans différents bains-marie à différentes températures (30 °C, 40 °C, 50 °C, 60 °C et 70 °C).
    4. Après 24 h, estimer les indices d’émulsion comme mentionné précédemment.
  2. Stabilité de l’émulsion à différentes valeurs de pH
    1. Prendre 5 mL du surnageant sans cellule dans des tubes à essai propres.
    2. Ajuster le pH des surnageants libres de cellules (2, 4, 6, 8 et 10) à l’aide de 1 N HCl et 1 N NaOH.
    3. Ajouter une quantité égale d’essence dans les éprouvettes et mélanger vigoureusement en vortexant pendant 3 min.
    4. Laissez les tubes à essai intacts à température ambiante pendant 24 h.
    5. Estimez l’indice d’émulsion comme mentionné précédemment.
  3. Stabilité de l’émulsion à différentes concentrations de sel
    1. Prendre 5 mL du surnageant sans cellule dans des tubes à essai propres.
    2. Ajouter différentes quantités de sel (NaCl) aux surnageants (0 g/L, 5 g/L, 10 g/L, 20 g/L, 60 g/L et 80 g/L).
    3. Dissoudre les sels dans les surnageants libres de cellules en vortexant pendant 3 min.
    4. Ajouter une quantité égale d’essence dans les éprouvettes et mélanger vigoureusement en vortexant pendant 3 min.
    5. Laissez les tubes à essai intacts à température ambiante pendant 24 h.
    6. Estimer l’indice d’émulsion après 24 h.

5. Détermination de la nature du biosurfactant

  1. TLC du biosurfactant extrait
    1. Repérez 20 μL des biosurfactants sur les plaques TLC. Spot 2 μL à la fois.
    2. Repérez les biosurfactants sur trois plaques TLC différentes.
    3. Préparer un mélange de 100 mL de l’éluant contenant du chloroforme:méthanol (2:1) et ajouter l’éluant à la chambre TLC. Fermez le couvercle de la chambre et laissez-le saturer pendant 20 min.
    4. Après avoir séché les plaques, placez les plaques TLC à l’intérieur de la chambre saturées d’un mélange de méthanol chloroforme et faites fonctionner le TLC.
    5. Une fois que l’éluant a atteint le sommet de la plaque TLC (à 1 cm du sommet), retirez les plaques et laissez-les sécher à l’air.
  2. Coloration pour la détection des lipides
    1. Prenez une chambre TLC propre et ajoutez quelques (5-10) granules d’iode dans la chambre fraîche et saturez la chambre pendant 5 à 10 minutes.
    2. Placez la plaque TLC à l’intérieur de la chambre et observez le développement des taches jaunes. Si les taches apparaissent, notez le biosurfactant positif pour la présence du composant lipidique.
  3. Coloration pour la détection de peptides ou d’acides aminés
    1. Préparer une solution de ninhydrine en dissolvant 0,4 g de ninhydrine dans 20 mL de butanol. Ajouter 0,6 mL d’acide acétique 100 % glacial au mélange.
    2. Vaporiser la plaque TLC avec une solution de ninhydrine et laisser sécher à l’air libre pendant 2 min. Chauffer la plaque à 110 °C et observer l’évolution de la couleur.
      REMARQUE: Si les taches bleues apparaissent, notez le biosurfactant positif pour la présence de toute chaîne peptidique ou acide aminé.
  4. Coloration pour la détection des glucides
    1. Préparer une solution de p-anisaldéhyde en ajoutant 2 mL de p-anisaldéhyde à 48 mL d’acide acétique glacial contenant 1 mL deH2SO4. Ajouter 0,6 mL d’acide acétique au mélange.
    2. Vaporiser le mélange uniformément sur une plaque TLC et laisser sécher à l’air libre pendant 2 min.
    3. Incuber la plaque à 110 °C et surveiller le développement des taches.
      REMARQUE: Si les taches vertes ou brunes apparaissent, notez le biosurfactant positif pour la présence de glucides.

6. Identification chimique du biosurfactant

  1. LCMS du biosurfactant
    1. Dissoudre 25 mg du biosurfactant extrait dans 1 mL de chloroforme.
    2. Effectuez un LCMS (dans une configuration de pulvérisation de verrouillage avec une fréquence de balayage de référence de 10 s) à l’aide d’une colonne C18.
    3. Utiliser chloroforme:méthanol (1:1) comme phase mobile et injecter 2 μL de l’échantillon dans la colonne à un débit de 0,1 mL/min.
    4. Réglez les paramètres expérimentaux sur : polarité : ES positive, tension capillaire : 3 kV, température de la source : 80 °C, température de solvatation : 300 °C, débit du gaz de solvatation : 7 000 L/h et débit du gaz de piégeage : 0,40 mL/min.
    5. Scannez les plages de 100 à 1 200 Da pendant un temps de détection de 20 minutes et surveillez les ions en mode ES positif.
    6. Analysez les valeurs m/z à l’aide de n’importe quel logiciel de spectrométrie de masse.
    7. Pour l’analyse, connectez-vous au logiciel.
    8. Cliquez sur Batch Search et entrez la liste des masses obtenues. Examinez les résultats en mode de charge positive et utilisez M + H et M + Na comme adduits. Maintenez la précision à 10 PPM et cochez sur Structure d’affichage.
    9. Cliquez sur Rechercher et dans la liste des composés, sélectionnez celui avec le niveau PPM le plus bas.
  2. 1 RMN H du biosurfactant
    REMARQUE: La RMN 1H du biosurfactant a été réalisée à l’aide d’un spectromètre RMN de 400 MHz (voir tableau des matériaux).
    1. Dissoudre 5 mg du biosurfactant dans 1 mL de chloroforme deutéré (CdCl3).
    2. Transférer le mélange dans un tube RMN. Boucher correctement le tube et insérer le tube dans la clé. Ajustez la hauteur du tube à l’aide du tube de réglage.
    3. Placez le tube avec la clé dans la machine RMN et suivez les étapes mentionnées ci-dessous pour obtenir un spectre RMN.
    4. Pour sélectionner le type de tube d’échantillonnage : sx N, où N est la position où le tube a été placé (par exemple, sx 13, si le tube a été placé à la 13e position) dans le logiciel associé.
    5. Tapez edc et appuyez sur Entrée pour créer un nouveau dossier dans lequel les données peuvent être stockées.
    6. Une fenêtre contextuelle apparaîtra. Sélectionnez le solvant en cliquant sur CdCl 3 dans la liste et entrez le nom de l’échantillon.
    7. Pour démarrer le protocole, tapez « getprosol »; pour verrouiller le solvant, tapez « lock cdcl3 ».
    8. Tapez « topshim » pour caler l’échantillon, et enfin tapez « rga;zgefp » pour acquérir les données. Cela lancera le protocole.
    9. Une fois les spectres obtenus, tapez « apk;abs n » et appuyez sur Entrée pour la correction de phase et de ligne de base.
    10. Pour sélectionner les pics primaires, tapez « pp » et appuyez sur Entrée. Pour sélectionner uniquement les pics intenses, entrez « mi » et tapez l’intensité au-dessus de laquelle les pics doivent être sélectionnés. La valeur par défaut sera 0,2.
    11. Pour intégrer les pics, cliquez sur Intégrer et placez le curseur sur le côté gauche du pic à intégrer et, tout en maintenant le curseur enfoncé, cliquez et faites glisser le curseur autour du pic.
    12. Enregistrez les données en cliquant sur Fichier dans le coin supérieur gauche, puis cliquez sur Enregistrer.
    13. L’échantillon peut être éjecté de la machine en tapant « sx ej ».
    14. Analyser les pics et déterminer l’environnement des atomes H.
  3. Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier du biosurfactant
    REMARQUE: Le FT-IR du biosurfactant extrait a été réalisé à l’aide d’un spectrophotomètre disponible dans le commerce en mode ATR (voir tableau des matériaux).
    1. Allumez le spectrophotomètre et vérifiez la purge, le dessiccant et le détecteur.
    2. Pour collecter un spectre, collectez d’abord le spectre de fond sans échantillon en place.
    3. Prenez le biosurfactant extrait et séchez-le complètement. Placez le biosurfactant séché directement sur le cristal de diamant, appliquez une pression et appuyez sur le point de contact ATR.
    4. Dans le logiciel, sélectionnez le nombre de scans (entrez 30) et scannez le spectre de 400 cm-1 à 4 000 cm-1.
    5. Cliquez sur OK pour ajouter le spectre de l’échantillon à la fenêtre spectrale.
    6. Cliquez sur Fichiers > Enregistrer > Enregistrer sous et entrez le nom du fichier suivi de l’extension .spa et cliquez sur OK.

7. Application de biosurfactant (récupération assistée de l’huile)

REMARQUE: Dans cette expérience, de l’eau distillée double a été utilisée comme témoin négatif et 10% de FDS, 10% de Tween 80 et 10% de saponine commerciale ont été utilisés comme témoins positifs.

  1. Prenez le verre et scellez la sortie inférieure avec de la laine de verre et des perles de verre.
  2. Emballez la colonne avec du sol sablonneux de manière à ce qu’un peu de liquide puisse être ajouté au sommet du sol et que l’écoulement puisse être recueilli au fond. Montez la colonne sur le support et ajoutez des perles de verre sur le sol.
  3. Inonder la colonne avec 50 mL de solution de saumure et recueillir l’écoulement pour déterminer le volume des pores.
    volume de pores = volume de saumure ajouté sur le dessus - volume de flux collecté.
  4. Retirez la saumure de la colonne en forçant le pétrole brut à la traverser après l’avoir ajoutée par le haut de la colonne. Recueillir le volume de saumure et d’huile sortant de la colonne pour déterminer le volume initial de saturation en huile. Le volume de la saumure libérée par la colonne sera le volume initial de saturation en huile ou l’huile d’origine en place.
  5. Laissez la colonne intacte pendant 24 h.
  6. Après 24 h, inonder la colonne avec 10 volumes de saumure interstitielle et recueillir l’huile sortant de la colonne pour estimer la récupération secondaire de l’huile. L’huile laissée dans la colonne après récupération secondaire de l’huile correspond à l’huile résiduelle.
  7. Préparer un mélange de biosurfactants en ajoutant des volumes égaux du biosurfactant extrait (extrait après l’étape 3.5) au bécher en verre. Ajouter les biosurfactants en haut de la colonne et incuber la colonne pendant 24 h.
  8. Après 24 h, mesurez la quantité d’huile et d’eau pour déterminer la récupération supplémentaire ou améliorée de l’huile. Le volume d’huile libéré de la colonne correspondra à l’huile résiduelle récupérée.
  9. Estimer la récupération assistée du pétrole à l’aide de l’équation suivante :
    figure-protocol-2

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Résultats

Trois souches bactériennes (Rhodococcus sp. IITD102, Lysinibacillus sp. IITD104 et Paenibacillus sp. IITD108) ont été examinées pour la production de biosurfactants par divers essais, notamment le test d’effondrement de goutte, le test de déplacement d’huile, le test d’indice d’émulsion et la réduction de la tension superficielle. Les surnageants sans cellules des trois souches bactériennes et une solution de tensioactif chimique ont entraîné un effondrement de la goutte et, par conséquent, ont...

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Discussion

Les biosurfactants sont l’un des groupes les plus polyvalents de composants biologiquement actifs qui deviennent des alternatives attrayantes aux tensioactifs chimiques. Ils ont un large éventail d’applications dans de nombreuses industries telles que les détergents, les peintures, les cosmétiques, l’alimentation, les produits pharmaceutiques, l’agriculture, le pétrole et le traitement de l’eau en raison de leur meilleure mouillabilité, de leur CMC plus faible, de leur structure diversifiée et de leur respect de l’enviro...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Département de biotechnologie du Gouvernement indien pour son soutien financier.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pipette de 1 mlEppendorf, AllemagneG54412G
1H NMRBruker Avance Spectromètre de type AV-III, USA
20 ulpipette Thermo scientific, USAH69820
AutoclaveJAISBO, IndeSer no 5923Jain Scientific
Brûleur de flamme bleueRocker scientific, Taiwandragon 200
ButanolGLR inovations, IndeGLR09.022930
C18 colonneAgilent Technologies, USA770995-902
CentrifugeuseEppendorf, Allemagne5810R
ChloroformMerck, Inde1.94506.2521
Chloroform-dSRL, Inde57034
Falcon tubesTarsons, Inde546041polypropylène stérilisé aux radiations
FT-IRThermo Fisher Scientific, États-Unis  ; Hotte Nicolet iS50
Khera, Inde47408Acide
acétique glaciaireMerck, Inde1.93002
Perles de verreMerck, Inde104014
Lames de verrePolar industrial Corporation, États-UnisBlue Star75 mm * 25 mm
Laine de verreMerk, Inde104086
Acide chlorhydriqueMerck, Inde1003170510
IncubateurThermo Scientific, États-UnisMaxQ600Incubateur à secousses
IncubateurKhera, IndeSunbim
Iodine resubliméMerck, Inde231-442-4  ; Granulés resublimés
K12 &ndash ; Tensiomètre Kruss KrussScientific, AllemagneK100
Cabine à flux d’air laminaireThermo Scientific, Chine1300 Série A2
LCMSAgilent Technologies, États-Unis1260 Infinity II
Luria BrothHIMEDIA, IndeM575-500GMéthanol en poudre
Merck, Inde107018
NinhydrinTitan Biotech Limited, Inde1608
p- anisaldéhydeSigma, États-Unis204-602-6
Plaque de PetriTarsons, Inde460090-90 MMPolypropylène stérilisé aux radiations
SaponinMerck, Inde232-462-6
Chlorure de sodiumMerck, Inde231-598-3
Tubes à essaiBorosil, Inde9800U06Tubes en verre
Plaques TLCMerck, Inde1055540007
VortexGeNei, Inde2006114318
Bain d’eauJulabo, IndeSW21C
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Références

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