Article de méthode

Maintenir les cultures de laboratoire de Gryllus bimaculatus, un modèle orthoptère polyvalent pour l’agriculture des insectes et la physiologie des invertébrés

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DOI :

10.3791/63277

⸱

8 juin 2022

 ,  , 
1Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 2Global Health Institute, University of Wisconsin-Madison

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit les méthodes de base pour normaliser des facteurs importants tels que la densité, la disponibilité des aliments, la source d’hydratation et les contrôles environnementaux pour l’élevage à long terme de cultures de laboratoire du grillon comestible, Gryllus bimaculatus.

Résumé

Gryllus bimaculatus (De Geer) est un grillon à gros corps distribué dans toute l’Afrique et le sud de l’Eurasie où il est souvent récolté à l’état sauvage comme nourriture humaine. En dehors de son aire de répartition naturelle, la culture de G. bimaculatus est possible en raison de sa plasticité alimentaire, de son cycle de reproduction rapide, de son absence d’exigences en diapause, de sa tolérance à l’élevage à haute densité et de sa robustesse contre les agents pathogènes. Ainsi, G. bimaculatus peut être un modèle polyvalent pour les études de la physiologie, du comportement, de l’embryologie ou de la génétique des insectes.

Les paramètres culturels, tels que la densité de peuplement, le refuge à l’intérieur de la cage, la photopériode, la température, l’humidité relative et le régime alimentaire, ont tous un impact sur la croissance, le comportement et l’expression des gènes du grillon et doivent être normalisés. Dans la littérature en plein essor sur l’élevage d’insectes destinés à la consommation humaine, ces grillons sont fréquemment utilisés pour évaluer les mélanges d’aliments candidats dérivés de résidus de culture, de sous-produits de transformation des aliments et d’autres flux de déchets à faible coût.

Pour soutenir les expériences en cours évaluant les performances de croissance et la qualité nutritionnelle de G. bimaculatus en réponse à des substrats alimentaires variables, un ensemble complet de protocoles standard pour la sélection, l’entretien, la manipulation, la mesure et l’euthanasie en laboratoire a été développé et est présenté ici. Un aliment de grillon standard de l’industrie s’est avéré nutritionnellement adéquat et fonctionnellement approprié pour le maintien à long terme des stocks reproducteurs de grillons, ainsi que pour une utilisation comme aliment de contrôle expérimental. L’élevage de ces grillons à une densité de 0,005 grillon/cm3 dans des cages en polyéthylène de 29,3 L surmontées d’un écran à une température moyenne de 27 °C sur une photopériode de 12 mi(L)/12 foncé (D), avec de la fibre de coco humidifiée servant à la fois de source d’hydratation et de milieu de ponte a permis de maintenir avec succès des grillons en bonne santé sur une période de 2 ans. En suivant ces méthodes, les grillons dans une expérience contrôlée ont donné une masse moyenne de 0,724 g 0,190 g à la récolte, avec 89% de survie et 68,2% de maturation sexuelle entre le stockage (22 jours) et la récolte (65 jours).

Introduction

Comme en témoigne l’insecte emblématique, la mouche des fruits Drosophila melanogaster, l’utilisation d’insectes comme organismes modèles de laboratoire offre des avantages distincts pour les études en génétique, toxicologie et physiologie1. La petite taille des insectes réduit l’espace nécessaire pour les cultures et la quantité d’aliments et de matériaux consommables nécessaires. De nombreux insectes se reproduisent rapidement, ce qui les rend particulièrement adaptés à la création de lignées génétiques spécialisées et à des études nécessitant l’évaluation de plusieurs générations successives.

De nombreuses études se concentrent sur les insectes holométaboloïdes tels que la drosophile, qui présentent une métamorphose et une nymphose complètes. Cependant, d’autres modèles sont disponibles, y compris Gryllus bimaculatus (De Geer), le grillon de terrain à deux points. G. bimaculatus est un insecte paurometabolous qui subit entre 7 et 11 instars nymphales avant d’atteindre la maturité sexuelle2. Ce cricket présente un large éventail de comportements liés à la sélection sexuelle, y compris la stridulation, les affichages territoriaux et la protection des partenaires3. Les grillons immatures sont différents des larves des espèces d’insectes holométaboles en ce sens qu’ils sont, comme de nombreux juvéniles paurométabolous, capables de régénérer les membres perdus et endommagés pendant l’ecdysis4. De plus, le génome entièrement séquencé de G. bimaculatus a été publié en 20215. Ces caractéristiques rendent ces grillons attrayants en tant que cible pour la recherche fondamentale.

Les grillons des champs à deux points sont largement élevés pour l’alimentation humaine et animale. L’ampleur de ces opérations est souvent beaucoup plus grande que pour la recherche en laboratoire 6,7. Malgré la différence d’échelle, les défis auxquels sont confrontés les chercheurs recoupent grandement ceux rencontrés par les producteurs commerciaux de cricket. Ces considérations convergent dans le contexte de la recherche en laboratoire visant à améliorer la production d’insectes comestibles. Alors que l’industrie des insectes comestibles continue d’évoluer et de croître, l’optimisation des intrants alimentaires et d’une myriade d’autres aspects de la production est un objectif principal8. Des études en laboratoire démontrant des améliorations mesurées de l’efficacité de l’élevage, de la survie ou du temps de génération chez ces grillons ont le potentiel d’aider à augmenter la rentabilité des exploitations agricoles de grillons à long terme.

Les protocoles d’élevage standardisés permettent une comparaison plus étroite entre les études portant sur l’optimisation de l’élevage. À ce jour, peu de protocoles détaillés pour l’élevage de G. bimaculatus en laboratoire ont été publiés. Un protocole idéal refléterait les conditions rencontrées dans les exploitations agricoles de cricket du monde réel, tout en maintenant les conditions strictement contrôlées nécessaires pour mesurer avec précision les changements dans la performance de croissance découlant des traitements expérimentaux et en mettant en évidence les stratégies d’atténuation des risques. Les méthodes décrites dans le présent article ont été développées sur la base de protocoles, de techniques et d’appareils publiés utilisés pour élever une variété d’espèces de grillons à un large éventail d’échelles de laboratoire et de production commerciale 2,9,10,11,12. Ces méthodes sont également éclairées par plusieurs sources non évaluées par des pairs, y compris des bulletins techniques non publiés et des communications personnelles avec des producteurs commerciaux de cricket en Amérique du Nord. Ce protocole a été élaboré dans le but de faciliter l’établissement de cultures en laboratoire de G. bimaculatus spécifiquement pour une utilisation dans des essais liés à l’élevage d’insectes.

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Protocole

1. Préparation du substrat de ponte

REMARQUE: La fibre de coco est un substrat de ponte idéal pour G. bimaculatus. Pour des méthodes détaillées sur la façon de séparer la fibre de coco de la fibre de coco comprimée et une note sur la sécurité respiratoire, voir Matériaux supplémentaires étape 1.1.

  1. Lavez-vous les mains à l’eau et au savon.
  2. Tare un récipient propre sur une balance et peser une masse de fibre de coco sèche d’environ la taille d’un poing humain.
  3. Placez la fibre de coco dans un récipient propre et scellable, qui peut accueillir une expansion jusqu’à 6 fois le volume d’origine.
  4. Avec des mains propres, séparez doucement les touffes de fibre de coco de la pièce retirée du plus grand bloc.
  5. À l’aide d’un cylindre gradué de 50 mL, mesurez le volume correct d’eau désionisée (DI) pour obtenir un rapport de 5:1 en masse de cinq parties d’eau pour une partie de fibre de coco sèche.
  6. Ajouter l’eau DI mesurée lentement, en hydratant uniformément toutes les particules de coco. Macérer manuellement les touffes pour assurer une hydratation uniforme.
  7. Reterrer le récipient dans lequel la fibre de coco a été pesée précédemment.
  8. Peser 75 g de fibre de coco mouillée.
  9. Transférer 75 g de la fibre de coco mouillée dans une boîte de Petri de 100 mm x 15 mm à l’aide d’une cuillère en plastique propre pour vous assurer que la fibre de coco est uniformément répartie autour du fond du plat et qu’il n’y a pas de touffes.
  10. Étiquetez le côté de la boîte de Pétri avec du ruban adhésif de laboratoire avec une étiquette indiquant la colonie natale et la date de l’événement de collecte des œufs.
  11. Mesurez 45 mL supplémentaires d’eau DI dans un cylindre gradué.
  12. Ajouter de l’eau uniformément sur la surface de la fibre de coco emballée dans la boîte de Pétri pour assurer une hydratation uniforme. Assurez-vous que la fibre de coco est saturée au point que l’eau s’accumule à environ 1/4 des côtés du récipient.
  13. Une fois la boîte de Pétri emballée, sceller la fibre de coco mouillée restante dans un récipient hermétique pour le stockage à -20 ° C.
    REMARQUE: En suivant les méthodes prescrites par cet article, les individus de G. bimaculatus atteindront la maturité sexuelle après une moyenne de 58 jours après la ponte.
  14. Collecte d’œufs
    1. Placez le substrat de ponte hydraté dans des cages contenant les stocks parentaux souhaités de grillons aussi loin que possible de l’aliment en raison de la possibilité pour les grillons de transférer mécaniquement des granules d’aliments sur le substrat de ponte.
    2. Documentez la date et l’heure.
      NOTE: La densité de travail normalisée pour les colonies de grillons reproducteurs élevées selon ces méthodes est de n = 150 individus adultes. À cette densité, une fenêtre de ponte de 24 heures produira entre 800 et 1 500 œufs selon l’âge de la colonie, l’effort de ponte antérieur et le rapport de masculinité de la cage parentale.
    3. Placez un petit récipient à ordures autoclavable sur la surface de travail pour tenir compte du risque de confinement posé par la manipulation et le nettoyage des substrats de ponte riches en œufs.
    4. Placez une cage en plastique propre et vide de 29,3 L sur le banc à côté du récipient à ordures pour servir de cage réceptrice pour le substrat de ponte riche en œufs.
    5. Placez la cage de 29,3 L contenant les souches de grillon mères et le substrat de ponte du côté opposé du récipient à ordures de la cage vide.
    6. Après 24 h, retirez le substrat de ponte de la cage de grillon mère et placez-le sur un récipient à déchets autoclavable.
    7. Inspectez le sommet du substrat de ponte à la recherche de particules de frass ou d’aliments que les grillons pourraient avoir frappés sur la surface de la fibre de coco.
      REMARQUE: Toute substance, qui n’est pas la masse d’œuf ou la fibre de coco, peut provoquer la formation de moisissures sur le substrat pendant l’incubation.
    8. Enlevez les contaminants de coco dans le récipient à déchets avec une cuillère propre ou une cuillère en plastique.
    9. Placez la cuillère en plastique dans le récipient à déchets.
    10. Placez le substrat de ponte nettoyé dans la cage propre de 29,3 L.
    11. Placer la cage dans un incubateur réglé à 27 °C à 60 % d’humidité relative sur une photopériode de 12 h D/12 h L.
    12. Remettez la cage contenant le reproducteur à l’emplacement d’origine et dégagez tous les éléments de la surface de travail.
    13. Placez le récipient à déchets dans un congélateur de l’installation dédié à l’entreposage des articles potentiellement contaminés par des œufs de grillon.
    14. Désinfectez la surface de travail avec une solution d’eau de Javel à 10% et laissez-la reposer pendant 60 s.
    15. Essuyez la surface de travail avec une serviette en papier propre. Ouvrez le congélateur et jetez l’essuie-tout dans le récipient à déchets.
  15. Brumisation et surveillance quotidienne des substrats d’œufs
    REMARQUE: Pour les méthodes utilisées pour calibrer le volume de brouillard délivré par un flacon pulvérisateur, voir Matériaux supplémentaires étape 1.2.
    1. Placez un flacon pulvérisateur sur le substrat de ponte de manière à ce que l’eau exprimée soit répartie uniformément sur la surface du substrat.
    2. Effectuer le nombre d’actionnements de pompe calculé à l’étape 1.2 Matériaux supplémentaires pour chaque substrat de ponte quotidiennement pendant 11 jours consécutifs.
    3. Vérifiez quotidiennement chaque substrat de ponte, en surveillant la croissance de moisissures filamenteuses à la surface de la fibre de coco.
    4. Si une croissance fongique est observée, utilisez une cuillère ou une cuillère propre pour éliminer les taches de moisissure de surface.
    5. Jetez l’outil et la fibre de coco enlevée dans le conteneur à déchets autoclavable stocké dans le congélateur de l’installation.
      REMARQUE: Il n’est pas clair si la moisissure a un impact négatif sur le développement du cricket.
    6. Au jour 11 après la ponte, commencez à regarder de près le substrat des grillons juvéniles.
      REMARQUE: À 27 ° C, les œufs de G. bimaculatus ont besoin de 11 à 13 jours pour éclore.
  16. Mise en place de cages natales
    1. Sélectionnez deux paniers d’œufs commerciaux inutilisés de 30,8 cm x 30,8 cm (12 pouces x 12 pouces). À l’aide d’un couteau utilitaire ou de cisailles fortes, coupez-les en six bandes séparées de 10,1 cm (4 po) de largeur de taille égale. Brossez les bords coupés avec les mains pour enlever les particules de carton pendantes.
    2. Placez les six morceaux de carton individuels de 10,1 cm x 30,8 cm (4 pouces x 12 pouces) verticalement dans le fond de la cage avec l’axe le plus long du carton couvrant l’axe horizontal plus étroit d’une cage de 29,3 L. Placez un septième morceau de carton à plat sur le dessus des six morceaux verticaux.
    3. Choisissez trois morceaux d’essuie-tout brun rugueux d’environ 25 cm x 25 cm. Pliez chacun en deux. Placez-en deux de manière à recouvrir le haut du côté proximal de la structure du carton. Placez-en un sur la pile de carton du côté distal.
    4. Au jour 11 après la ponte, déplacez le substrat de ponte dans le coin droit proximal de la cage.
  17. Prendre soin des jeunes enfants
    REMARQUE: Le jour 14 après la ponte, la plupart des œufs viables auront éclos et les nymphes de grillon à un stade précoce auront besoin de nourriture et d’eau. Les jeunes grillons sont incapables de briser la tension superficielle des gouttelettes d’eau et peuvent se noyer si de l’eau est accumulée dans leur environnement. Cependant, ils sont également sensibles à la dessiccation. Fournir une humidité relative constante d’environ 60% au cours de cette étape de développement est important pour assurer la survie.
    1. Lorsqu’une trappe est observée, vaporisez les serviettes en papier placées sur le dessus des cartons à l’étape 1.4.3 jusqu’à ce qu’elles soient mouillées mais ne perdent pas activement de l’eau.
    2. Essuyez soigneusement les deux côtés d’un couvercle de boîte de Petri de 100 mm avec 70% d’éthanol et laissez-le sécher. Utilisez-le comme réceptacle dans lequel les aliments de grillon seront livrés.
      REMARQUE: Les grillons du premier stade nécessitent des particules d’alimentation plus petites que les grillons aux stades de développement suivants. Cet aliment plus fin doit être administré aux grillons pendant les 20 premiers jours suivant l’émergence.
    3. Verser 50 g de l’aliment dans un mélangeur à portion unique de 60 watts et broyer à 10 000 tr/min pendant 1 min.
    4. Mesurez 1 g de l’aliment et secouez-le sur le couvercle de la boîte de Pétri dans la cage. À l’aide de l’extrémité propre d’une cuillère ou d’une cuillère, étalez la nourriture aussi uniformément que possible sur le fond du plat.
    5. Remplacez l’aliment tous les 2 jours. Utilisez l’extrémité de la cuillère pour brosser les grillons du plat d’alimentation avant de le retirer. Jetez l’ancien aliment dans le conteneur à déchets autoclavable.
    6. Surveillez la croissance de moisissures sur les aliments. Si l’aliment commence à apparaître blanc ou verdâtre, jetez la boîte de Petri et nourrissez-le immédiatement.
    7. 14 jours après la ponte, utilisez un pinceau de 2,54 cm (1 pouce) pour enlever les grillons accrochés au substrat de fibre de coco natal en brossant tous les grillons de la surface de la fibre de coco et des côtés de la boîte de Pétri dans la cage.
    8. Placez le substrat de ponte retiré dans le récipient à déchets autoclavable et conservez-le au congélateur jusqu’à l’autoclavage.
    9. Remplacez le substrat natal par un plat de fibre de coco fraîche pour l’hydratation préparé selon les étapes 1.1.5-1.1.9.
    10. Utilisez une bouteille de lavage d’eau DI pour ajouter de l’eau jusqu’à ce que la surface de la fibre de coco brille mais ne s’accumule pas.
      REMARQUE: La densité du grillon a un impact important sur les performances de croissance de G. bimaculatus13. Le maintien du cheptel reproducteur à une densité excessive risque d’introduire des effets épigénétiques indésirables induits par l’encombrement dans les expériences dans lesquelles leur progéniture est utilisée9. Les grillons doivent être « amincis » à partir des densités élevées qui émergent des substrats de ponte et répartis en densités qui adhèrent à la norme de 0,005 grillon/cm3 d’espace.

2. Prendre soin des enfants de trois à l’âge adulte

  1. Mise en place de cages
    REMARQUE: Pour plus de détails sur la technique de construction du couvercle grillagé, reportez-vous à l’étape 1.3.1 des matériaux supplémentaires.
    1. Répétez l’étape 1.4.1.
    2. Installez cinq morceaux de carton d’œufs coupés dans l’extrémité distale de la cage afin que les concavités en forme d’œuf soient tournées vers l’extérieur. Assurez-vous que les extrémités courtes sont sur les côtés de la cage, que le côté long se trouve à plat contre le fond et qu’il y a environ 3 cm d’espace entre chaque morceau de carton.
    3. Placez la dernière pièce de carton découpée sur les pièces de carton verticales telles que le toit d’une maison, comme illustré à la figure supplémentaire S1.
    4. Suivez les étapes 1.1.8-1.1.13 pour préparer les substrats d’hydratation.
    5. Placez le substrat d’hydratation dans le coin droit proximal de la cage de grillon comme illustré à la figure supplémentaire S2.
    6. Utilisez un flacon de lavage pour ajouter 6 à 10 mL d’eau DI jusqu’à ce que la surface de la fibre de coco semble humide et réfléchissante, mais que la fibre de coco ne soit pas complètement immergée.
      REMARQUE: La surface doit apparaître légèrement capitonnée, la tension superficielle faisant en sorte que l’eau suive les contours de la fibre de coco.
    7. Inverser le couvercle d’une boîte de Petri de 100 mm et le placer sur le côté gauche proximal de la cage. Ajouter 2 à 3 g d’aliment de grillon standard comme indiqué dans la figure supplémentaire S2.
  2. Modification de la densité des colonies
    REMARQUE: Effectuez cette étape 20 jours après l’éclosion ou lorsque les grillons atteignent une masse moyenne de 0,01 g.
    1. Sur la surface de travail, placez un grand conteneur pouvant accueillir le plan d’étage de trois cages de 29,3 L debout côte à côte.
      REMARQUE: Il s’agit d’un confinement secondaire et contrôlera les grillons qui s’échappent lors de leur transfert d’une colonie à une autre.
    2. Retirez la colonie d’origine du support d’élevage et placez-la sur la surface de travail.
    3. Sur le côté droit de la colonie d’origine, placez une cage vide de la même taille.
    4. Sur le côté droit de la cage vide, placez une cage qui a été mise en place conformément aux étapes 2.1.1-2.1.7.
    5. Vérifiez que les grillons ne s’accrochent pas au dessous du couvercle grillagé de la cage contenant les grillons. Si vous les observez, appuyez sur le haut de la cage pour les déloger.
    6. Ouvrez le couvercle grillagé de la cage contenant les grillons.
    7. En un seul mouvement doux et doux, transférez le carton « toit » et tous les grillons adhérant à ses contours dans la cage du milieu.
    8. Une fois que le carton est à l’intérieur de la cage du milieu, agitez doucement le carton contre les côtés pour déloger tous les grillons.
    9. Inspectez visuellement que tous les grillons ont été secoués librement avant de retourner le morceau de carton du côté proximal de la cage d’origine pour permettre aux grillons restants d’adhérer au carton.
    10. Répétez les étapes 2.2.8 à 2.2.9 avec tous les morceaux de carton dans la cage, en travaillant séquentiellement de l’avant à l’arrière de la cage d’origine jusqu’à ce que tous les grillons aient été transférés dans la cage du milieu.
    11. Inclinez doucement la cage du milieu contenant les grillons afin que tous les grillons contenus soient dirigés vers le coin inférieur.
    12. Soulevez la cage contenant les grillons au-dessus de la cage du destinataire.
    13. Inclinez lentement la cage du donneur afin que les grillons commencent à gagner de l’achat sur les côtés et puissent se déplacer de manière contrôlée hors de la masse dans le coin inférieur, comme le montre la figure supplémentaire S3.
    14. Si les grillons avancent trop rapidement, ajustez l’angle auquel la cage du milieu est maintenue, ce qui fait retomber les grillons.
    15. Lorsque la cage est inclinée, utilisez un pinceau de 2,54 cm (1 pouce) pour diriger les grillons dans la cage du destinataire, en comptant chacun jusqu’à ce que le nombre total soit égal à 150 individus. Utilisez la brosse pour dissuader ceux qui avancent trop rapidement pour un décompte précis.
    16. Étiquetez la cage de cricket nouvellement stockée avec la date, le stock parental et le nombre de grillons contenus.
    17. Euthanasier sans cruauté les grillons en excès encore au fond des contenants du milieu et d’origine en plaçant le contenant entier dans un congélateur à -20 °C pendant au moins 30 min.
    18. Inspectez la cage d’origine pour vous assurer que tous les grillons ont été transférés.
    19. Placez les cages de grillon sur des supports végétaux à 25 cm sous des hottes lumineuses contenant des lampes fluorescentes à spectre complet réglées sur une minuterie extérieure de qualité résidentielle programmée pour maintenir une photopériode de 12 h L/ D. Voir la figure supplémentaire S4.
    20. Transférer tous les frass, les plats de substrat d’hydratation usé et d’alimentation, l’essuie-tout, les exuvies et les grillons morts restant dans la cage d’origine dans le récipient à déchets autoclavable.
    21. À moins que les déchets ne soient autoclavés immédiatement, conservez-les dans un congélateur dans l’installation à -20 °C.
    22. Inspectez le sol, les vêtements des travailleurs, la cage de confinement secondaire et la surface de travail à la recherche de grillons échappés.
    23. Désinfectez la surface de travail et la cage de confinement secondaire avec une solution d’eau de Javel à 10 %, en jetant les serviettes en papier dans le récipient à déchets autoclavable.
  3. Alimentation et abreuvement
    1. Ouvrez le récipient de stockage d’aliments hermétique et remplissez une tasse d’échantillon vide de 100 ml avec de l’alimentation de grillon. Atteignez chaque colonie et déposez un quart de la nourriture contenue dans la tasse dans le couvercle de la boîte de Pétri contenant l’aliment.
    2. Pour arroser les grillons, préparez une boîte de Petri de fibre de coco en suivant les étapes 1.1.9-1.1.13.
    3. Augmentez le taux d’alimentation en fonction du taux de consommation pour assurer la disponibilité des aliments ad libitum .
      REMARQUE: La demande d’aliments pour grillons change tout au long du développement.
  4. Transfert de grillons dans des cages propres
    1. Transférez les grillons dans des cages propres toutes les 2 semaines. Reproduire la disposition des cages des étapes 2.2.1-2.2.4
      REMARQUE: Des quantités importantes de frass se seront accumulées dans les concavités des boîtes d’œufs.
    2. Transférer les grillons dans des cages propres, en suivant les étapes 2.2.5-2.2.23.
    3. Manœuvrez doucement les cartons de sorte que la majorité des frass tombent dans la cage d’origine tout en permettant aux grillons de s’accrocher au carton pendant la répétition des étapes 2.2.7-2.2.10.
    4. Utilisez une brosse ou une cuillère en plastique pour encourager les grillons piégés dans le frass à passer de la cage du milieu à une cage propre.
    5. Inspectez la cage d’origine pour vous assurer que tous les grillons ont été transférés.
    6. Transférer tous les frass, les plats de substrat d’hydratation usé et d’alimentation, l’essuie-tout, les exuvies et les grillons morts restant dans la cage d’origine dans le récipient à déchets autoclavable.
    7. À moins que les déchets ne soient autoclavés immédiatement, conservez-les dans un congélateur dans l’installation à -20 °C.
    8. Inspectez le sol, les vêtements des travailleurs, la cage de confinement secondaire et la surface de travail à la recherche de grillons échappés.
    9. Désinfectez la surface de travail et la cage de confinement secondaire avec une solution d’eau de Javel à 10%, en jetant les serviettes en papier dans un récipient à déchets autoclavable.
  5. Mise en place de cages expérimentales
    REMARQUE: Les cages expérimentales sont des récipients en plastique qui abritent moins de grillons. Leur configuration est identique aux cages de 29,3 L qui contiennent des reproducteurs, mais reposent sur des récipients de 7,1 L remplis d’eau, d’aliments pour animaux et contenant une surface réduite de carton d’œufs.
    1. Placez six morceaux de carton de 10,1 cm x 15,4 cm (4 pouces x 6 pouces) dans l’extrémité distale de chaque cage expérimentale avec les longs axes des cartons couvrant la largeur de la dimension étroite de la cage et les axes courts des cartons orientés vers le couvercle et le sol.
    2. Emballez 10 g du mélange de travail de la fibre de coco hydratée dans une boîte de Pétri.
    3. Utilisez un flacon de lavage contenant de l’eau DI pour ajouter environ 15 mL d’eau DI, ou jusqu’à ce qu’un ménisque se forme à la surface de la fibre de coco.
    4. Inverser le couvercle d’une boîte de Petri de 60 mm x 15 mm pour contenir l’aliment.
      REMARQUE: Le taux d’alimentation peut varier tout au long de la durée de l’essai. Pour la procédure expérimentale de randomisation et de stockage du grillon en cage, voir l’étape 1.4 des matériaux supplémentaires.
  6. Insectes terminants
    1. Lorsque les grillons ne sont plus nécessaires à la reproduction ou à un usage expérimental, suivez l’étape 2.2.17.
    2. Lorsque les grillons sont morts, retirez la cage du congélateur. Retirez le couvercle et transférez tous les matériaux contenus dans un récipient à déchets autoclavable. Transférer les déchets au congélateur jusqu’à l’autoclavage.
    3. Immergez la cage vide dans une solution d’eau de Javel à 10% et laissez-la reposer pendant au moins 5 min.
    4. Rincez trois fois la cage vide avec de l’eau froide du robinet pour éliminer les résidus d’eau de Javel, en accordant une attention particulière aux canaux situés au fond du récipient.

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Résultats

Des données démontrant un élevage réussi de grillons de l’éclosion à l’âge de 65 jours ont été recueillies lors d’un essai d’alimentation en septembre 2021. Les grillons ont été élevés à partir d’œufs suivant les étapes 1.1.1 à 2.6.1 de ces protocoles, et six cages répliquées ont été remplies de 24 grillons aléatoires de 22 jours (troisième stade) suivant l’étape 2.7 ci-dessus. Les grillons ont ensuite été élevés dans des conditions ambiantes; toutefois, en raison d’un dysfonctionnement de l’unité de traitement de l’air ...

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Discussion

La simplicité de cette approche de l’élevage du cricket peut bénéficier à une gamme de domaines de recherche et représente un modèle générique pour un élevage réussi du cricket, facilement adaptable à une variété de besoins expérimentaux. Par rapport à plusieurs autres études sur G. bimaculatus, la taille adulte individuelle du corps est plus petite et la maturation est plus lente14, ce que nous attribuons à la température d’élevage sous-optimale qui nous est imposée par les circonstances...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Le financement de ce projet a été rendu possible grâce à des subventions internes de l’Université du Wisconsin-Madison. Sincères remerciements à Kevin Bachhuber de Bachhuber Consulting Inc. pour l’accès à son guide inédit pour l’élevage commercial de cricket et à Michael Bartlett Smith pour son aide dans le raffinement et le dépannage de ces méthodes.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Bac fourre-tout à couvercle encliquetable de 31 pintes (29,3 L) avec couvercleHOMZ3430CLBLUtilisé pour abriter le bétail reproducteur
Support de lampe de culture à 3 niveaux/12 plateauxFischer ScientificNC1938548
Bac fourre-tout de 50 gal (189,27 L) avec couvercleSterilite#14796603Utilisé comme confinement secondaire lors de la manipulation de grillons
Cylindre gradué en polypropylène de 50 mlFischer ScientificS95171
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Références

  1. Hales, K. G., Korey, C. A., Larracuente, A. M., Roberts, D. M. Genetics on the fly: a primer on the Drosophila model system. Genetics. 201 (3), 815-842 (2015).
  2. Merkel, G. The effects of temperature and food quality on the larval development of Gryllus bimaculatus (Orthoptera, Gryllidae). Oecologia. 30 (2), 129-140 (1977).
  3. Bateman, P. W. Mate preference for novel partners in the cricket Gryllus bimaculatus. Ecological Entomology. 23 (4), 473-475 (1998).
  4. Mito, T., Noji, S. The two-spotted cricket Gryllus bimaculatus: An emerging model for developmental and regeneration studies. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, (2008).
  5. Ylla, G., et al. Cricket genomes: the genomes of future food. BioRxiv. , (2020).
  6. Hanboonsong, Y., Jamjanya, T., Durst, P. B. Six-legged livestock: edible insect farming, collecting, and marketing in Thailand. , Available from: http://www.fao.org/docrep/017/i3246e00.htm (2013).
  7. Halloran, A., Roos, N., Hanboonsong, Y. Cricket farming as a livelihood strategy in Thailand. Geographical Journal. 183 (1), 112-124 (2017).
  8. Wade, M., Hoelle, J. A review of edible insect industrialization: scales of production and implications for sustainability. Environmental Research Letters. 15, 123013(2020).
  9. EL-Damanhouri, H. I. H. Studies on the influence of different diets and rearing conditions on the development and growth of the two-spotted cricket Gryllus bimaculatus de Greer. , Available from: https://epub.uni-bayreuth.de/310/1/Diss.pdf (2011).
  10. Ngonga, C. A., Gor, C. O., Okuto, E. A., Ayieko, M. A. Growth performance of Acheta domesticus and Gryllus bimaculatus production reared under improvised cage system for increased returns and food security. Journal of Insects as Food and Feed. 7, 301-310 (2021).
  11. Behrens, W., Hoffmann, K. -H., Kempa, S., Gäßler, S., Merkel-Wallner, G. Effects of diurnal thermoperiods and quickly oscillating temperatures on the development and reproduction of crickets, Gryllus bimaculatus. Oecologia. 59 (2-3), 279-287 (1983).
  12. Collavo, A., et al. Housecricket smallscale farming. Ecological implications of minilivestock. Potential of insects, rodents, frogs and snails. Paoletti, M. G. , Science Publishers. Enfield, N.H., USA. Chapter 27 (2005).
  13. Simmons, L. W. Competition between larvae of the field cricket, Gryllus bimaculatus (Orthoptera: Gryllidae) and its effects on some life-history components of fitness. Journal of Animal Ecology. 56, 1015-1027 (1987).
  14. Sorjonen, J. M., et al. The plant-based by-product diets for the mass-rearing of Acheta domesticus and Gryllus bimaculatus. PLOS ONE. 14 (6), 0218830(2019).
  15. Maciel-Vergara, G., Jensen, A. B., Lecocq, A., Eilenberg, J. Diseases in edible insect rearing systems. Journal of Insects as Food and Feed. 7 (5), 1-18 (2021).
  16. Alexander, R. D. Aggressiveness, territoriality, and sexual behavior in field crickets (Orthoptera: Gryllidae). Behaviour. , 130-223 (1961).
  17. Pet food, fish bait, and animal feed. USDA APHIS. , Available from: https://www.aphis.usda.gov/aphis/ourfocus/planhealth/import-information/permits/plant-pests/sa_animalfeed/ct_petfood_fishbait_animalfeed (2022).
  18. Donoughe, S., Extavour, C. G. Embryonic development of the cricket Gryllus bimaculatus. Developmental Biology. 411 (1), 140-156 (2016).
  19. Dobermann, D., Michaelson, L., Field, L. M. The effect of an initial high-quality feeding regime on the survival of Gryllus bimaculatus (black cricket) on bio-waste. Journal of Insects as Food and Feed. 5 (2), 1-8 (2018).
  20. Lundy, M. E., Parrella, M. P. Crickets are not a free lunch: Protein capture from scalable organic side-streams via high-density populations of Acheta domesticus. PLOS ONE. 10, 0118785(2015).
  21. Mazaya, G., Karseno, K., Yanto, T. Antimicrobial and phytochemical activity of coconut shell extracts. Turkish Journal of Agriculture - Food Science and Technology. 8 (5), 1090-1097 (2020).

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