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Différenciation de cellules souches pluripotentes humaines en précurseurs de cellules bêta pancréatiques dans un système de culture 2D

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DOI :

10.3791/63298

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16 décembre 2021

 , 
1College of Health and Life Sciences, Hamad Bin Khalifa University (HBKU), Qatar Foundation, 2Diabetes Research Center, Qatar Biomedical Research Institute (QBRI), Hamad Bin Khalifa University (HBKU), Qatar Foundation (QF)

Dans cet article

Résumé

Le présent protocole décrit une méthode améliorée pour augmenter la co-expression des facteurs de transcription PDX1 et NKX6.1 chez les progéniteurs pancréatiques dérivés de cellules souches pluripotentes humaines (CSPh) dans des monocouches planes. Ceci est réalisé en reconstituant la matrice fraîche, en manipulant la densité cellulaire et en dissociant les cellules endodermiques.

Résumé

Les cellules souches pluripotentes humaines (CSPh) sont un excellent outil pour étudier le développement pancréatique précoce et étudier les facteurs génétiques contribuant au diabète. Des cellules sécrétrices d’insuline dérivées de l’hPSC peuvent être générées pour la thérapie cellulaire et la modélisation de la maladie, cependant, avec une efficacité et des propriétés fonctionnelles limitées. Les progéniteurs pancréatiques dérivés de l’hPSC qui sont des précurseurs des cellules bêta et d’autres cellules endocrines, lorsqu’ils expriment conjointement les deux facteurs de transcription PDX1 et NKX6.1, spécifient les progéniteurs des cellules bêta fonctionnelles sécrétant de l’insuline in vitro et in vivo. Les progéniteurs pancréatiques dérivés de l’hPSC sont actuellement utilisés pour la thérapie cellulaire chez les patients atteints de diabète de type 1 dans le cadre d’essais cliniques. Cependant, les procédures actuelles ne génèrent pas une proportion élevée de NKX6.1 et de progéniteurs pancréatiques, ce qui conduit à la cogénération de cellules endocrines non fonctionnelles et à peu de cellules sensibles au glucose et sécrétant de l’insuline. Ce travail a donc développé un protocole amélioré pour générer des progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC qui maximisent la co-expression de PDX1 et NKX6.1 dans une monocouche 2D. Les facteurs tels que la densité cellulaire, la disponibilité de la matrice fraîche et la dissociation des cellules endodermiques dérivées de hPSC sont modulés pour augmenter les niveaux de PDX1 et NKX6.1 dans les progéniteurs pancréatiques générés et minimiser l’engagement à alterner la lignée hépatique. L’étude souligne que la manipulation de l’environnement physique de la cellule lors de la différenciation in vitro peut avoir un impact sur la spécification de la lignée et l’expression des gènes. Par conséquent, le protocole optimisé actuel facilite la génération évolutive de progéniteurs co-exprimant PDX1 et NKX6.1 pour la thérapie cellulaire et la modélisation de la maladie.

Introduction

Le diabète est un trouble métabolique complexe qui touche des millions de personnes dans le monde. La supplémentation en insuline est considérée comme la seule option de traitement du diabète. Les cas plus avancés sont traités par thérapie de remplacement des cellules bêta, obtenue par transplantation du pancréas cadavérique entier ou des îlots 1,2. Plusieurs problèmes entourent la thérapie de transplantation, tels que la limitation de la disponibilité et de la qualité des tissus, le caractère invasif des procédures de transplantation en plus du besoin continu d’immunosuppresseurs. Cela nécessite la découverte d’options nouvelles et alternatives pour la thérapie de remplacement des cellules bêta 2,3. Les cellules souches pluripotentes humaines (CSPh) sont récemment apparues comme un outil prometteur pour comprendre la biologie du pancréas humain et comme une source non exhaustive et potentiellement plus personnalisée pour la thérapie de transplantation 4,5,6,7. Les CSPh, y compris les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et les cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSPh), ont une capacité d’auto-renouvellement élevée et donnent naissance à tout type de tissu du corps humain. Les CSEh sont dérivées de la masse cellulaire interne de l’embryon et les CSPh sont reprogrammées à partir de toute cellule somatique 4,8.

Les protocoles de différenciation dirigée sont optimisés pour générer des cellules bêta pancréatiques à partir de CSPh qui dirigent séquentiellement les CSPh à travers les stades de développement pancréatique in vitro. Ces protocoles génèrent des organoïdes d’îlots dérivés de hPSC. Bien qu’ils se soient grandement améliorés pour augmenter la proportion de cellules bêta pancréatiques dans ceux-ci, l’efficacité des protocoles est très variable. Il n’augmente pas à plus de ~40% des cellules NKX6.1+/INSULIN+ ou C-PEPTIDE+ 5,9,10,11,12,13. Cependant, les cellules bêta générées ne sont pas entièrement identiques aux cellules bêta humaines adultes en termes de profils transcriptionnels et métaboliques et de leur réponse au glucose 4,5,14. Les cellules bêta dérivées de hPSC manquent d’expression génique de marqueurs cellulaires bêta clés tels que PCSK2, PAX6, UCN3, MAFA, G6PC2 et KCNK3 par rapport aux îlots humains adultes5. De plus, les cellules bêta dérivées de hPSC ont une signalisation calcique diminuée en réponse au glucose. Ils sont contaminés par les cellules polyhormonales co-générées qui ne sécrètent pas des quantités appropriées d’insuline en réponse à l’augmentation des niveaux de glucose5. D’autre part, les progéniteurs pancréatiques dérivés de l’hPSC, qui sont des précurseurs d’îlots, pourraient être générés plus efficacement in vitro que les cellules bêta et, lorsqu’ils sont transplantés in vivo, pourraient mûrir en cellules bêta fonctionnelles sécrétant de l’insuline15,16. Les essais cliniques visent actuellement à démontrer leur innocuité et leur efficacité lors de la transplantation chez des sujets atteints de DT1.

Notamment, l’expression des facteurs de transcription PDX1 (Pancreatic and Duodenal Homeobox 1) et NKX6.1 (NKX6 Homeobox 1) au sein d’une même cellule progénitrice pancréatique est cruciale pour l’engagement vers une lignée de cellules bêta5. Les progéniteurs pancréatiques qui n’expriment pas NKX6.1 donnent naissance à des cellules endocrines polyhormonales ou à des cellules bêta non fonctionnelles17,18. Par conséquent, une co-expression élevée de PDX1 et NKX6.1 au stade progéniteur pancréatique est essentielle pour générer un grand nombre de cellules bêta fonctionnelles. Des études ont démontré qu’un corps embryoïde ou une culture 3D améliore PDX1 et NKX6.1 chez les progéniteurs pancréatiques où les cellules différenciantes sont agrégées, variant entre 40% et 80% de la population PDX1+/NKX6.1+12,19. Cependant, par rapport aux cultures en suspension, les cultures de différenciation 2D sont plus rentables, réalisables et pratiques pour une application sur plusieurs lignées cellulaires5. Nous avons récemment montré que les cultures de différenciation monocouche produisent plus de 90% des progéniteurs pancréatiques dérivés de PDX1+/NKX6.1+ co-exprimant hPSC20,21,22. La méthode rapportée conférait une capacité de réplication élevée aux progéniteurs pancréatiques générés et empêchait d’autres spécifications de devenir telles que la lignée hépatique21. Par conséquent, ce protocole démontre une méthode très efficace pour la différenciation des CSPh en précurseurs pancréatiques des cellules bêta co-exprimant PDX1 et NKX6.1. Cette méthode utilise la technique de dissociation de l’endoderme dérivé de hPSC et de manipulation de la densité cellulaire, suivie d’une signalisation étendue FGF et rétinoïde ainsi que de l’inhibition de Hedgehog pour promouvoir la co-expression de PDX1 et NKX6.1 (Figure 1). Cette méthode peut faciliter une génération évolutive de précurseurs bêta-cellulaires pancréatiques dérivés de hPSC pour la thérapie de transplantation et la modélisation de la maladie.

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Protocole

L’étude a été approuvée par le comité d’éthique de la recherche de l’établissement approprié et réalisée conformément aux normes éthiques énoncées dans la Déclaration d’Helsinki de 1964 et ses amendements ultérieurs ou à des normes éthiques comparables. Le protocole a été approuvé par l’Institutional Review Board (IRB) de HMC (n° 16260/16) et l’Institut de recherche biomédicale du Qatar (QBRI) (n° 2016-003). Ce travail est optimisé pour les CSEh tels que H1, H9 et HUES8. Des échantillons de sang ont été prélevés sur des personnes en bonne santé de l’hôpital Hamad Medical Corporation (HMC) avec leur plein consentement éclairé. Les CSPi sont générées à partir de cellules mononucléées du sang périphérique (PBMC) de contrôle, individu en bonne santé23.

1. Préparation des milieux de culture

  1. Préparer des milieux de culture de cellules souches pluripotentes humaines (CSPh)
    1. Préparer des milieux de culture de CSPh à partir du milieu disponible sur le marché pour maintenir et développer les cellules souches embryonnaires humaines en complétant 100 unités/mL de pénicilline et 100 μg/mL de streptomycine (voir le tableau des matières). Aliquote et conserver le média complet à -20 °C pour une utilisation prolongée ou à 4 °C pour une utilisation immédiate.
  2. Préparer les milieux de différenciation de stade 1 (pour l’endoderme définitif (DE)).
    1. Préparer les milieux basaux à partir du milieu MCDB 131 en complétant avec 0,5 % d’albumine sérique bovine sans acides gras (FFA-BSA), 1,5 g/L de bicarbonate de sodium (NaHCO3), 10 mM de glucose, 2 mM de glutamax, 100 unités/mL de pénicilline et 100 μg/mL de streptomycine (voir le tableau des matières). Filtrer le média préparé à l’aide d’un filtre de 0,2 μm et conserver à 4 °C.
    2. Préparer les milieux de stade 1 contenant du CHIR99021 à partir du milieu basal (préparé à l’étape 1.2.1) en chauffant le milieu basal à 37 °C, puis en complétant avec 2 μM de CHIR99021, 100 ng/mL d’activine A, 10 μM d’inhibiteur de roche (Y-27632) et 0,25 mM de vitamine C (voir le tableau des matières). Mélangez bien le média supplémenté et recouvrez-le de papier d’aluminium pour le protéger de la lumière.
      REMARQUE: Ce support ne sera utilisé que le premier jour de différenciation.
    3. Préparer le milieu de stade 1 sans CHIR99021 à partir du milieu basal en le chauffant à 37 °C et en le complétant avec 100 ng/mL d’activine A et 0,25 mM de vitamine C et bien mélanger.
      REMARQUE: 5 ng / mL de FGF ou FGF2 de base peuvent être ajoutés en option à ce support. Ce support sera utilisé pour les jours restants de l’étape 1.
  3. Préparer les milieux de différenciation de l’étape 2 (pour le tube intestinal primitif; PGT).
    1. Préparer le milieu de différenciation de stade 2 contenant l’inhibiteur de roche du milieu basal en le chauffant à 37 °C et en complétant avec 50 ng/mL de FGF10, 50 ng/mL de NOGGIN, 0,25 μM de CHIR99021, 10 μM de Y-27632 (inhibiteur de roche) et 0,25 mM de vitamine C.
      NOTE: Ce milieu est utilisé le jour de la dissociation des cellules endodermiques.
    2. Préparer le milieu de différenciation de stade 2 sans inhibiteur de roche en suivant la même procédure pour le milieu préparé à l’étape 1.3.1, à l’exclusion de l’inhibiteur de roche.
      REMARQUE : Ce support est utilisé le deuxième jour de l’étape 2.
  4. Préparer les milieux de différenciation de l’étape 3 (pour l’intestin antérieur postérieur).
    1. Préparer des milieux DMEM contenant 4,5 g/L de glucose, puis compléter avec 1 % de pénicilline-streptomycine et 2 mM de glutamax et utiliser comme milieu basal pour les stades 3 et 4.
    2. Réchauffer le milieu DMEM (préparé à l’étape 1.4.1) et compléter avec 2 μM d’acide rétinoïque, 0,25 μM de SANT-1, 50 ng/mL de FGF10, 50 ng/mL de NOGGIN, 0,25 mM de vitamine C et 1 % de supplément de B27 sans vitamine A (voir le tableau des matières).
      REMARQUE : Ce milieu est utilisé pendant 4 jours de l’étape 3 pour P2-D (protocole 2, optimisé, dissocié) et 2 jours de l’étape 3 pour P1-ND (protocole 1, non optimisé, non dissocié).
  5. Préparer les milieux de différenciation de l’étape 4 (pour les progéniteurs pancréatiques).
    1. Ajouter du DMEM contenant 4,5 g/L de glucose avec 100 ng/mL d’EGF, 10 mM de nicotinamide, 50 ng/mL de NOGGIN, 0,25 mM de vitamine C et 1 % de supplément de B27 sans vitamine A (voir le tableau des matières). Utilisez ce média pendant tous les jours de l’étape 4.
      REMARQUE: Maintenez tous les réactifs à des températures appropriées, et toutes les cytokines et les réactifs sensibles doivent être aliquotes. Décongeler les réactifs aliquotes et les ajouter au milieu de base au moment de changer le milieu de différenciation. Les compositions des différents milieux de différenciation sont présentées dans le tableau 1.

2. Préparation de vaisselle revêtue de matrice membranaire basale

  1. Décongeler la matrice de sous-sol disponible sur le marché (voir le tableau des matériaux) et l’aliquote sur la glace; congeler les aliquotes à -20 °C.
  2. Avant d’enrober les boîtes de culture tissulaire, décongeler les aliquotes congelées sur de la glace. Ajouter le volume approprié de la solution à matrice membranaire dans le milieu KO-DMEM/F-12 refroidi (KnockOut DMEM/F-12) (voir le tableau des matériaux) pour obtenir la concentration diluée désirée et bien mélanger. Conserver la solution matricielle diluée à 4 °C pour une utilisation immédiate.
  3. Couvrir la surface des plaques traitées par culture tissulaire (voir le tableau des matières) avec une solution de matrice membranaire diluée et placer les plaques à 37 °C pendant au moins 60 minutes avant de plaquer les cellules. Utiliser une dilution de 1:50 de la solution à matrice membranaire dans KO-DMEM/F-12 pour les cellules de placage pour l’expérience de différenciation pancréatique et 1:80 pour l’expansion des CSPh indifférenciées.

3. Culture des CSPh indifférenciées

  1. Passage des CSPh lorsque les colonies atteignent une confluence de 70% à 80%.
  2. Pour le passage, laver les CSPh une fois avec du PBS chaud, aspirer à l’aide d’un aspirateur sous vide portatif à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire et ajouter 0,5 mM de solution d’EDTA dans du PBS pour couvrir la surface de la colonie. Incuber à 37 °C, 5% de CO2 pendant 1 min ou jusqu’à ce que les bordures des colonies se détachent de la surface de la plaque.
  3. Retirer la solution d’EDTA et recueillir les colonies détachées avec le milieu de culture hPSC à l’aide d’une micropipette P1000. Centrifuger les cellules collectées à 128 x g pendant 4 min à température ambiante. Jeter le surnageant et compléter les cellules avec des milieux de culture hPSC contenant 10 μM de Y-27632 (inhibiteur de roche)23,24.
    NOTE: Passer les CSPh dans un rapport d’au moins 1:3 sur des boîtes revêtues de matrice membranaire 1:80. Cependant, pour les expériences de différenciation, éclouer les CSPh sur des plats enrobés de 1:50.

4. Induction de la différenciation définitive de l’endoderme (DE) dans les CSPh (stade 1)

  1. Lorsque les colonies de CSPh atteignent une confluence de 70 % à 80 %, lavez-les deux fois avec du PBS chaud et aspirez à l’aide d’un aspirateur à vide portatif à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire pour commencer la différenciation de stade 1.
  2. Ajouter le milieu de différenciation de stade 1 contenant CHIR99021 (à partir de l’étape 1.2.2) aux colonies, 2 mL par plaque de 6 puits, et incuber à 37 °C pendant 24 h.
  3. Le lendemain, remplacez le milieu usé par le milieu de différenciation de l’étape 1 sans CHIR99021 (étape 1.2.3).
  4. Toutes les 24 h, aspirer le milieu usé à l’aide d’un aspirateur sous vide portable à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire et le remplacer par un nouveau milieu de différenciation de stade 1 sans CHIR99021.
    REMARQUE: L’étape 1 peut être prolongée jusqu’à 4 jours. La longueur de l’étape 1 dépend de la ligne hPSC utilisée et doit être optimisée en conséquence.

5. Analyse par immunofluorescence du DE dérivé de hPSC (stade 1)

  1. Pour l’immunofluorescence, aspirer les milieux usés à l’aide d’un aspirateur à vide portatif à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire des puits et laver deux fois avec du PBS chaud. Faites tourner la plaque pour vous débarrasser de tout débris cellulaire.
  2. Couvrir la surface des puits avec 4% de paraformaldéhyde (PFA) pour fixer les cellules DE; par exemple, ajoutez 250 uL de PFA par puits d’une plaque de 24 puits. Placer la plaque sur un shaker 2D à 20 x g pendant 20 min.
  3. Après la fixation, laver les cellules DE avec une solution saline tamponnée au tris avec 0,5 % de Tween (TBST) (voir le tableau des matières) et placer la plaque sur le shaker à 20 x g pendant 10 min. Répétez cette étape une fois de plus.
  4. Perméabiliser les cellules fixes en ajoutant un volume généreux de solution saline tamponnée au phosphate avec 0,5% de Triton X-100 (PBST); par exemple, ajouter 1 mL de PBST par puits d’une plaque de 24 puits et remettre la plaque sur l’agitateur à 20 x g pendant 20 min.
  5. Préparez fraîchement 5% à 6% de BSA dans PBST comme tampon bloquant et ajoutez-le aux cellules perméabilisées. Incuber la plaque pendant au moins 1 h dans la solution de blocage sur l’agitateur.
  6. Diluer les anticorps primaires dirigés contre SOX17 et FOXA2 ensemble (voir le tableau des matériaux) dans du BSA à 2 % à 3 % dans une solution PBST. Ajouter les anticorps combinés aux cellules bloquées et placer la plaque sur l’agitateur à 4 °C pendant une nuit à basse vitesse en agitant doucement.
    REMARQUE: SOX17 et FOXA2 sont des marqueurs DEbien établis 25,26.
  7. Le lendemain, aspirez les anticorps primaires à l’aide d’un filtre à vide portatif et lavez les puits avec TBST trois fois, chaque lavage pendant 10 minutes sur le shaker.
  8. Préparer une dilution de 1:500 d’anticorps secondaires conjugués Alexa fluor 488- et 568- (voir le tableau des matériaux) contre les espèces dans lesquelles les anticorps primaires ont été élevés.
  9. Ajoutez la combinaison d’anticorps secondaires au puits coloré et couvrez la plaque de papier d’aluminium pour la protéger de la lumière. Placer la plaque sur le shaker pendant 1 h à température ambiante.
  10. Aspirer la solution d’anticorps secondaires à l’aide d’un filtre à vide portatif et laver les puits colorés avec du TBST sur l’agitateur pendant 10 min, en recouvrant la plaque de papier d’aluminium. Répétez l’étape de lavage trois fois au total.
  11. Préparer une dilution de 1 μg/mL de Hoechst 33342 dans du PBS pour colorer les noyaux. Ajouter la solution Hoechst dans les puits et placer la plaque sur l’agitateur pendant 2-3 min.
  12. Aspirez la solution Hoechst à l’aide d’un filtre à vide portable et rincez les puits avec du PBS deux fois.
  13. Enfin, ajoutez du PBS aux cellules colorées et imagez-les à l’aide d’un microscope à fluorescence inversée (voir Tableau des matériaux) dans l’obscurité. Gardez la plaque recouverte de papier d’aluminium lorsque vous n’imagez pas pour minimiser le blanchiment fluorophore.
    REMARQUE: Alternativement, la cytométrie en flux peut être utilisée pour évaluer l’efficacité de l’ED, comme décrit à l’étape 9.2.

6. Génération du tube intestinal primitif (PGT) à partir de CSPh (stade 2)

REMARQUE: Si l’analyse d’immunofluorescence à l’étape 5.13 est déterminée comme étant une co-expression SOX17-FOXA2 de 80% et plus, l’expérience passe à l’étape 2. Si l’efficacité est de <80%, prolongez la durée de l’étape 1 à 4 jours.

  1. Au jour 1 de l’étape 2, dissocier les cellules endodermiques dérivées de l’hPSC à l’aide de TrypLE ou d’Accutase (voir le tableau des matériaux) pour le protocole P2-D optimisé. Laver les cellules adhérentes avec du PBS chaud et ajouter 1 mL chaud de solution de TrypLE ou d’Accutase par puits d’une plaque à 6 puits pendant 3-5 minutes à 37 °C, 5% CO2, ou jusqu’à ce que les cellules commencent à se détacher les unes des autres.
  2. Dissocier les feuilles détachées ou la monocouche de cellules dans les puits, puis les recueillir ensemble dans un tube en polypropylène de 15 mL à l’aide d’un milieu basal de stade 1/2 sans cytokines contenant au moins 0,5 % de sérum fœtal bovin (FBS) ou de sérum KnockOut (KOSR) (voir le tableau des matières).
  3. Faire tourner les cellules à 800 x g pendant 5 min à 4 °C et jeter le surnageant. Ajouter 1 mL de PBS stérile et remettre la pastille en suspension dans des cellules individuelles.
  4. Comptez les cellules à l’aide d’un compteur automatisé (voir le tableau des matériaux) en chargeant le volume recommandé de cellules dans la lame de la chambre. Faire tourner les cellules remises en suspension à 800 x g pendant 5 min à 4 °C et jeter le surnageant.
  5. Resuspendre la pastille dans le volume approprié du milieu de différenciation de stade 2 contenant un inhibiteur de roche à une densité de 2,5-3,5 x 105 cellules/cm2.
    REMARQUE: Ce nombre peut se réduire à un rapport de division de 1: 2 pour la plupart des lignées cellulaires, en fonction du taux de prolifération. Le volume total sera de 2 mL de média avec cellules remises en suspension dans 1 puits de plaque de 6 puits.
  6. Plaquer les cellules remises en suspension sur des plaques à matrice membranaire 1:50 (préparées à l’étape 2) et les incuber à 37 °C, 5% de CO2 dans l’incubateur.
  7. 24 h plus tard, remplacer le milieu par un milieu de différenciation de stade 2 sans inhibiteur de roche (préparé à l’étape 1.3.2).

7. Génération de l’intestin antérieur postérieur à partir de CSPh (stade 3)

  1. Aspirer les milieux usés de l’étape 2 à l’aide d’un aspirateur à vide portatif à l’intérieur de la hotte de culture tissulaire et laver les cellules avec du PBS chaud.
  2. Ajouter le milieu de différenciation de l’étape 3 de l’étape 1.4 aux cellules et incuber à 37 °C, 5% CO2.
  3. Après 24 h, remplacez le média usagé par un milieu de différenciation Stage 3 fraîchement préparé. Répétez cette opération pendant un total de 4 jours pour le protocole P2-D (optimisé) et seulement 2 jours pour le protocole P1-ND non dissocié.

8. Génération de progéniteurs pancréatiques à partir de CSPh (stade 4)

  1. Après 4 jours de traitement de stade 3, laver les cellules avec du PBS chaud, agiter doucement la plaque et aspirer à l’aide d’un aspirateur à vide portable. Ensuite, ajoutez le milieu de différenciation de l’étape 4 de l’étape 1.5 aux cellules.
  2. Après 24 h, remplacez les milieux usagés par des supports de l’étape 4 fraîchement préparés. Répétez cette opération pendant un total de 4 jours.

9. Évaluation de l’efficacité de différenciation de la génération de progéniteurs pancréatiques à partir de CSPh

  1. Effectuer l’analyse d’immunofluorescence des progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC (stade 4) pour l’expression de PDX1 et NKX6.1.
    REMARQUE: PDX1 et NKX6.1 sont des marqueurs progéniteurs pancréatiques bien établis17,18.
    1. Effectuer la fixation, la perméabilisation, le blocage et l’incubation des anticorps et les lavages conformément à l’étape 5.
    2. Colorer les progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC avec une combinaison d’anticorps PDX1 et NKX6.1 (voir le tableau des matériaux) dilués dans 2% -3% BSA dans PBST.
    3. Utiliser des dilutions 1:500 d’anticorps secondaires conjugués au fluor 488 et 568 appropriés d’Alexa (voir le tableau des matériaux).
  2. Effectuer une analyse par cytométrie de flux des progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC pour l’expression de PDX1 et NKX6.1.
    REMARQUE : L’analyse par cytométrie en flux des marqueurs pancréatiques dans les progéniteurs pancréatiques générés dérivés du CSPh permet de quantifier les cellules co-exprimant PDX1 et NKX6.1.
    1. À la fin de l’étape 4, lavez les cellules deux fois avec du PBS chaud et ajoutez suffisamment de TrypLE ou d’Accutase pour couvrir la surface des puits, par exemple, 1 mL de TrypLE ou d’Accutase par puits de plaque à 6 puits. Placez la plaque dans l’incubateur pendant 5-7 minutes ou jusqu’à ce que les cellules se détachent de la surface.
    2. Dissocier les feuilles adhérentes des cellules à l’intérieur du puits à l’aide d’une micropipette P1000 avant de les recueillir dans un tube en polypropylène de 15 mL.
    3. Faire tourner les cellules dans les progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC à 800 x g pendant 5 min à 4 °C, puis jeter le surnageant. Lavez les cellules avec du PBS en les dissociant en cellules individuelles. Comptez les cellules à l’aide d’un compteur automatisé (voir le tableau des matières) et notez la concentration dans le nombre de cellules par mL.
    4. Faire tourner à 800 x g pendant 5 min à 4 °C et jeter le surnageant. Ajouter 200 μL de PBS réfrigéré à la pastille et dissocier.
    5. Ajouter 2 mL d’éthanol réfrigéré à 80 % goutte à goutte, avec le tube sur un vortex à basse et moyenne vitesse (400 x g à température ambiante). Fermez hermétiquement les bouchons et placez les tubes légèrement inclinés sur le vibreur à 4 °C pendant la nuit.
    6. Faire tourner les cellules à 800 x g pendant 5 min à 4 °C et laver avec du PBS pour dissocier les amas de cellules fixes.
    7. Bloquer les cellules fixes avec une solution de BSA à 5%-6% dans du PBST pendant au moins 1 h à température ambiante ou 4 °C pendant une nuit sur l’agitateur.
    8. Coloration pour les marqueurs progéniteurs pancréatiques en suivant les étapes ci-dessous.
      1. Répartir 2 00 000 cellules par affection, y compris les témoins d’isotypes appropriés en fonction de la sous-classe d’IgG de l’espèce hôte de l’anticorps primaire, les témoins d’anticorps non colorés et secondaires dans une plaque inférieure en V à 96 puits ou des tubes à centrifuger de 1,5 mL.
      2. Faire tourner la plaque à 800 x g pendant 5 min à 4 °C et retourner la plaque d’un mouvement rapide pour éliminer le surnageant sans perdre les granulés. Préparer les dilutions d’anticorps primaires dans une solution de BSA à 3 % (voir le tableau des matières).
        REMARQUE: La concentration d’anticorps primaires peut être comprise entre 1:50 et 1:200.
      3. Incuber les cellules colorées pendant au moins 2 h à température ambiante ou toute la nuit à 4 °C sur un agitateur en agitant doucement à basse vitesse.
      4. Lavez les cellules colorées avec du TBST trois fois en pipetant les cellules de haut en bas dans les puits. Faire tourner et jeter le surnageant comme à l’étape 9.2.8.2.
      5. Ajouter une dilution de 1:500 des anticorps secondaires (anticorps conjugués Alexa fluor 488 et 647) préparés dans du PBS (voir le tableau des matériaux). Incuber pendant 30 min à température ambiante.
      6. Lavez les cellules colorées avec TBST au moins deux fois en pipetant les cellules de haut en bas. Faire tourner la plaque et jeter le surnageant comme à l’étape 9.2.8.2.
      7. Recueillir les cellules colorées dans au moins 100 μL de PBS et les transférer dans des tubes FACS protégés par la lumière (voir le tableau des matériaux). Exécutez les échantillons sur une machine de cytométrie en flux.

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Résultats

Les résultats montrent que le protocole optimisé P2-D (figures 1A) a amélioré l’efficacité de différenciation des progéniteurs pancréatiques en régulant à la hausse la co-expression PDX1 et NKX6.1 (Figure 2A, B et Figure 3A). En particulier, les résultats ont montré que la dissociation des cellules endodermiques et leur replacage sur la matrice membranaire fraîche ainsi qu’une durée plus longue de stade 3 augmentaie...

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Discussion

Ce travail décrit un protocole amélioré pour générer des progéniteurs pancréatiques à partir de CSPh avec une co-expression élevée de PDX1 et NKX6.1. La dissociation et le replatage de l’endoderme dérivé de hPSC à demi-densité sur une matrice fraîche ont entraîné une augmentation de PDX1 et NKX6,1 chez les progéniteurs pancréatiques dérivés de hPSC.

Bien que le cocktail de facteurs de croissance pour chaque stade soit très similaire à P1-ND 27, il a été démontré qu’un traitement de stade 3 plu...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été financé par une subvention du Fonds national de recherche du Qatar (QNRF) (Subvention No. NPRP10-1221-160041).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
15 mL, coniques, tubes à centrifugerThermo Scientific339651
20X TBS Tween 20Thermo Scientific28360
Plaques de culture à 24 puits, fond plat avec couvercleCostar3524
50 mL, coniques, tubes à centrifugerThermo Scientific339652
plaques de culture à 6 puits, multi-platsThermo Scientific
AccutaseStem Cell Technologies0-7920
Activine AR& D338-ACReconstitué dans 4 mM HCl
Anticorps anti-NKX6.1, souris monoclonaleDSHBF55A12-CDilué à 1:100 pour la cytométrie en flux et 1:2000 pour l’immunocoloration
Anticorps anti-PDX1, cobaye polyclonalAbcamab47308Dilué à 1:100 pour la cytométrie en flux et à 1:1000 pour l’immunocoloration
B27 moins Vit AThermoFisher12587010
Albumine sérique bovine, fraction de choc thermique, sans acides grasSigmaA7030
CHIR 99021Tocris4423Reconstitué en DMSO
DMEM, haute teneur en glucoseThermoFisher41965047
Donkey anti-Mouse IgG (H + L) Anticorps secondaire hautement adsorbé croisé, Alexa Fluor 568InvitrogenA10037
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Anticorps secondaire à adsorption croisée élevée, Alexa Fluor 488A-21206
DPBS 1XThermoFisher14190144
EGFThermoFisherPHG0313Reconstitué en 0,1 % BSA dans PBS
FGF10R& D345-FGReconstitué en PBS
GlucoseSigma AldrichG8644
Hoechst 33258Sigma23491-45-4
Microscope inverséOlympusIX73
KnockOut DMEM/F-12 (1X)Gibco12660-012
KnockOut SR remplacement du sérumGibco10828-028
Acide L-ascorbique (vitamine C)SigmaA92902Reconstitué dans de l’eau distillée
Matrigel à facteur de croissance réduit (DFG) Matrice de membrane basaleCorning354230Aliquote le stock décongelé et congélation à -20C.
MCDB131ThermoFisher10372019
Souris anti-SOX17ORIGENECF500096Dilué à 1:100 pour la cytométrie en flux et à 1:2000 pour l’immunocoloration
mTeSR PlusStem Cell Technologies85850Mélanger le milieu basal avec un supplément. Aliquote et stockage à -20 ° ; C pour une durée plus longue ou à 4 ° ; C pour utilisation instantanée
Unités de filtration Nalgene, 0,2 & micro ; m PESThermoFisher566-0020
NicotinamideSigma72340Reconstitué dans de l’eau distillée
NOGGINR& D6057-NGReconstitué dans 0,1 % BSA dans
solution de paraformaldéhyde PBS 4 % dans PBSChemCruzsc-281692
Pénicilline-Streptomycine (10 000 U/mL)ThermoFisher15140122
Aspirateur
Rabbit anti-FOXA2Technologie de signalisation cellulaire3143Dilué à 1:100 pour la cytométrie en flux et à 1:500 pour la cytométrie en flux
immunocoloration Acide rétinoïqueSigma AldrichR2625Reconstitué dans le DMSO
Inhibiteur de roche (Y-27632)ReproCell04-0012-02Reconstitué dans
tubes FACS en polystyrène à fond rond DMSO avec bouchons, STÉRILEStellar ScientificFSC-9010
SANT-1Sigma AldrichS4572Reconstitué dans du DMSO
Sodium bicarbonateSigmaS5761-500G
StemFlexThermoFisherA3349401Mélangez le milieu de base avec un supplément. Aliquote et stockage à -20 ° ; C pour une durée plus longue ou à 4 ° ; C pour une utilisation instantanée
TALI Lame d’analyse cellulaireInvitrogenT10794
Tali Cytomètre basé sur l’image Compteur automatisé de cellulesInvitrogenT10796
Triton X-100Sigma9002-93-1
TrypLE 100 mLThermoFisher12563011
Tween 20SigmaP2287
UltraPure 0,5 M EDTA, pH 8,0Invitrogen15575-038
140685 une portable des

Références

  1. Rickels, M. R., Robertson, R. P. Pancreatic islet transplantation in humans: Recent progress and future directions. Endocrine Reviews. 40 (2), 631-668 (2019).
  2. Latres, E., Finan, D. A., Greenstein, J. L., Kowalski, A., Kieffer, T. J. Navigating two roads to glucose normalization in diabetes: Automated insulin delivery devices and cell therapy. Cell Metabolism. 29 (3), 545-563 (2019).
  3. Vaithilingam, V., Tuch, B. E. Islet transplantation and encapsulation: An update on recent developments. Review of Diabetic Studies. 8 (1), 51-67 (2011).
  4. Abdelalim, E. M. Modeling different types of diabetes using human pluripotent stem cells. Cellular and Molecular Life Sciences. 78 (6), 2459-2483 (2021).
  5. Memon, B., Abdelalim, E. M. Stem cell therapy for diabetes: Beta cells versus pancreatic progenitors. Cells. 9 (2), 283(2020).
  6. Balboa, D., Iworima, D. G., Kieffer, T. J. Human pluripotent stem cells to model islet defects in diabetes. Frontiers in Endocrinology (Lausanne). 12, 642152(2021).
  7. Gaertner, B., Carrano, A. C., Sander, M. Human stem cell models: Lessons for pancreatic development and disease. Genes & Development. 33 (21-22), 1475-1490 (2019).
  8. Abdelalim, E. M., Bonnefond, A., Bennaceur-Griscelli, A., Froguel, P. Pluripotent stem cells as a potential tool for disease modelling and cell therapy in diabetes. Stem Cell Reviews and Reports. 10 (3), 327-337 (2014).
  9. Rezania, A., et al. Reversal of diabetes with insulin-producing cells derived in vitro from human pluripotent stem cells. Nature Biotechnology. 32 (11), 1121-1133 (2014).
  10. Pagliuca, F. W., et al. Generation of functional human pancreatic beta cells in vitro. Cell. 159 (2), 428-439 (2014).
  11. Nair, G. G., et al. Recapitulating endocrine cell clustering in culture promotes maturation of human stem-cell-derived β cells. Nature Cell Biology. 21 (2), 263-274 (2019).
  12. Russ, H. A., et al. Controlled induction of human pancreatic progenitors produces functional beta-like cells in vitro. EMBO Journal. 34 (13), 1759-1772 (2015).
  13. Veres, A., et al. Charting cellular identity during human in vitro β-cell differentiation. Nature. 569 (7756), 368-373 (2019).
  14. Hrvatin, S., et al. Differentiated human stem cells resemble fetal, not adult, β cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (8), 3038-3043 (2014).
  15. Rezania, A., et al. Maturation of human embryonic stem cell-derived pancreatic progenitors into functional islets capable of treating pre-existing diabetes in mice. Diabetes. 61 (8), 2016-2029 (2012).
  16. Rezania, A., et al. Enrichment of human embryonic stem cell-derived NKX6.1-expressing pancreatic progenitor cells accelerates the maturation of insulin-secreting cells in vivo. Stem Cells Journal. 31 (11), 2432-2442 (2013).
  17. Rezania, A., et al. Enrichment of human embryonic stem cell-derived NKX6.1-expressing pancreatic progenitor cells accelerates the maturation of insulin-secreting cells in vivo. Stem Cells Journal. 31 (11), 2432-2442 (2013).
  18. Bruin, J. E., et al. Characterization of polyhormonal insulin-producing cells derived in vitro from human embryonic stem cells. Stem Cell Research. 12 (1), 194-208 (2014).
  19. Toyoda, T., et al. Cell aggregation optimizes the differentiation of human ESCs and iPSCs into pancreatic bud-like progenitor cells. Stem Cell Research. 14 (2), 185-197 (2015).
  20. Memon, B., Abdelalim, E. M. Highly efficient differentiation of human pluripotent stem cells into pancreatic progenitors co-expressing PDX1 and NKX6.1. Methods in Molecular Biology. , (2020).
  21. Memon, B., Karam, M., Al-Khawaga, S., Abdelalim, E. M. Enhanced differentiation of human pluripotent stem cells into pancreatic progenitors co-expressing PDX1 and NKX6.1. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 15(2018).
  22. Aigha, I. I., Memon, B., Elsayed, A. K., Abdelalim, E. M. Differentiation of human pluripotent stem cells into two distinct NKX6.1 populations of pancreatic progenitors. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 83(2018).
  23. Ali, G., et al. Keratinocytes derived from patient-specific induced pluripotent stem cells recapitulate the genetic signature of psoriasis disease. Stem Cells and Development. 29 (7), 383-400 (2020).
  24. Elsayed, A. K., et al. Generation of a human induced pluripotent stem cell line (QBRIi009-A) from a patient with a heterozygous deletion of FOXA2. Stem Cell Research. 42, 101705(2020).
  25. Davenport, C., Diekmann, U., Budde, I., Detering, N., Naujok, O. Anterior-posterior patterning of definitive endoderm generated from human embryonic stem cells depends on the differential signaling of retinoic acid, Wnt-, and BMP-signaling. Stem Cells. 34 (11), 2635-2647 (2016).
  26. Schroeder, I. S., et al. Induction and selection of Sox17-expressing endoderm cells generated from murine embryonic stem cells. Cells Tissues Organs. 195 (6), 507-523 (2012).
  27. Nostro, M. C., et al. Efficient generation of NKX6-1+ pancreatic progenitors from multiple human pluripotent stem cell lines. Stem Cell Reports. 4 (4), 591-604 (2015).
  28. Elsayed, A. K., Younis, I., Ali, G., Hussain, K., Abdelalim, E. M. Aberrant development of pancreatic beta cells derived from human iPSCs with FOXA2 deficiency. Cell Death & Disease. 12 (1), 103(2021).
  29. Mfopou, J. K., Chen, B., Mateizel, I., Sermon, K., Bouwens, L. Noggin, retinoids, and fibroblast growth factor regulate hepatic or pancreatic fate of human embryonic stem cells. Gastroenterology. 138 (7), 1-14 (2010).
  30. Mfopou, J. K., De Groote, V., Xu, X., Heimberg, H., Bouwens, L. Sonic hedgehog and other soluble factors from differentiating embryoid bodies inhibit pancreas development. Stem Cells. 25 (5), 1156-1165 (2007).
  31. Gattazzo, F., Urciuolo, A., Bonaldo, P. Extracellular matrix: A dynamic microenvironment for stem cell niche. Biochimica et Biophysica Acta. 1840 (8), 2506-2519 (2014).
  32. Watt, F. M., Huck, W. T. Role of the extracellular matrix in regulating stem cell fate. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 14 (8), 467-473 (2013).
  33. Shih, H. P., Panlasigui, D., Cirulli, V., Sander, M. ECM signaling regulates collective cellular dynamics to control pancreas branching morphogenesis. Cell Reports. 14 (2), 169-179 (2016).
  34. Raza, A., Ki, C. S., Lin, C. C. The influence of matrix properties on growth and morphogenesis of human pancreatic ductal epithelial cells in 3D. Biomaterials. 34 (21), 5117-5127 (2013).
  35. Lin, H. Y., et al. Fibronectin and laminin promote differentiation of human mesenchymal stem cells into insulin producing cells through activating Akt and ERK. Journal of Biomedical Science. 17, 56(2010).
  36. Boretti, M. I., Gooch, K. J. Effect of extracellular matrix and 3D morphogenesis on islet hormone gene expression by Ngn3-infected mouse pancreatic ductal epithelial cells. Tissue Engineering Part A. 14 (12), 1927-1937 (2008).
  37. Boretti, M. I., Gooch, K. J. Induced cell clustering enhances islet beta cell formation from human cultures enriched for pancreatic ductal epithelial cells. Tissue Engineering. 12 (4), 939-948 (2006).
  38. Beattie, G. M., Rubin, J. S., Mally, M. I., Otonkoski, T., Hayek, A. Regulation of proliferation and differentiation of human fetal pancreatic islet cells by extracellular matrix, hepatocyte growth factor, and cell-cell contact. Diabetes. 45 (9), 1223-1228 (1996).
  39. Gage, B. K., Webber, T. D., Kieffer, T. J. Initial cell seeding density influences pancreatic endocrine development during in vitro differentiation of human embryonic stem cells. PLoS One. 8 (12), 82076(2013).

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Mots-clés

Syst me de culture 2Dprog niteurs pancr atiquescoexpression de PDX1 et NKX6 1cellules s cr trices d insulineth rapie cellulaire du diab tedissociation de cellules endodermiquescytom trie en fluxmicroscopie fluorescence

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