Analyse de l’interaction des protéines marquées par fluorescence avec des microvésicules de phospholipides artificielles à l’aide de la cytométrie quantitative en flux

Résumé

Ici, nous décrivons un ensemble de méthodes pour caractériser l’interaction des protéines avec les membranes de cellules ou de microvésicules.

Résumé

Dans le corps humain, la plupart des principales réactions physiologiques impliquées dans la réponse immunitaire et la coagulation sanguine se déroulent sur les membranes des cellules. Une première étape importante dans toute réaction dépendante de la membrane est la liaison des protéines sur la membrane des phospholipides. Une approche pour étudier l’interaction des protéines avec les membranes lipidiques a été développée en utilisant des protéines marquées par fluorescence et la cytométrie en flux. Cette méthode permet d’étudier les interactions protéine-membrane à l’aide de cellules vivantes et de vésicules phospholipides naturelles ou artificielles. L’avantage de cette méthode est la simplicité et la disponibilité des réactifs et des équipements. Dans cette méthode, les protéines sont marquées à l’aide de colorants fluorescents. Cependant, des protéines auto-fabriquées et disponibles dans le commerce, marquées par fluorescence, peuvent être utilisées. Après conjugaison avec un colorant fluorescent, les protéines sont incubées avec une source de la membrane phospholipidique (microvésicules ou cellules), et les échantillons sont analysés par cytométrie en flux. Les données obtenues peuvent être utilisées pour calculer les constantes cinétiques et l’équilibre K_d. En outre, il est possible d’estimer le nombre approximatif de sites de liaison aux protéines sur la membrane phospholipidique à l’aide de billes d’étalonnage spéciales.

Introduction

Les biomembranes séparent le contenu interne des cellules animales et de l’espace extracellulaire. Notez que les membranes entourent également les microvésicules formées au cours du cycle de vie de la cellule et les organites. La membrane cellulaire est principalement composée de lipides et de protéines. Les protéines membranaires remplissent des fonctions de signalisation, structurelles, de transport et d’adhésif. Cependant, la bicouche lipidique est également essentielle pour l’interrelation de la cellule animale avec l’espace extracellulaire. Cet article propose une méthode pour étudier l’interaction périphérique des protéines externes avec la membrane lipidique.

L’exemple le plus frappant de réactions se produisant sur la couche membranaire externe d’une cellule animale est la réaction de coagulation sanguine. Une caractéristique importante de la coagulation sanguine est que toutes les réactions principales se déroulent sur les membranes phospholipides des cellules et des microvésicules provenant de ces cellules et non dans le plasma ^1,2,3. Les réactions membranaires dépendantes comprennent le processus de début de la coagulation (sur les membranes cellulaires du sous-endothhélium, l’endothélium enflammé ou les cellules immunitaires activées, avec la participation d’un facteur tissulaire), toutes les réactions de la principale activation en cascade des facteurs IX, X, prothrombine; activation du facteur XI par la thrombine (sur les membranes des plaquettes activées, des érythrocytes, des lipoprotéines et des microvésicules); réactions de la voie de la protéine C; inactivation des enzymes de coagulation (sur les membranes des cellules endothéliales avec la participation de cofacteurs de thrombomoduline, récepteur de la protéine endothéliale C, sulfate d’héparane); et les réactions de la voie de contact (sur les membranes des plaquettes et de certaines microvésicules avec la participation de cofacteurs inconnus). Ainsi, il est impossible d’étudier la coagulation sanguine sans étudier l’interaction de diverses protéines plasmatiques avec la membrane des cellules sanguines.

Cet article décrit une méthode basée sur la cytométrie en flux pour caractériser l’interaction des protéines avec les membranes lipidiques des cellules ou des microvésicules. Cette approche a été initialement proposée pour étudier l’interaction du plasma sanguin avec les plaquettes et les vésicules phospholipides artificielles. De plus, la plupart des protéines étudiées interagissent directement avec les phospholipides membranaires chargés négativement, en particulier avec la phosphatidylsérine ^4,5. De plus, il existe des protéines dont l’interaction avec la membrane est médiée par des récepteurs spéciaux⁶.

Une capacité importante de la cytométrie en flux est la discrimination entre les ligands libres et liés sans séparation supplémentaire. Cette caractéristique de la cytométrie permet l’étude de la liaison à l’équilibre des ligands à l’extrémité et aide à effectuer des mesures cinétiques continues. La technique n’est pas sophistiquée et ne nécessite pas de préparation d’échantillon complexe. La cytométrie en flux est activement utilisée pour étudier quantitativement la dynamique d’interaction entre les peptides fluorescents, les récepteurs et les protéines G dans les neutrophiles intacts et perméables aux détergents⁷. Cette approche est également applicable pour explorer les interactions protéine-ADN et la cinétique de l’activité des endonucléases en temps réel⁸. Au fil du temps, cette méthode a été utilisée pour étudier quantitativement les interactions protéine-protéine à haute affinité avec les vésicules lipidiques purifiées⁹, ou, plus généralement, avec les protéines membranaires exprimées dans un système d’expression cellulaire Sf9 très efficace¹⁰. Des méthodes quantitatives ont également été décrites pour caractériser les interactions protéine-liposome en utilisant la cytométrie en flux pour les protéines transmembranaires¹¹.

Cette technique utilise des perles d’étalonnage auto-fabriquées pour éviter d’utiliser des perles disponibles dans le commerce⁷. Les billes d’étalonnage utilisées précédemment⁷ étaient destinées à fonctionner avec la fluorescéine, ce qui limitait considérablement l’assortiment de ligands fluorescents accessibles sur les protéines. En outre, cet article offre une nouvelle façon d’acquérir et d’analyser des données cinétiques pour une résolution temporelle raisonnable. Bien que cette méthode soit décrite pour les vésicules phospholipides artificielles, il n’y a pas de limites évidentes à son adaptabilité aux cellules, aux vésicules naturelles ou aux vésicules phospholipides artificielles avec une composition lipidique différente. La méthode décrite ici permet d’estimer les paramètres d’interaction (k_on, k_off) et_{d’équilibre} (K d) et facilite la caractérisation quantitative du nombre de sites de liaison aux protéines sur la membrane. Notez que cette technique fournit une estimation approximative du nombre de sites de liaison. Les avantages de la méthode sont sa simplicité relative, son accessibilité et son adaptabilité aux cellules natives et aux microvésicules naturelles et artificielles.

Protocole

1. Marquage des protéines fluorescentes

1. Préparation du matériel
   1. Préparez 1 M de tampon de bicarbonate de sodium, pH 9,0, conservez-le à 4 °C et utilisez-le dans un délai d’une semaine.
   2. Préparer un tampon de chlorhydrate d’hydroxylamine de 1,5 M, pH 8,5, immédiatement avant utilisation.
   3. Préparer une solution de colorant fluorescent à 10 mg/mL (voir la Table des matériaux) dans du sulfure de diméthyle.
      REMARQUE: Cette solution peut être conservée pendant un mois à -20 ° C dans l’obscurité.
   4. Préparer des solutions d’anticorps purifiés ou d’autres protéines à 1-10 mg / mL.
      REMARQUE: Évitez les tampons contenant des ions ammonium ou des amines primaires. Remplacer les tampons contenant du Tris ou du glycérol par une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) par dialyse. Ni l’azoture de sodium (≤3 mM) ni le thimérosal (≤1 mM) n’affecteront de manière significative la réaction de conjugaison.
   5. Incuber le milieu de filtration du gel (voir le tableau des matériaux) pour la purification des protéines dans le PBS pendant la nuit à température ambiante ou pendant 2 h à 60 °C. Appliquer le milieu de filtration du gel sur des colonnes de spin avec des membranes de 0,2 μm.
2. Calculer la quantité de colorant réactif à utiliser pour chaque réaction en fonction de la concentration de protéine à marquer à l’aide de Eq (1).
   
   Où le_colorant V est le volume de la solution mère de colorant; C_pr, V_pr et MW_pr sont la concentration, le volume et le poids molaire de la protéine; Le_colorant MW est le poids molaire du colorant; 100 est un facteur de conversion unitaire; MR est le rapport molaire du colorant à la protéine dans le mélange réactionnel.
   REMARQUE: Les MR suivants sont recommandés pour les réactions de marquage IgG: MR = 40 si l’anticorps est à 1-3 mg / mL ou MR = 30 si l’anticorps est à 4-10 mg / mL. Pour les facteurs de coagulation, MR = 5 est généralement utilisé.
3. Réaction de conjugaison
   1. Dans un tube réactionnel, mélanger la solution protéique avec un volume 10x inférieur de solution de bicarbonate 1 M.
   2. Ajouter la quantité requise de colorant fluorescent (voir étape 1.2) en remuant continuellement.
   3. Incuber le mélange réactionnel à température ambiante pendant environ 1 h, à l’abri de la lumière et sous agitation continue.
   4. Pour chaque 200 μL de solution protéique, ajouter 5 μL de 1,5 M de chlorhydrate d’hydroxylamine.
   5. Incuber le mélange réactionnel à température ambiante pendant environ 30 min, à l’abri de la lumière et sous agitation continue.
4. Préparez la colonne de rotation.
   1. Ajouter 500 μL de milieu filtrant en gel pour la purification des protéines à une colonne. Centrifuger la colonne pendant 3 min à 1 000 × g.
   2. Jetez le tampon du tube de collecte. Si la colonne n’est pas pleine, ajoutez plus de milieu de filtration en gel et centrifugez la colonne pendant 3 min à 1 000 × g. Répétez cette étape jusqu’à ce que la colonne soit pleine.
5. Purification
   1. Centrifuger le mélange réactionnel (à partir de l’étape 1.3.5) pendant 5 min à 17 000 × g et retirer le précipité.
   2. Transférer le surnageant dans la colonne de spin avec un milieu de filtration en gel. Laissez la solution absorber dans le lit de gel.
   3. Utilisez un tube de collecte vide pour la colonne de spin et centrifugez-le pendant 5 min à 1 000 × g. Après centrifugation, prélever la protéine marquée dans le tube de collecte.
6. Détermination du degré d’étiquetage
   1. Corriger la contribution du colorant à l’absorbance à A₂₈₀ en mesurant l’absorbance du colorant libre à 280 nm (A₂₈₀) et le λ_max pour le colorant (A_max) (voir Eq (2)).
      (2)
   2. Mesurer l’absorbance du conjugué protéine-colorant à 280 nm (A₂₈₀) et le λ_max pour le colorant (A_max) et calculer la concétration protéique en utilisant Eq (3).
      (3)
      Où ε_M est le coefficient d’extinction molaire de la protéine à 280 nm; d est la longueur du chemin optique pendant la mesure de l’absorbance; La mucoviscidose est la contribution du colorant à l’absorbance à A₂₈₀ (étape 1.6.1).
   3. Calculez le degré d’étiquetage (DOL) à l’aide de Eq (4).
      (4)
      Où ε _{colorant M} est le coefficient d’extinction molaire du colorant à λ_max nm; d est la longueur du chemin optique pendant la mesure de l’absorbance; La_protéine C est la concentration de la protéine (étape 1.6.2).

2. Préparation des vésicules de phospholipides

1. Préparation et stockage du mélange lipidique
   1. Combiner les lipides dans le rapport approprié (phosphatidylsérine/phosphatidylcholine à un rapport de 20 mol% à 80 mol%).
   2. Sécher le mélange lipidique après lyophilisation ou évaporation et le stocker sous atmosphère inerte dans des ampoules de verre.
2. Production de films lipidiques
   1. Ouvrez l’ampoule et remettez en suspension le mélange lipidique en une petite quantité (~100 μL) de chloroforme.
      REMARQUE: N’utilisez pas trop de chloroforme car il ne s’évapore pas complètement.
   2. Ajouter DiIC16(3) dans l’éthanol à 0,2 mol%. Transférer le mélange lipidique dans une fiole à fond rond. Étalez finement le mélange sur les côtés de la fiole en la faisant pivoter. Sécher le mélange lipidique pendant 30 min sous un jet d’argon.
3. Hydratation du mélange lipidique
   1. Ajouter un tampon aqueux convenablement chaud (~55 °C) (HEPES 20 mM, NaCl 140 mM, pH 7,4) dans un volume correspondant à la concentration lipidique attendue dans la fiole avec le film lipidique. Incuber le mélange avec un vortex à 55 °C pendant 30 min pour une hydratation complète.
   2. Placer le tube d’échantillonnage dans un congélateur ou un thermostat chaud pour que la suspension lipidique subisse 3 à 5 cycles de gel-dégel.
4. Formation de vésicules lipidiques par extrusion
   1. Préparez l’extrudeuse conformément aux instructions du fabricant. Réchauffez tous les composants de l’extrudeuse à la température de transition de phase du mélange lipidique.
   2. Remplissez l’une des seringues de l’extrudeuse avec le mélange lipidique hydraté. Attendez 5-10 min pour que la température de la suspension lipidique s’équilibre avec la température de l’extrudeuse.
   3. Extruder le mélange lipidique à travers la membrane au moins 10 fois. Pour l’extrusion finale, placez la suspension lipidique dans la seringue alternative et recherchez un changement d’apparence d’une solution légèrement nébuleuse à une solution claire.
   4. Conserver le mélange résultant de vésicules lipidiques à 4 °C, de préférence dans une atmosphère inerte d’argon ou d’azote, pendant 3-4 jours. Ne pas congeler.

3. Isolement des plaquettes du sang total

1. Prélever le sang total de donneurs sains dans des tubes contenant 3,2% de citrate de sodium.
2. Ajouter la prostaglandine E1 (PGE1) (1 μM) et l’apyrase (0,1 U/mL) dans le sang, puis la centrifugation à température ambiante à 100 × g pendant 8 min.
3. Après centrifugation, prendre le plasma riche en plaquettes et ajouter la solution de citrate de sodium (106 mM, pH 5,5) à un rapport plasma/citrate de 3:1. Centrifuger le plasma à température ambiante à 400 × g pendant 5 min.
4. Retirer le surnageant et remettre la pastille dans 300 μL de tampon de Tyrode sans BSA (20 mM HEPES, 150 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1 mM MgCl₂, 0,4 mM NaH₂PO₄, 2,5 mM CaCl₂, 5 mM de glucose, pH 7,4). Purifier les plaquettes des protéines plasmatiques par chromatographie sur gel sur le milieu de filtration du gel pour la purification des plaquettes (voir la Table des matériaux).

4. Détection de l’interaction protéine-lipide par cytométrie en flux

1. Expériences de liaison cinétique
   1. Diluer les vésicules phospholipides (à partir de l’étape 2.4.4) dans le tampon de Tyrode (20 mM HEPES, 150 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1 mM MgCl₂, 0,4 mM NaH₂PO₄, 2,5 mM CaCl₂, 5 mM de glucose, 0,5 % BSA, pH 7,4) à une concentration de 1 μM et un volume total de 250 μL.
   2. Mélanger le facteur de coagulation X marqué par fluorescence (fX-fd) de l’étape 1 à une concentration de 500 nM avec les vésicules phospholipides de l’étape 4.1.1 dans un rapport de 1:1 (concentration finale de vésicules 0,5 μM, concentration fX-fd est de 250 nM de fX) à un volume total de 500 μL.
   3. Injecter immédiatement les 500 μL de la suspension mixte (~20 min pour l’analyse avec un faible débit) dans le cytomètre en flux. Utilisez un faible débit et assurez-vous que le seuil pour le canal FL2 (exсitation 488 nm, filtre d’émission 585/42 nm) est la valeur 200. Mesurer la fluorescence moyenne dans le canal FL4 (exсitation 633 nm, filtre d’émission 660/20) pour le colorant de fluorescence de la table des matériaux.
      REMARQUE: Choisissez un cytomètre sans échantillonneur automatique. Cela accélérera le processus d’injection de l’échantillon dans la cellule de mesure.
   4. Lorsque la saturation de la liaison est atteinte (pas d’augmentation significative de la fluorescence dans les 5 minutes), diluer rapidement l’échantillon 20 fois avec le tampon de Tyrode, et surveiller la dissociation jusqu’à ce que la fluorescence de base soit atteinte (dissociation complète) ou jusqu’à ce qu’un plateau soit atteint (pas de diminution significative de la fluorescence dans les 5 minutes).
      REMARQUE: Comme contrôle, ajoutez 10 μM EDTA et surveillez la dissociation complète pendant 5 min.
2. Expériences de liaison à l’équilibre
   REMARQUE: Utilisez la courbe cinétique de liaison pour déterminer le temps nécessaire pour atteindre la saturation; le temps de saturation pour fX-fd et les vésicules artificielles est de 20 min.
   1. Incuber des vésicules phospholipides artificielles (5 μM) pour le dosage de liaison avec différentes concentrations de fX-fd (de 0 à 1 000 nM) dans le tampon de Tyrode pendant 20 min.
   2. Diluer chaque échantillon de l’étape 4.2.1 par 20x jusqu’à un volume final de 200 μL avec le tampon de Tyrode. Analyser immédiatement l’échantillon dilué par cytométrie en flux dans les 30 s. Utilisez les paramètres de l’étape 4.1.3.
      REMARQUE: Comme contrôle de la liaison non spécifique, utilisez des échantillons similaires avec de l’EDTA (10 μM) et incubés pendant 5 min.

5. Analyse des données de cytométrie en flux

1. Exportez des expériences au format FSC du logiciel d’acquisition de données cytométriques vers le logiciel cytométrique pour l’analyse des données (voir la table des matériaux). Choisissez | fichier | d’exportation FCS fichiers. Ouvrez les fichiers FSC dans le logiciel cytométrique pour l’analyse des données en sélectionnant les fichiers sur l’ordinateur et en les faisant glisser vers l’espace de travail du programme.
2. Pour le contrôle des microvésicules, identifier la région des microvésicules par la fluorescence du colorant lipophile DiIC₁₆(3). Utilisez les commandes de menu ou le bouton de traçage dans la feuille de calcul pour créer un diagramme à points SSC à partir de FL2 (colorant DilC₁₆(3)) dans les coordonnées du journal. Choisissez le bouton Porte rectangulaire pour dessiner une région de contrôle afin que les événements d’un échantillon sans vésicules ne soient pas inclus dans cette région (Figure 1B,C).
3. Analysez les expériences cinétiques.
   1. Créer un diagramme de points en utilisant les coordonnées de fluorescence (FL4) au fil du temps pour la région des vésicules (double-cliquez dans la région des vésicules à l’étape 5.2)
   2. Exportez les données sur le changement de fluorescence au fil du temps au format csv. Choisissez un exemple | Cliquez avec le bouton droit sur | | d’exportation Choisissez FL4 et Heure dans paramètres | Sélectionnez le répertoire pour enregistrer | Sélectionnez le format CSV | Exporter.
   3. Ouvrez le fichier CSV dans n’importe quel logiciel statistique (voir la table des matériaux). Calculez une moyenne mobile simple de fluorescence et de temps pour chaque 1 000 événements.
   4. Approximer un graphique de la dépendance de la fluorescence de la moyenne mobile simple sur le temps sous l’hypothèse de la dépendance exponentielle (Analysis > Fitting >Nonlinear Curve Fit) et l’utiliser pour calculer la constante d’association cinétique en utilisant Eq (5).
      (5)
      Où [X^B] est la concentration du facteur lié à chaque moment du temps (unités définies par l’utilisateur) selon la moyenne mobile simple de l’étape 5.3.3; [X] est la concentration en facteur ajouté; [X]_max est la concentration maximale du facteur lié; k est la constante d’association; t est le moment.
   5. Répétez le même ensemble d’actions (5.3.1-5.3.4) pour calculer la constante de dissociation cinétique à l’aide de Eq (6).
      (6)
      Où [X^B] est la concentration du facteur lié à chaque moment du temps; [X]₀ est la concentration du facteur lié au moment initial; k est la constante de dissociation ; t est le moment.
4. Essai de liaison à l’équilibre
   1. Déterminer la fluorescence moyenne de fX-fd dans la région des vésicules pour chaque concentration sélectionnée de fX-fd.
   2. Approximation de la dépendance de la fluorescence du facteur lié par rapport à la concentration du facteur ajouté dans l’hypothèse d’une liaison simple à site unique. Calculez les paramètres de liaison moyens à l’aide de Eq (7) à partir de trois répétitions indépendantes au minimum.
      (7)
      Où [X^B] est la concentration du facteur lié; [X] est la concentration en facteur ajouté; n^x est le nombre apparent de sites de liaison par vésicule; K_d est la constante de dissociation apparente.

6. Conversion de l’intensité de fluorescence en nombre moyen de sites de liaison

1. Préparez des perles calibrées.
   1. Incuber des plaquettes filtrées au gel (voir étape 3.3) avec de l’A23187 (10 μM) en présence de CaCl₂ (2,5 mM) pendant 10 min à température ambiante.
   2. Ajoutez aux plaquettes activées les différentes concentrations de fX-fd (0 à 1 000 nM). Ajouter 2% v/v de formaldéhyde et incuber pendant 1 h. Arrêtez la réaction en incubant les plaquettes avec 3 M de glycine et 5% de BSA pendant 30 min à température ambiante.
   3. Purifier le mélange du colorant non réagi. Centrifuger les plaquettes pendant 5 min à 400 × g, retirer le surnageant et remettre la pastille dans le tampon de Tyrode (contenant 0,5% de BSA).
      REMARQUE: Répétez l’étape 6.1.3 trois fois.
2. Mesurez le niveau de fluorescence des billes d’étalonnage dans chaque échantillon d’abord à l’aide d’un spectrofluoromètre (pour le colorant fluorescent de la Table des matériaux, excitation 633 nm, émission 670 nm), puis à l’aide du cytomètre en flux (dans le canal FL4: excitation 633 nm, filtre d’émission 660/20). À l’aide d’un compteur de cellules, déterminez le nombre de perles dans chaque échantillon.
3. Convertissez l’intensité de fluorescence de chaque échantillon de billes respectif en concentration de colorant fluorescent soluble à l’aide d’un spectrofluoromètre. Recalculer la concentration de colorant fluorescent pour le nombre de molécules de fluorophore à l’aide d’Eq (8).
   (8)
   Où N_x est le nombre de molécules de fluorophore; C est la concentration de colorant fluorescent; N_A est la constante d’Avogadro; N_A = 6,02214076×10²³ mol ^-1.
4. Créer un graphique de dépendance de la fluorescence moyenne des billes dans un cytomètre en flux (étape 6.2) sur le nombre de molécules de fluorophore (voir étape 6.3) pour chaque échantillon en utilisant n’importe quel logiciel statistique (voir le Tableau des matériaux). Approximation de cette dépendance par proportionnalité linéaire (Analyse | | de montage Ajustement linéaire). À partir de l’approximation en Eq (9), calculer le facteur de conversion de la fluorescence moyenne en sites de liaison.
   (9)
   Où MF est la fluorescence moyenne des billes par cytométrie en flux; Nx est le nombre de molécules de fluorophore par perle; La mucoviscidose représente le facteur de conversion de la fluorescence moyenne en sites de liaison. CF et b sont obtenus à partir des résultats de l’ajustement du graphique par proportionnalité linéaire.
5. Calculer le nombre apparent de sites de liaison par vésicule d’intérêt en utilisant Eq (10).
   (10)
   Où nx est le nombre apparent de sites de liaison par vésicule d’intérêt; MF est la fluorescence moyenne des vésicules d’intérêt par cytométrie en flux; CF et b sont des facteurs de conversion de l’Eq (8).

Résultats

La méthode de cytométrie en flux décrite ici est utilisée pour caractériser la liaison des protéines de coagulation plasmatique aux plaquettes activées. En outre, les vésicules phospholipides PS:PC 20:80 ont été appliquées comme système modèle. Cet article se concentre principalement sur les vésicules phospholipides artificielles à titre d’exemple. Les paramètres du cytomètre, en particulier la tension du tube photomultiplicateur (PMT) et la compensation doivent être sélectionnés pour chaque dispositif spécifique, l’obje...

Discussion

La méthode proposée peut être adaptée pour une caractérisation approximative de l’interaction des protéines avec les membranes phospholipides provenant de diverses sources et compositions. La cytométrie quantitative en flux décrite ici concède à la résonance plasmonique de surface (SPR) dans plusieurs paramètres. En particulier, il a une sensibilité et une résolution temporelle plus faibles et nécessite un marquage fluorescent des protéines. Le marquage fluorescent peut entraîner un changement de conformation et une pert...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
A23187	Sigma Aldrich	C7522-10MG
Alexa Fluor 647 NHS Ester (ester succinimidylique)	Thermo Fisher Scientific	A37573	colorant fluorescent
Apyrase de pommes de terre	Sigma Aldrich	A2230
BD FACSCantoII	BD Bioscience
albumine sérique bovine	VWR Life Science AMRESCO	Am-O332-0.1
Chlorure de calcium, anhydre, poudre, &ge ; 97 %	Sigma Aldrich	C4901-100G
Spectromètre de fluorescence Cary Eclipse	Agilent
D-(+)-Glucose	Sigma Aldrich	G7528-1KG
DiIC16(3) (1,1'-Dihexadecyl-3,3,3',3'-Tetramethylindocarbocyanine Perchlorate)	Thermo Fisher Scientific	D384
DMSO	Sigma Aldrich	D8418
EDTA sel disodique	VWR Life Science AMRESCO	Am-O105B-0.1
FACSDiva	BD Bioscience		logiciel d’acquisition de données de cytométrie
FlowJo	Tree Star		logiciel d’analyse de données
HEPES	Sigma Aldrich	H4034-500G
Factor X	Recherche enzymatique	HFX 1010
Chlorhydrate d’hydroxylamine	Panreac	141914.1209
L-&alpha ;-phosphatidylcholine (cerveau, porcin)	Avanti Polar Lipids	840053P
L-&alpha ;-phosphatidylsérine (cerveau, porcin) (sel de sodium)	Avanti Polar Lipids	840032P
Chlorure de magnésium	Sigma Aldrich	M8266-100G
Mini-extrudeuse	Avanti Polar Lipids	610020-1EA
OriginPro 8 SR4 v8.0951	OriginLab Corporation		Logiciel statistique
Comprimés de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), biotechnologie Grade	VWR Life Science AMRESCO	97062-732
Chlorure de potassium	Sigma Aldrich	P9541-500G
Prostaglandine E1	Cayman Chemical	13010
Sephadex G25	GE Healthcare	GE17-0033-01	milieu de filtration sur gel pour la purification des protéines
Sepharose CL-2B	Sigma Aldrich	CL2B300-500ML	milieu de filtration sur gel pour la purification des plaquettes
Bicarbonate de sodium	Corning	61-065-RO
Chlorure de sodium	Sigma Aldrich	S3014-500G
Phosphate de sodium monobasique	Sigma Aldrich	S3139-250G
Cônes de centrifugation avec membrane 0.2 µ ; m	Sartorius	VS0171
Citrate trisodique dihydraté	Sigma Aldrich	S1804-1KG