Imagerie tissulaire hautement multiplexée avec des colorants Raman

Résumé

L’imagerie électronique par diffusion Raman stimulée par pré-résonance (epr-SRS) de colorants Raman de type arc-en-ciel est une nouvelle plate-forme pour l’imagerie de protéines à base d’épitopes hautement multiplexées. Ici, nous présentons un guide pratique comprenant la préparation des anticorps, la coloration des échantillons de tissus, l’assemblage du microscope SRS et l’imagerie tissulaire epr-SRS.

Résumé

La visualisation d’un vaste éventail de biomarqueurs spécifiques dans les tissus joue un rôle essentiel dans l’exploration des organisations complexes de systèmes biologiques complexes. Par conséquent, les technologies d’imagerie hautement multiplexées ont été de plus en plus appréciées. Nous décrivons ici une plate-forme émergente d’imagerie vibratoire hautement multiplexée de protéines spécifiques avec une sensibilité comparable à l’immunofluorescence standard via l’imagerie électronique par diffusion Raman stimulée par pré-résonance (epr-SRS) de colorants Raman de type arc-en-ciel. Cette méthode contourne la limite des canaux résolvables spectralement dans l’immunofluorescence conventionnelle et fournit une approche optique unique pour interroger plusieurs marqueurs dans les tissus avec une résolution subcellulaire. Il est généralement compatible avec les préparations tissulaires standard, y compris les tissus fixés au paraformaldéhyde, les tissus congelés et les tissus humains incorporés dans de la paraffine fixée au formol (FFPE). Nous envisageons que cette plate-forme fournira une image plus complète des interactions protéiques des spécimens biologiques, en particulier pour les tissus épais intacts. Ce protocole fournit le flux de travail de la préparation des anticorps à la coloration des échantillons de tissus, à l’assemblage du microscope SRS, à l’imagerie tissulaire epr-SRS.

Introduction

Les systèmes tissulaires complexes sont composés de sous-populations cellulaires distinctes dont les emplacements spatiaux et les réseaux d’interaction sont profondément liés à leurs fonctions et à leurs dysfonctionnements ^1,2. Pour révéler l’architecture tissulaire et interroger sa complexité, la connaissance des emplacements spatiaux des protéines à résolution unicellulaire est essentielle. Par conséquent, les technologies d’imagerie protéique hautement multiplexées ont été de plus en plus appréciées et pourraient devenir une pierre angulaire pour l’étude de la biologie tissulaire ^3,4,5. Les méthodes courantes actuelles d’imagerie des protéines multiplexées peuvent être classées en deux catégories principales. L’un est l’imagerie par immunofluorescence en série reposant sur plusieurs cycles de coloration tissulaire et d’imagerie, et l’autre est l’imagerie par cytométrie de masse couplée à^des anticorps marqués par des métaux lourds ^{6,7,8,9,10,11,12}.

Ici, une stratégie alternative pour l’imagerie des protéines multiplexées à base d’anticorps est introduite. Contrairement à la modalité d’imagerie par fluorescence répandue, qui ne peut visualiser que 4 à 5 canaux simultanément en raison des larges spectres d’excitation et d’émission (pleine largeur à la moitié maximale (FWHM) ~ 500 ^cm-1), la microscopie Raman présente une largeur de ligne spectrale beaucoup plus étroite (FWHM ~ 10 ^cm-1) et fournit donc une multiplexité évolutive. Récemment, en exploitant le spectre étroit, un nouveau schéma de microscopie Raman nommé microscopie électronique à diffusion Raman stimulée par pré-résonance (epr-SRS) a été développé, fournissant une stratégie puissante pour l’imagerie multiplexée¹³. En sondant les modes vibratoires couplés électroniquement des colorants Raman, epr-SRS obtient un effet d’amélioration drastique de^{10 13} fois sur les sections transversales Raman et surmonte le goulot d’étranglement de sensibilité de la microscopie Raman conventionnelle (Figure 1A)13,14,15. En conséquence, la limite de détection de l’epr-SRS a été repoussée à moins de μM, ce qui permet la détection Raman de marqueurs moléculaires intéressants tels que des protéines et des organites spécifiques à l’intérieur des cellules^13,16. En particulier, en utilisant des anticorps conjugués au colorant Raman, l’imagerie epr-SRS de protéines spécifiques dans les cellules et les tissus (appelée immuno-eprSRS) a été démontrée avec une sensibilité comparable à l’immunofluorescence standard (Figure 1B)^13,17. En réglant la longueur d’onde de la pompe de seulement 2 nm, le signal epr-SRS sera complètement désactivé (Figure 1B), ce qui présente un contraste vibratoire élevé.

Du côté de la sonde, un ensemble de sondes Raman de type arc-en-ciel appelées colorants de diffusion Raman Manhattan (MARS) a été développé pour la conjugaison des anticorps 13,18,19,20. Cette palette Raman unique se compose de nouveaux colorants portant des liaisons triples conjuguées π (matériau supplémentaire), chacun affichant un pic epr-SRS unique et étroit dans la gamme spectrale Raman bioorthogonale (Figure 1C). En modifiant la structure du chromophore central et en éditant isotopiquement les deux atomes de la triple liaison (matériau supplémentaire), des sondes Raman séparées spectralement ont été développées. Tirant parti de la multiplexité évolutive, la microscopie epr-SRS associée à la palette de colorants MARS offre une stratégie optique pour l’imagerie des protéines multiplex en un seul coup dans les cellules et les tissus.

Immuno-eprSRS fournit une stratégie alternative aux méthodes actuelles d’imagerie des protéines multiplexes avec des forces uniques. Par rapport aux approches de fluorescence avec coloration cyclique, imagerie et élimination du signal, cette plate-forme basée sur Raman assure une coloration et une imagerie à un tour. Par conséquent, il contourne la complexité pratique des procédures cycliques et simplifie largement le protocole, ouvrant ainsi de nouveaux territoires d’imagerie des protéines multiplexées. Par exemple, en exploitant un protocole de nettoyage des tissus adapté aux colorants Raman, l’immuno-eprSRS a été étendue à trois dimensions pour la cartographie des protéines hautement multiplexées dans les tissus intacts épais¹⁷. Plus de 10 cibles protéiques ont été visualisées le long de tissus cérébraux de souris d’une épaisseur millimétrique¹⁷. Plus récemment, le couplage de l’immuno-eprSRS avec un protocole optimisé de microscopie à expansion de rétention de biomolécules (ExM)²¹, l’imagerie nanométrique à un coup de plusieurs cibles a également été démontré²². Comparé à la spectroscopie de masse d’imagerie ^4,9, epr-SRS est non destructif et a une capacité de sectionnement intrinsèquement optique. De plus, epr-SRS est plus rapide sur le balayage des tissus. En règle générale, une région tissulaire de 0,25 mm² avec une taille de pixel de 0,5 μm ne prend que quelques minutes à imager pour un seul canal epr-SRS. Par exemple, le temps total d’imagerie de quatre canaux SRS plus quatre canaux de fluorescence dans la figure 4 est d’environ 10 min.

Protocole

Le protocole a été mené conformément au protocole expérimental animal (AC-AABD1552) approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université Columbia.

1. Préparation d’anticorps conjugués Raman-dye

1. Préparer le tampon de conjugaison comme ~0,1 M NaHCO₃ dans un tampon PBS, pH = 8,3, conserver à 4 °C.
2. Préparer la solution de sonde MARS fonctionnant sous forme d’ester (matériau supplémentaire) de N-hydroxysuccinimidy (NHS) sous forme de 3 mM dans du DMSO anhydre. La synthèse des sondes MARS peut être renvoyée aux rapports antérieurs 13,17,18.
   REMARQUE: À des fins de stockage, la solution d’ester NHS doit être protégée de la lumière et maintenue à -20 ° C.
3. Dissoudre les solides d’anticorps dans le tampon de conjugaison à une concentration de 2 mg/mL. Pour les anticorps qui sont dissous dans d’autres tampons, échangez-les dans le tampon de conjugaison à une concentration de 1-2 mg / mL avec des filtres centrifuges.
   REMARQUE: Les anticorps secondaires hautement adsorbés par croisement sont préférés pour la coloration multiplex afin de minimiser la réactivité inter-espèces. Les anticorps secondaires utilisés sont énumérés dans le tableau 1 et le tableau des matériaux.
4. Effectuer la réaction de conjugaison.
   1. Pour les anticorps secondaires, ajouter 15 fois l’excès molaire de solution de colorant à la solution d’anticorps dans un flacon en verre lentement en remuant. Par exemple, dans une solution d’anticorps de 0,5 mL 2 mg/mL, ajouter 35 μL 3 mM de solution de colorant.
   2. Incuber le mélange réactionnel à température ambiante (RT) sous agitation pendant 1 h. Protégez la réaction de la lumière.
5. Purification.
   1. Préparer la boue de résine de filtration en gel (Table des matériaux) dans un tampon PBS, en suivant les étapes 1.5.2-1.5.4.
   2. Ajouter 10 mL de poudre de résine de filtration de gel dans 40 mL de tampon PBS à l’intérieur d’un tube de 50 mL.
   3. Conserver la solution au bain-marie à 90 °C pendant 1 h.
   4. Décantez le surnageant et rajoutez le PBS à 40 mL. Conserver la bouillie à 4 °C.
   5. Emballez la colonne d’exclusion de taille (diamètre de 1 cm, colonnes à écoulement par gravité) avec la solution de boue à la hauteur de 10-15 cm.
   6. Rincez et lavez la colonne avec environ 10 mL de tampon PBS pour emballer davantage la résine.
   7. Pipeter le mélange réactionnel de conjugaison (~0,5 mL) à la colonne. Ajouter immédiatement 1 mL de tampon PBS comme tampon d’élution lorsque tout le mélange réactionnel est chargé. Rechargez constamment le tampon d’élution (PBS) dans la colonne.
   8. Recueillir l’éluat de la solution conjuguée en regardant la couleur sur la colonne (les colorants MARS ont des couleurs vert clair à bleu) ou en mesurant l’absorbance à 280 nm (A280).
6. Concentrer la solution collectée à 1-2 mg/mL avec un filtre centrifuge.
7. Déterminer la concentration et le degré moyen de marquage (DOL, rapport colorant-protéine) en mesurant le spectre ultraviolet-visible (UV-Vis) de la solution conjuguée à l’aide d’un lecteur de nanoplaques.
   REMARQUE: Le matériau supplémentaire fournit les propriétés des esters NHS de colorant MARS pour le calcul. Le DOL normal pour l’anticorps secondaire est d’environ 3.

2. Préparation d’échantillons de tissus

1. Paraformaldéhyde fixe les tissus cérébraux de souris.
   1. Anesthésier les souris (C57BL/6J, Femelle, 25 d postnatale) avec de l’isoflurane. Évaluez la bonne anesthésie avec un test de pincement des orteils.
   2. Tuez les souris par déplacement cervical. Perfuser immédiatement les souris avec 4% de paraformaldéhyde (PFA) dans pbS de manière transcardique.
   3. Recueillir le cerveau de la souris, en suivant les étapes 2.1.4-2.1.5
   4. Couper vers le haut à partir du tronc cérébral le long de la suture sagittale. Pelez les deux moitiés du crâne sur le côté et retirez le cerveau avec une pince.
   5. Fixer le cerveau collecté dans 4% de PFA dans pbS à 4 °C pendant 24 h. Ensuite, lavez le cerveau dans un tampon PBS à 4 °C pendant 24 h pour éliminer l’excès de PFA.
   6. Placer l’agarose solide dans l’eau jusqu’à une concentration finale de 7% (p / v) dans un bécher, avec un couvercle lâche. Remuer la solution avec une tige d’agitation en verre. Chauffer la boue au micro-ondes jusqu’à ce que la solution soit claire.
   7. Laisser refroidir l’agarose à 45-55 °C.
   8. Versez l’agarose liquide dans une petite chambre, puis transférez le cerveau du PBS à l’agarose liquide et orientez-le avec une spatule pour intégrer le cerveau. Attendez que le bloc tissu-agarose durcisse.
   9. Découper l’agrose tissulaire en tranches coronales de 40 μm d’épaisseur à l’aide d’un vibratome.
   10. Transférer le tissu dans une plaque à 4 puits pour la coloration suivante. Retirez l’agarose avec une pince à épiler. Lavez le mouchoir avec 1 mL de PBS, trois fois.
2. Tissus pancréatiques de souris congelés fixes.
   1. Fixer le pancréata de la souris dans 4% de PFA dans pbS à 4 ° C avec un basculement pendant 16-20 h.
   2. Lavez l’échantillon dans 1 mL de PBS (4 °C) trois fois pour éliminer le PFA.
   3. Incorporer l’échantillon (~0,3-0,5 cm) dans des blocs composés à température de coupe optimale (OCT). Mettez 2 gouttes d’OCT dans un cryomoulage en plastique. Placez le tissu dans la bonne orientation et versez l’OCT sur les tissus jusqu’à ce qu’aucun tissu ne reste exposé.
   4. Coupez le pancréas en tranches de 8 μm d’épaisseur et immobilisez-les sur une lame de verre de liaison tissulaire, stockez-les à -80 °C.
   5. Avant de tacher, équilibrez l’échantillon en RT. Lavez le tissu avec du PBS pour enlever les blocs OCT.
3. Échantillons FFPE.
   1. Cuire la lame de tissu FFPE à 60 °C pendant 10 min.
   2. Déparaffinisation et réhydratation: Placer les échantillons séquentiellement dans les solutions suivantes dans un tube de 50 mL à RT pendant 3 minutes à chaque fois avec une légère agitation:
      xylène deux fois,
      éthanol deux fois,
      95% (vol/vol) d’éthanol dans de l’eau désionisée deux fois,
      70% (vol/vol) d’éthanol dans de l’eau désionisée deux fois,
      50% (vol/vol) d’éthanol dans de l’eau désionisée une fois,
      eau désionisée une fois.
   3. Transférer l’échantillon dans du citrate de sodium de 20 mM (pH 8,0) à 100 °C dans un bocal en verre. Assurez-vous que les tissus sont immergés dans la solution.
   4. Mettez le pot au bain-marie à 60 °C pendant 45 min.
   5. Laver l’échantillon avec de l’eau désionisée à TA pendant 5 min.

3. Coloration immuno-eprSRS tissulaire

1. Utilisez un stylo hydrophobe pour tracer une limite autour des sections de tissu sur la diapositive.
   REMARQUE: Un pot de coloration à glissière est utilisé pour suivre les étapes d’incubation du tissu sur la lame. Les tissus flottants (sections cérébrales de souris de 40 μm d’épaisseur) sont colorés dans des plaques de puits.
2. Incuber les tissus avec 0,3-0,5% de PBST (Triton X-100 dans PBS) pendant 10 min.
3. Incuber les tissus avec un tampon bloquant (5% de sérum d’âne, 0,5% de Triton X-100 dans du PBS) pendant 30 min.
4. Préparer la solution de coloration primaire: ajouter tous les anticorps primaires à 200-500 μL de tampon de coloration (2% de sérum d’âne, 0,5% de Triton X-100 dans PBS) aux concentrations souhaitées. Centrifuger la solution de coloration primaire à 13 000 x g pendant 5 min. N’utilisez le surnageant que si les précipités se forment.
5. Incuber le tissu dans la solution d’anticorps primaire à 4 °C pendant 1-2 jours.
   REMARQUE: Pour les sections de tissu de coloration sur la diapositive, mettez l’échantillon dans une boîte de coloration avec une lingette humide pour maintenir l’humidité.
6. Lavez les lames trois fois avec 0,3-0,5% PBST à RT pendant 5 minutes chacune. Utilisez 1 mL de PBST pour les tissus flottants. Pour les mouchoirs sur la lame, lavez les lames dans un pot de coloration à glissière et assurez-vous que les tissus sont tous immergés dans la solution.
7. Incuber le tissu dans 200-500 μL de tampon bloquant pendant 30 min.
8. Préparer la solution de coloration secondaire : ajouter tous les anticorps secondaires (et les lectines si nécessaire) à 200-500 μL de tampon de coloration avec les concentrations souhaitées (normalement 10 μg/mL). Centrifuger la solution de coloration secondaire à 13 000 x g pendant 5 min. N’utilisez le surnageant que si les précipités se forment.
9. Incuber les tissus dans 200-500 μL de solution d’anticorps secondaire à 4 °C pendant 1-2 jours.
10. Lavez les lames deux fois avec 0,3-0,5% PBST à RT pendant 5 min chacune.
11. Incuber avec 200-500 μL de solution de DAPI pendant 30 min.
12. Lavez les diapositives trois fois avec PBS à RT pendant 5 minutes chacune.
13. Pour les coupes de tissus flottants, transférez-les sur des lames de verre avec une pipette à goutte de verre. Étalez le mouchoir avec une brosse à mouchoirs et nettoyez l’environnement avec des lingettes si nécessaire.
14. Montez le tissu dans une goutte de réactifs antifade avec un couvercle en verre et fixez-le avec du vernis à ongles.

4. Assemblage de microscope SRS

REMARQUE: Un système de fluorescence confocale commercial est utilisé dans l’imagerie par fluorescence SRS en tandem. D’autres descriptions peuvent être trouvées dans un rapport antérieur¹⁷. Ce protocole se concentrera sur le côté imagerie SRS en utilisant l’excitation à bande étroite.

1. Préparez une table optique isolée des vibrations dans une pièce avec contrôle de la température.
2. Placez un système double laser synchronisé (pompe et Stokes) sur la table optique (Figure 2A) avec un refroidisseur connecté.
   REMARQUE: Le laser fondamental du système à double laser fournit un train d’impulsions de sortie à 1064 nm avec une largeur d’impulsion de 6 ps et un taux de répétition de 80 MHz. Le faisceau de Stokes provient du laser fondamental. L’intensité du faisceau de Stokes a été modulée sinusoïdalement par un modulateur d’amplitude électro-optique (EOM) intégré à 8 MHz avec une profondeur de modulation de plus de 90%. L’autre partie du laser fondamental est doublée de fréquence à 532 nm, qui est ensuite utilisée pour ensemencer de manière synchrone un oscillateur paramétrique optique picoseconde (OPO) afin de produire un train d’impulsions à mode verrouillé avec une largeur d’impulsion de 5 à 6 ps (le faisceau inactif de l’OPO est bloqué par un filtre interférométrique). La longueur d’onde de sortie de l’OPO est accordable de 720 à 950 nm, qui sert de faisceau de pompe.
3. Montez les miroirs (gamme de longueurs d’onde: 750-1100 nm), les séparateurs de faisceau dichroïque (DBS, filtre passe-long de 980 nm, rectangulaire) et la lentille (achromatique, revêtement AR pour 650-1050 nm) sur leurs montures respectives. Utilisez des supports de miroir très stables pour les miroirs et les séparateurs de faisceaux dichroïques.
4. Mesurez la hauteur de la sortie laser et la taille des faisceaux de la pompe et des faisceaux de Stokes. Ajustez la hauteur des miroirs et des lentilles pour vous assurer que la lumière atteindra le centre de tous les éléments optiques.
5. Placez le miroir M1 sur la table optique et faites-le ~45° à la sortie laser (Figure 2B). Utilisez les boutons du support cinématique pour effectuer des réglages de pointe et d’inclinaison. Assurez-vous que la lumière se déplace à la même hauteur le long de la table et en ligne droite par rapport à la table.
6. Placez et alignez les séparateurs de faisceaux dichroïques (filtres passe-long de 980 nm) et les miroirs pour diviser la pompe et les faisceaux de Stokes (Figure 2A-B).
7. Placez et alignez les paires de lentilles (L1, L2 et L3, L4) sur chacun des chemins de faisceau pour collimater les faisceaux et élargir les diamètres du faisceau pour correspondre à la pupille arrière de l’objectif (Figure 2A-B).
8. Utilisez les miroirs M7 et M8 pour aligner les faisceaux laser combinés dans le microscope (Figure 2C). Alignez d’abord un faisceau dans le microscope et utilisez les paires de miroirs sur l’autre faisceau pour assurer le chevauchement spatial des deux faisceaux.
9. Configurez la partie détection.
   1. Mettez un condenseur d’huile revêtu d’infrarouge (1,4-NA) pour recueillir la pompe avant et les faisceaux de Stokes après avoir traversé les échantillons (Figure 2C).
   2. Montez une photodiode Si de grande surface sur un boîtier blindé avec des connecteurs BNC (Figure 2E). Ajoutez une alimentation 64 V CC à la photodiode montée pour augmenter son seuil de saturation et sa bande passante de réponse.
   3. Réfléchissez la lumière vers l’avant avec un miroir de 2 pouces. Recentrez la lumière sur la photodiode après un filtre optique pour bloquer le faisceau de Stokes modulant (Figure 2D).
   4. Envoyez le courant de sortie de la photodiode à un amplificateur à verrouillage rapide terminé par 50 pour la démodulation du signal. Envoyez un déclencheur de 8 MHz à l’amplificateur de verrouillage comme signal de référence.
   5. Envoyez le composant X en phase de l’amplificateur de verrouillage dans le boîtier d’interface analogique du microscope.
10. Optimisez le chevauchement temporel avec l’étage de retard motorisé intégré en mesurant le signal SRS du liquide D₂O pur au microscope.

5. Acquisition et analyse d’images

1. Effectuez une imagerie epr-SRS multicanal avec réglage séquentiel de la longueur d’onde de la pompe.
   1. Réglez la puissance laser sur _{la pompe} P = 10-40 mW et P_Stokes = 40-80 mW sur le panneau de commande laser.
   2. Réglez le temps de séjour des pixels à 2-4 μs et utilisez plusieurs images avec une moyenne de 10-20 images sur le logiciel de microscopie.
      REMARQUE: Évitez l’utilisation combinatoire d’une puissance laser élevée (_pompe P> 40 mW, P_Stokes> 80 mW) et d’une petite taille de pixel (<0,2 μm), ce qui provoque probablement un « effet de blanchiment » des colorants Raman en raison de l’excitation multiphotonique.
   3. Réglez les constantes de temps de l’amplificateur de verrouillage sur la moitié du temps de séjour des pixels.
2. Démélange spectral linéaire.
   NOTE: epr-SRS suit une stricte dépendance linéaire signal-concentration sur toute la plage de concentration; ainsi, le démélange spectral linéaire est efficace pour éliminer toutes les diaphonies potentielles entre les canaux. Pour la mesure epr-SRS à canal N avec des sondes N MARS, les signaux mesurés (S) peuvent être exprimés en S = MC, où C est les concentrations de la sonde MARS, et M est une matrice N x N déterminée par des sections raman des sondes MARS.
   1. Mesurez la matrice M sur des échantillons immuno-eprSRS monochromes marqués avec différentes sondes MARS.
   2. Utilisez l’équation C = M−1· S pour déterminer la matrice de concentration de la sonde MARS avec mesure du signal d’échantillon multiplex S.

Résultats

La figure 3 montre des exemples d’images d’epr-SRS dans différents échantillons, y compris des cellules fixes (figure 3A), des tissus de souris fixés au paraformaldéhyde (PFA) (figure 3B) et des échantillons humains incorporés à de la paraffine fixée au formol (FFPE) (figure 3C). La résolution spatiale de la microscopie SRS est limitée par diffraction, la résolution latérale typique est d’environ 300 nm...

Discussion

Ici, nous présentons le protocole immuno-eprSRS qui est largement applicable aux types de tissus courants, y compris les tissus de souris fraîchement conservés, les tissus humains FFPE et les tissus de souris congelés. Immuno-eprSRS a été validé pour un panel d’épitopes dans les cellules et les tissus, comme indiqué dans le tableau 1. Cette plate-forme one-shot est particulièrement adaptée aux applications où les stratégies cycliques ne fonctionnent pas bien. Par exemple, la fluorescence cyclique est exi...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
16 % Paraformaldéhyde, grade EM	Microscopie électronique Sciences	15710
&alpha ;-tubuline	Abcam	ab18251	Anticorps primaires
&alpha ;-tubuline	BioLegend	625902	Anticorps primaires
&beta ;-III-tubuline	BioLegend	657402	Anticorps primaires
&beta ;-III-tubuline	Abcam	ab41489	Anticorps primaires
&bêta ;-tubuline	Abcam	ab131205	Anticorps primaires
Agarose, basse température gélifiante	Sigma Aldrich	A9414	Pour l’intégration cérébrale
Anticorps anti-a-tubuline produit chez le lapin (&alpha ;-tubuline)	Abcam	ab52866	Anticorps primaires
Anticorps anti-calbindine produit chez la souris (Calbindin)	Abcam	ab82812	Anticorps primaires
Anticorps anti-GABA B R2 (récepteur B du GABA R2)	Millipore Sigma	AB2255	Anticorps primaires
Anticorps anti-GFAP produits chez la chèvre (GFAP)	Thermo Scientific	PA5-18598	Anticorps primaires
anti-Glucagon produits chez la souris (Glucagon)	Biotechnologie	de Santa Cruzsc-514592	Anticorps primaires
Anticorps anti-insuline produits chez le cobaye (insuline)	DAKO	IR00261-2	Anticorps primaires
Anticorps anti-MBP produits chez le rat (MBP)	Abcam	ab7349	Anticorps primaires
Anticorps anti-NeuN produits chez le lapin (NeuN)	Thermo Scientific	PA5-78639	Anticorps primaires
Anticorps anti-polypeptide pancréatique (PP) produit chez la chèvre- Polypeptide pancréatique (PP)	Sigma Aldrich	SAB2500747	Anticorps primaires
Anticorps anti-Pdx1 produit chez le lapin (Pdx1)	Milipore	06-1379	Anticorps primaires
Anticorps anti-somatostatine produit chez le rat (Somatostatine)	Abcam	ab30788	Anticorps primaires
Anticorps anti-Vimentine produit chez le poulet ( Vimentin)	Abcam	ab24525	Anticorps primaires
Filtre passe-bande	KR Electronics	KR2724	8 MHz
BNC 50 Ohm	Terminator Mini Circuits	STRM-50
Câble BNC	Thorlabs	2249-C	Câble coaxial, BNC Mâle /
Mâle Miroir diélectrique à large bande	Thorlabs	BB1-E03	750 - 1100 nm
C57BL/6J souris	Jackson Laboratory	000664
Centrifugeuse
Condenseur	Olympus		immersion dans l’huile, 1.4 N.A.
Cytokératine 18	Abcam	ab7797	Anticorps primaires
Cytokératine 18	Abcam	ab24561	Anticorps primaires
Alimentation DC	TopWard	6302D	La tension de polarisation est de 64 V
Monture dichroïque	Thorlabs	KM100CL	Monture cinématique pour optique rectangulaire jusqu’à 1,3" (33 mm) de hauteur,
âne gaucher anti-poulet IgY (H+L)	Jackson ImmunoResearch	703-005-155	Anticorps secondaires pour la conjugaison MARS IgG
anti-chèvre d’âne (H+L)	Jackson ImmunoResearch	705-005-147	Anticorps secondaires pour la conjugaison de MARS
IgG anti-cobaye d’âne (H+L)	Jackson ImmunoResearch	706-005-148	Anticorps secondaires pour la conjugaison de MARS
IgG anti-souris d’âne (H+L)	Jackson ImmunoResearch	715-005-151	Anticorps secondaires pour la conjugaison MARS
IgG anti-Rabbit (H+L)	Jackson ImmunoResearch	711-005-152	Anticorps secondaires pour la conjugaison MARS
IgG anti-Rat d’âne (H+L)	Jackson ImmunoResearch	712-005-153	Anticorps secondaires pour la conjugaison MARS
IgG anti-mouton Donkey (H+L)	Jackson ImmunoResearch	713-005-147	Secondaire anticorps pour la conjugaison MARS
DPBS Fisher	Scientific	14-190-250
EpCAM		Abcam ab71916	Anticorps primaires
Ethanol	Sigma Aldrich	443611
Amplificateur de recherche à vitesse rapide	Zurich Instruments	HF2LI	DC - 50 MHz
FFPE Kidney Sample	USBiomax	HuFPT072
Fibrillarin	Abcam	ab5821	Anticorps primaires
Giantin	Abcam	ab24586	Anticorps primaires
Glucagon	Santa Cruz Biotechnology	sc-514592	Anticorps primaires
H2B	Abcam	ab1790	Anticorps primaires
HeLa	ATCC	ATCC CCL-2
Filtre passe-bande à haute OD	Chroma Technologie	ET890/220m	Filtrer le faisceau de Stokes et transmettre le faisceau de pompe
Stylo hydrophobe	Fisher	Scientific NC1384846
Insuline	ThermoFisher	701265	Anticorps primaires
Système laser SRS intégré	Physique appliquée & Électronique, Inc.	picoEMERALD	picoEMERALD fournit un train d’impulsions de sortie à 1 064 nm avec une largeur d’impulsion de 6 ps et un taux de répétition de 80 MHz, qui sert de faisceau de Stokes. Le faisceau à fréquence doublée à 532 nm est utilisé pour amorcer de manière synchrone un oscillateur paramétrique optique (OPO) picoseconde afin de produire un train d’impulsions à mode verrouillé avec une largeur d’impulsion de cinq ~ 6 ps (le faisceau de renvoi de l’OPO est bloqué par un filtre interférométrique). La longueur d’onde de sortie de l’OPO est réglable à partir de 720&ndash ; 950 nm, qui sert de faisceau de pompe. L’intensité du faisceau Stokes de 1 064 nm est modulée de manière sinusoïdale par une EOM intégrée à 8 MHz avec une profondeur de modulation supérieure à 90 %. Le faisceau de la pompe est superposé spatialement avec le faisceau de Stokes en utilisant un miroir dichroïque à l’intérieur de picoEMERALD. Le chevauchement temporel entre la pompe et les trains d’impulsions Stokes est obtenu à l’aide d’un étage de retard intégré et optimisé par le signal SRS de D2O pur au microscope.
Microscope à balayage laser inversé	Olympus	FV1200MPE
Monture de miroir cinématique	Thorlabs	POLARIS-K1-2AH	2 Ajusteurs hexagonaux à profil bas
Lectine de Triticum vulgaris (blé)	Sigma Aldrich	L0636-5 mg
Séparateur de faisceau dichroïque passe-long	Semrock	Di02-R980-25x36	980 nm laser BrightLine  ; séparateur de faisceau dichroïque plat laser à une arête
MAP2	BioLegend	801810	Anticorps primaires
Logiciel d’imagerie par microscopie	Olympus	FluoView
NanoQuant Plate	Tecan		Pour des analyses de petits volumes basées sur l’absorbance dans un lecteur de plaques.
Sérum d’âne normal	Jackson ImmunoResearch	017-000-121
NucBlue Fixed Cell ReadyProbes Reagent (DAPI)	Thermo Scientific	R37606
Nunc 4-Well Dishes	Fisher Scientific	12-566-300
Objectif Olympus		XLPlan N	x25, 1.05-NA, MP, distance de travail&thinsp ;=&thinsp ; 2&thinsp ; mm
Pinceau
Périscope	Thorlabs	RS99	comprend les unités supérieure et inférieure, & Oslash ; Poteau de 1" et fourche de serrage.
pH-mètre
Lecteur de plaques	Tecan	Infinite 200 PRO	Un lecteur de plaques multimode facile à utiliser. Capacités de mesure de l’absorbance sur une plage spectrale de 230 &ndash ; 1000 milles marins.
Réactif anti-décoloration ProLong Gold	Thermo Scientific	P36930
PSD95	Invitrogen	51-6900	Anticorps primaires
Sephadex G-25 Medium	GE Life Sciences	17-0033-01	de filtration sur gel pour le dessalage et l’échange de tampon
Boîtier blindé avec connecteurs BNC	Pomona Electronics	2902	Boîte en aluminium avec couvercle, BNC femelle/femelle
Si photodiode	Thorlabs	FDS1010	350&ndash ; 1100 nm, 10 mm x 10 mm Zone active
Synapsin 2	ThermoFisher	OSS00073G	Anticorps primaires
Tissue Path Superfrost Plus Gold Slides	Fisher Scientific	22-035813	Lame adhésive pour attirer et lier chimiquement fermement des sections de tissus frais ou fixées au formol à la surface de la lame (lames de verre de liaison tiisue)
Triton X-100	Fisher Scientific	BP151-500
Vibratome	Leica	VT1000
Vimentin		Abcam ab8069	Anticorps primaires
Xylenes	Sigma Aldrich	214736