Stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien pour l’induction de la fibrillation auriculaire chez le rat

Résumé

Le présent travail décrit un protocole expérimental de stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien pour l’induction efficace de la fibrillation auriculaire (FA) chez le rat. Le protocole peut être utilisé chez des rats ayant un cœur sain ou remodelé, ce qui permet d’étudier la physiopathologie de la FA, d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et d’évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Résumé

Les études animales ont apporté des informations importantes dans notre compréhension de la physiopathologie de la fibrillation auriculaire (FA) et de la prise en charge thérapeutique. La rentrée, l’un des principaux mécanismes impliqués dans la pathogenèse de la FA, nécessite une certaine masse de tissu myocardique pour se produire. En raison de la petite taille des oreillettes, les rongeurs ont longtemps été considérés comme « résistants » à la FA. Bien qu’il ait été démontré que la FA spontanée se produit chez le rat, un suivi à long terme (jusqu’à 50 semaines) est nécessaire pour que l’arythmie se produise dans ces modèles. Le présent travail décrit un protocole expérimental de stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien pour une induction rapide et efficace de la FA chez le rat. Le protocole peut être utilisé avec succès chez des rats ayant un cœur sain ou remodelé, en présence d’une grande variété de facteurs de risque, ce qui permet l’étude de la physiopathologie de la FA, l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques et l’évaluation de nouvelles stratégies prophylactiques et / ou thérapeutiques.

Introduction

La fibrillation auriculaire (FA) est l’arythmie cardiaque soutenue la plus courante rencontrée dans la pratique clinique et son incidence et sa prévalence continuent d’augmenter considérablement dans le monde¹. Cette arythmie touche jusqu’à 4% de la population mondiale selon des études récentes². Cependant, étant donné que la FA paroxystique peut être asymptomatique et peut donc échapper à la détection, la prévalence réelle de la FA est susceptible d’être beaucoup plus élevée que celle présentée dans la littérature.

La physiopathologie de la FA a été intensément étudiée. Néanmoins, les mécanismes sous-jacents de cette arythmie complexe restent incomplètement élucidés et cela se reflète dans les options thérapeutiques limitées, avec une efficacité discutable. Les études sur les animaux ont apporté des informations importantes dans notre compréhension de la physiopathologie de la FA et de la gestion thérapeutique. La rentrée, l’un des principaux mécanismes impliqués dans la pathogenèse de la FA³, nécessite une certaine masse de tissu myocardique pour se produire. Ainsi, les gros animaux ont généralement été préférés dans les études sur la FA, alors que, en raison de la petite taille de leurs oreillettes, les rongeurs ont longtemps été considérés comme « résistants » à la FA. Cependant, l’utilisation de gros animaux est principalement entravée par des difficultés de manipulation. Pendant ce temps, bien qu’il ait été démontré que la FA spontanée se produit chez les rats⁴, un suivi à long terme (jusqu’à 50 semaines) est nécessaire pour que l’arythmie se produise dans ces modèles⁵. Des modèles qui assurent une apparition rapide de la FA chez les petits rongeurs ont également été développés. Le plus souvent, ces modèles utilisent une stimulation électrique aiguë, souvent en présence d’autres conditions favorables, telles que la stimulation parasympathique concomitante ou l’asphyxie, pour induire artificiellement la FA ^6,7. Bien qu’efficaces, ces modèles ne permettent pas d’évaluer les caractéristiques critiques liées à la FA, telles que le remodelage électrique, structurel, autonome ou moléculaire progressif des oreillettes, ni les effets des médicaments antiarythmiques conventionnels ou non conventionnels sur le substrat auriculaire ou sur le risque de pro-arythmie ventriculaire ^8,9.

Le présent travail décrit un protocole expérimental de stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien à long terme pour une induction rapide et efficace de la FA chez le rat. Le protocole convient aux études aiguës et à long terme et peut être utilisé avec succès chez des rats ayant un cœur sain ou remodelé, en présence d’une grande variété de facteurs de risque, ce qui permet l’étude de la physiopathologie de la FA, l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques et l’évaluation de nouvelles stratégies prophylactiques et / ou thérapeutiques.

Protocole

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le comité d’éthique de l’Université de médecine, de pharmacie, de science et de technologie « George Emil Palade » de Târgu Mureș, par l’Autorité nationale roumaine de sécurité sanitaire vétérinaire et alimentaire et conformes aux directives du Conseil international pour la science des animaux de laboratoire (directive 2010/63/UE).

1. Protocole de stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien

1. Randomiser les rats Wistar mâles adultes (200-400 g de poids corporel) en deux groupes: STIM et SHAM.
2. Anesthésier les animaux.
   1. Pour l’induction, utilisez 2,5% d’isoflurane, 4 L / min, 99,5% O₂.
   2. Pour l’entretien, utiliser un mélange de kétamine/médétomidine (75,0/0,5 mg/kg) administré par voie intrapéritonéale.
   3. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en testant le réflexe cornéen (solution de glucose à 5%) et le réflexe de retrait nociceptif (pincement des orteils). Surveillez la fréquence respiratoire (une chute de 50 % est acceptable pendant l’anesthésie; la fréquence normale est comprise entre 70 et 120 respirations/ minute) et la température corporelle à l’aide d’un thermomètre rectal (la température normale est comprise entre 96,5 et 99,5 °F ou 35,9 à 37,5 °C).
      REMARQUE: Ne poursuivez la procédure qu’après confirmation de l’efficacité de l’anesthésie. Surveillez périodiquement la profondeur de l’anesthésie tout au long du protocole. Répétez l’injection intrapéritonéale de kétamine/médétomidine au besoin.
   4. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour prévenir les dommages à la cornée.
3. Posez l’animal en position couchée et placez-le sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle à ~ 37 ° C.
4. Fixez les trois électrodes ECG de surface aux membres du rat dans une configuration de plomb II (Figure 1A).
   1. Placez l’électrode négative sur le membre antérieur droit.
   2. Placez l’électrode positive sur le membre postérieur gauche.
   3. Placez l’électrode de mise à la terre sur le membre antérieur gauche.
   4. Fixez les électrodes en position à l’aide de minces cordons élastiques à cordes de bracelet.
5. Activez l’enregistrement ECG de surface et effectuez un enregistrement ECG continu tout au long de la procédure (Figure 1B) à l’aide d’un programme d’acquisition commercial ou développé localement¹⁰.
6. Pour la stimulation électrique, utilisez un cathéter quadripolaire 5-6 F connecté à un stimulateur cardiaque¹⁰ à base de microcontrôleur.
7. Une fois l’animal anesthésié, insérez le cathéter à travers la cavité buccale, dans l’œsophage. Mesurer la distance entre les incisives supérieures et le cœur (évaluée par palpation) pour approximer la profondeur à laquelle le cathéter doit être inséré dans l’œsophage.
   ATTENTION : Veillez à ne pas forcer le cathéter car il existe un risque de perforation œsophagienne.
8. Confirmez la position correcte du cathéter de stimulation au niveau des oreillettes comme suit.
   1. Appliquer une stimulation électrique à une fréquence de 400 stimuli/minute (durée du stimulus 6 ms).
   2. Vérifiez si le tracé ECG montre une capture constante des oreillettes (c’est-à-dire que chaque stimulus électrique est suivi d’un complexe QRS étroit) (Figure 2).
9. Déterminer le seuil diastolique, c’est-à-dire la tension la plus basse requise pour obtenir la capture auriculaire (généralement, entre 10 V et 20 V).
   REMARQUE: Effectuez ce qui suit pour les animaux du groupe STIM.
10. Une fois la position correcte du cathéter déterminée, réglez le stimulateur sur une fréquence de 4 000 stimuli/minute (durée du stimulus 6 ms), à une tension de 3 V au-dessus du seuil diastolique (Figure 3).
11. Appliquer à chaque animal 15 cycles successifs de stimulation, de 20 s chacun, avec un intervalle libre de 5 min entre les cycles¹¹. Selon les objectifs de l’étude, répétez le protocole pour chaque rat pendant 10 jours, à raison de 5 jours/semaine, à la même heure chaque jour.
12. Vérifiez l’efficacité de la stimulation comme suit.
    1. Identifiez le temps de récupération du nœud sinusal (SNRT), qui apparaît à la fin du rythme rapide comme un intervalle de temps plus long que la durée du cycle enregistrée pendant le rythme sinusal (Figure 4A) et représente l’intervalle de temps requis pour la reprise du rythme sinusal après la fin de la suppression de l’overdrive.
       REMARQUE: La suppression de l’overdrive représente l’inhibition de l’activité des nœuds sinusaux en stimulant électriquement le cœur à un rythme supérieur au rythme intrinsèque.
    2. Identifier l’apparition de l’épisode de FA, qui est défini ici comme la présence de trois battements supraventriculaires irréguliers consécutifs ou plus (c.-à-d. réponse ventriculaire irrégulière avec des complexes QRS étroits), avec des ondes P absentes ou remplacées par de petites ondes « f » déformées (figure 4B).
13. Si l’épisode de FA ne se termine pas spontanément au moment où le prochain cycle de stimulation doit être effectué (c’est-à-dire à la fin des cinq minutes libres entre les cycles), n’appliquez pas la stimulation suivante.
    1. Attendez encore 5 min. Si l’épisode AF se poursuit toujours après ces 10 minutes, mettez fin au protocole pour ce jour-là.
       REMARQUE: Si une évaluation de la gravité de la FA induite électriquement est souhaitée, une surveillance ECG plus longue peut être effectuée.
14. Si une bradycardie ou une asystole sévère survient à la fin de la stimulation (c.-à-d. en raison d’une stimulation électrique du nerf vague), mettez fin au protocole. Si l’activité électrique ne revient pas rapidement à la normale, effectuez un massage cardiaque externe et administrez du sulfate d’atropine (0,05 mg / kg) par voie intrapéritonéale.
15. À la fin de la procédure, inverser l’anesthésie avec de l’atipamezole (1 mg / kg) administré par voie intrapéritonéale. Hébergez les rats individuellement dans des cages propres avec de la chaleur supplémentaire et observez périodiquement jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis. Aucun autre soin spécifique aux animaux n’est requis à la fin du protocole.
16. Analysez les tracés ECG de surface et déterminez les éléments suivants.
    1. L’inductibilité de la FA qui est exprimée en pourcentage (c.-à-d. [nombre de cycles de stimulation suivis d’épisodes de FA / nombre total de cycles de stimulation appliqués] x 100).
    2. La durée de chaque épisode AF.
    3. La présence d’épisodes de FA « persistants » (c.-à-d. >10 min).
       REMARQUE: Effectuez les opérations suivantes pour les animaux du groupe SHAM.
17. Pour les rats du groupe SHAM, suivez les étapes 1.1 à 1.7 comme décrit ci-dessus, sans appliquer de stimulation électrique.
18. Maintenez le cathéter en position pendant 80 minutes (c.-à-d. le temps nécessaire pour compléter le protocole chez les rats STIM) sans appliquer de stimulation électrique, tout en enregistrant en continu l’ECG de surface.
19. À la fin de la procédure, inverser l’anesthésie avec de l’atipamezole (1 mg / kg). Aucun autre soin spécifique aux animaux n’est requis à la fin du protocole.
20. Analysez les tracés ECG de surface et déterminez les paramètres décrits à l’étape 1.16.

Résultats

Dans une étude de preuve de concept, 22 rats Wistar mâles adultes (200-400 g) ont été répartis au hasard en deux groupes: STIM (n = 15) et SHAM (n = 7). Tous les animaux ont été logés individuellement dans des cages en polycarbonate, dans une pièce climatisée (21-22 °C), ayant libre accès à l’eau et à la nourriture sèche tout au long de l’étude. Le protocole de stimulation transœsophagienne décrit ci-dessus a été appliqué à tous les animaux pendant 10 jours, 5 jours par semaine. Tous les animaux ont subi le même protocol...

Discussion

Le présent article décrit un protocole expérimental de stimulation de l’éclatement auriculaire transœsophagien à long terme pour une induction rapide et efficace de la FA chez le rat, adapté aux études de FA aiguë et à long terme. Le protocole de stimulation de 10 jours décrit ici a été utilisé avec succès pour développer un « modèle af spontané secondaire » (c’est-à-dire un modèle dans lequel, après une période d’induction de la FA par stimulation électrique, la FA se développe spontanément)¹⁰. C...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Antisedan (chlorhydrate d’atipamézole) 5mg/mL, solution injectable	Orion Corporation	06043/4004	pour rats utiliser 1 mg/kg
Dormitor (chlorhydrate de médetomidine) 1 mg/mL, solution injectable	Orion Corporation	06043/4003	pour rats utiliser 0,5 mg/kg
E-Z Anesthesia Single Animal System	E-Z Systems Inc	EZ-SA800	Permet la manipulation d’un animal à la fois
Isoflurane 99,9 %, 100 mL	Rompharm Company	N01AB06
Kétamine 10 %, 25 mL			pour rats utilisent 75 mg / kg
Stimulateur cardiaque à microcontrôleur pour petits animaux			Développé dans notre laboratoire (Voir Numéro de référence 10 dans le manuscrit)
Système			Développé dans notre laboratoire (Voir Numéro de référence 10 dans le manuscrit)

d’enregistrement ECG de surface