Article de méthode

Approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre

DOI :

10.3791/63596

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17 août 2022

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1Division of Crop Production, Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI), 2Division of Crop Improvement, ICAR-SBI, 3ICAR-SBI Research Centre, 4ICAR-SBI Regional Centre

Dans cet article

Résumé

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La caractérisation des traits du système racinaire est l’un des domaines de recherche qui en est encore à ses balbutiements, en particulier pour la canne à sucre. L’intégration de plusieurs approches pour phénotyper précisément les racines de canne à sucre conduit à des résultats complets et holistiques, permettant l’utilisation des traits et des mécanismes identifiés pour la sélection conventionnelle et moléculaire.

Résumé

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Les racines sont les principaux conducteurs de l’eau et des nutriments et jouent un rôle essentiel dans le maintien de la croissance et du rendement dans des environnements stressants. L’étude des racines des plantes pose des difficultés méthodologiques dans l’évaluation et l’échantillonnage in situ , ce qui est particulièrement vrai pour la canne à sucre (Saccharum spp.). Les méthodes traditionnelles des années 1920 ont documenté la variation génotypique des systèmes racinaires de la canne à sucre, après quoi peu d’études ont été rapportées sur les traits racinaires de la canne à sucre en soi jusqu’à récemment. En plus de la morphologie, les caractéristiques de la rhizosphère, y compris les effets allélopathiques et/ou l’affinité pour la symbiose microbienne, déterminent l’établissement et la survie de la plante.

En fin de compte, les systèmes racinaires définissent la productivité aérienne de la canne à sucre. Avec l’essor des variétés résistantes au climat, il devient de plus en plus pertinent d’explorer et d’utiliser la variabilité des traits du système racinaire de la canne à sucre. Cet article décrit des approches à plusieurs volets pour le phénotypage des racines de la canne à sucre, y compris l’excavation sur le terrain par échantillonnage en tranchée, l’utilisation d’un échantillonneur de carottes de racines, des plates-formes surélevées pour l’échantillonnage des racines et l’élevage de plantes sous culture hydroponique, employées par une équipe de scientifiques du Conseil indien de la recherche agricole-Institut de sélection de la canne à sucre (ICAR-SBI).

L’excavation sur le terrain par échantillonnage en tranchée est impérative pour évaluer les racines des plantes dans leur environnement de croissance naturel. L’utilisation de plates-formes surélevées simulant les conditions de terrain et d’un échantillonneur de carottes racinaires sont des approches alternatives, avec une réduction considérable du temps, une taille d’échantillon uniforme et moins de perte de matériel racinaire. La culture hydroponique des plantes permet l’étude de la morphologie, des caractéristiques anatomiques et de la biologie de la rhizosphère, y compris l’exsudation de composés organiques et les interactions microbiennes. Les données générées par différentes expériences à l’aide de diverses méthodes d’échantillonnage ajoutent à la richesse des informations sur les caractéristiques du système racinaire de la canne à sucre.

Introduction

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La canne à sucre (Saccharum spp.), une importante source d’alimentation et de bioénergie, est une culture industrielle importante adaptée à la culture dans de nombreux pays aux conditions climatiques tropicales et subtropicales. En raison de la voie photosynthétiqueC4 pour l’assimilation du carbone, la canne à sucre est très productive, utilisant efficacement les intrants agricoles tels que l’eau et les engrais. Le traitement post-récolte de la canne à sucre produit des produits économiquement précieux tels que le sucre et le jaggery, ainsi que ses sous-produits - mélasse, éthanol et énergie. La canne à sucre est produite par près de 100 pays sur une superficie de 25,97 Mha, soit environ 1,5 % de l’ensemble des terres arables. L’Inde contribue à elle seule à 16 % de la production mondiale de canne à sucre (environ 306 Mt), avec une productivité moyenne de 70 t·ha−1 1. Les principaux stress abiotiques qui affectent considérablement la production de canne à sucre comprennent les déficits hydriques, l’engorgement, les températures extrêmes et les propriétés du sol telles que la carence en nutriments, la salinité, la sodicité et l’alcalinité. Le plus grand défi pour développer des cultures abiotiques tolérantes au stress est d’identifier des caractéristiques spécifiques qui confèrent un avantage de rendement substantiel dans des conditions de stress.

Plusieurs aspects de la physiologie de la canne à sucre sont mal compris, y compris la relation racine-pousse, qui affecte considérablement la productivité de la canne. La racine de canne à sucre n’est pas aussi bien étudiée que les pousses, bien que les différents types, tels que les racines de sett, les racines de pousse et les racines adultes, puissent être distincts sur le plan du développement avec des fonctions variables. Des différences génotypiques ont été observées en ce qui concerne le nombre et la longueur des racines plantées émergeant pendant la germination2. Les racines de sett sont impliquées dans la germination des bourgeons de canne à sucre, assurant l’établissement précoce de la culture, et sont ensuite remplacées par des racines de pousse, qui sont robustes, émergeant de la base de la pousse3 en développement. Les fines branches observées dans les racines de l’ensemble aident à ancrer les jeunes plantes et aident à l’absorption de l’eau et des nutriments jusqu’à ce qu’elles soient remplacées par des racines de pousse. Semblables aux racines plantées, les racines des pousses naissent également des primordiums racinaires présents dans les entre-nœuds inférieurs non élargis de la tige.

Comme les racines des pousses persistent plus longtemps dans la plante, elles sont 4 à 10 fois plus épaisses que les racines couchées. Les racines des pousses constituent le seul système racinaire de la canne à sucre, avec un rôle important dans la croissance et le développement ultérieurs. La vigueur des racines des pousses est positivement associée à la vigueur végétative globale de la plante. Le développement continu des racines résultant du renouvellement des racines et des racines des pousses donne naissance au « système racinaire adulte » de la canne à sucre, qui s’adapte constamment aux conditions environnementales dominantes. En général, un système racinaire plus profond et plus prolifique fournit plus d’eau et de nutriments à la culture qu’une distribution moins profonde des racines. Des dissections périodiques ont révélé que, lorsque la teneur en humidité du sol était élevée, des systèmes racinaires peu profonds étaient observés, tandis qu’un système racinaire beaucoup plus profond se développait à mesure que la nappe phréatique baissait2. Le système racinaire de la canne à sucre reste actif même après la récolte de la culture, contribuant à la croissance de la culture de raton jusqu’à ce que de nouvelles racines émergent des bourgeons souterrains4. L’angle racinaire et le niveau de ramification des racines sont deux facteurs importants qui déterminent le volume de sol exploré par les racines des plantes. L’angle racinaire, un trait génotypique, peut être modifié par la sélection conventionnelle ou des approches moléculaires pour améliorer la tolérance aux stress biotiques et abiotiques. Au contraire, le niveau de ramification des racines est principalement influencé par l’environnement, ce qui nécessite une surveillance périodique du développement des racines et de sa réponse aux conditions locales du sol.

Les caractéristiques anatomiques des racines de canne à sucre ont été examinées afin de déterminer les différences en ce qui concerne le génotype et l’environnement. L’anatomie des racines de la canne à sucre ressemble à celle des racines matures d’autres graminées telles que le maïs, où le cortex comprend des couches cellulaires bien différenciées selon un motif régulier. L’endoderme est subérisé, suivi d’un péricycle monocouche. Les éléments métaxylèmes sont les principaux conducteurs d’ions eau et nutriments, disposés radialement et entrecoupés de groupes de phloèmes, ces derniers comprenant un élément tamisé avec deux cellules compagnes. La grande masse centrale de cellules indifférenciées forme la moelle racinaire. Les caractéristiques anatomiques distinctes des cultivars de canne à sucre correspondent aux propriétés hydrauliques des racines, influençant ainsi le mouvement de l’eau. Les premières études sur les différences dans les traits anatomiques racinaires de la canne à sucre ont révélé que, dans des conditions de faible stress hydrique, un épaississement prononcé de la paroi cellulaire a été observé dans les couches immédiatement à l’intérieur de l’endoderme, entre la moelle et la région vasculaire, et autour des vaisseaux5. De telles cellules épaissies peuvent être une adaptation pour empêcher le reflux de la sève et pour la résistance mécanique en cas de stress.

Parmi les caractéristiques importantes impliquées dans la résistance à la sécheresse de la canne à sucre, citons l’épaisseur relative et le nombre de couches exodermiques, le rapport cortex/stèle, les espaces intercellulaires dans le cortex et les pointes des poils racinaires épaissies. Les rapports entre la surface occupée par les cellules corticales et la surface occupée par les tissus stellaires des racines des pousses sont significativement différents entre les cultivars de canne à sucre, avec une grande variabilité par rapport à l’aire de la stèle6. La conductivité hydraulique des racines de canne à sucre est liée à la taille et au nombre d’éléments du métaxylème dans les racines des pousses. Les couches cellulaires hydrophobes à l’intérieur de la racine sont susceptibles de définir des zones de mouvement apoplasique de l’eau. Des bandes caspiennes subérisées se trouvent dans l’endoderme et dans l’hypoderme (appelé exoderme), qui servent de barrières hydrophobes. La désintégration des cellules corticales conduit à la formation d’un aérenchyme lysigène dans les racines plus âgées et chez les plantes soumises à des conditions hypoxiques, quel que soit l’âge de développement. La formation d’aérenchyme lors d’un stress d’engorgement est corrélée au maintien de la croissance chez les variétés résistantes7.

La morphologie et l’anatomie des racines d’Erianthus arundinaceus [Retzius] Jeswiet (genres apparentés à Saccharum spp.) sont impliquées dans sa forte tolérance aux stress environnementaux8. Les racines d’Erianthus arundinaceus présentent des racines nodales réparties à des angles abrupts, avec des poils racinaires denses pour faciliter l’absorption d’eau et d’ions nutritifs des zones de sol plus profondes. Le système racinaire profond se compose de nombreuses racines nodales poussant avec des angles de croissance abrupts. Le diamètre des racines nodales est en corrélation avec la taille et le nombre de gros vaisseaux du xylème, les premiers variant considérablement de 0,5 mm à 5,0 mm. Ces racines nodales forment également une gaine rhizomateuse, avec un hypoderme montrant un sclérenchyme lignifié dans le cortex externe (exoderme), un aérenchyme lysigène dans la partie médiane du cortex et des granules d’amidon dans la stèle. En plus de l’architecture et des traits morphologiques, les composés organiques exsudés par les racines jouent un rôle important dans la détermination de la germination, de l’établissement et de la survie des plantes, avec des effets allélopathiques plausibles et/ou une affinité pour la symbiose microbienne.

L’activité enzymatique des racines et les détails les plus fins de la morphologie, y compris la pigmentation de la calotte racinaire et le potentiel de rajeunissement en cas de blessure, ont été documentés dans des variétés de canne à sucre cultivées en culture hydroponique9. La croissance des racines montre une réponse hautement plastique aux changements de l’environnement du sol, tant en termes de forme que de taille du système racinaire. La variété de canne à sucre la plus efficace serait celle qui a peu ou un nombre optimal de pousses, avec un nombre de racines proportionnellement plus faible, aidant à une meilleure survie dans des conditions stressantes. L’étude systématique du système racinaire devrait donc constituer une composante importante de tout programme d’amélioration des cultures10. La majorité des expériences axées sur les racines reposent principalement sur les aspects développementaux, tandis que l’accent mis sur la plasticité fonctionnelle fait souvent défaut11. Outre la distribution structurelle, la plasticité fonctionnelle des racines joue un rôle crucial dans la survie en situation de stress et soutiendrait donc les sélectionneurs dans leurs efforts pour inclure les traits du système racinaire dans le pipeline de sélection pour la tolérance au stress abiotique et améliorer la robustesse de la canne à sucre.

Compte tenu de son importance dans le maintien de la croissance et du rendement dans des environnements stressants, il est essentiel d’explorer et d’utiliser la variabilité inhérente aux traits du système racinaire de la canne à sucre. L’accent mis sur la sélection des caractéristiques et des mécanismes des composants conférant des systèmes racinaires supérieurs est la voie à suivre pour une meilleure performance des cultures dans des conditions climatiques changeantes. L’évaluation phénotypique est un processus long et coûteux ; Cependant, l’intégration d’approches à plusieurs volets ajouterait énormément de valeur à son utilité dans l’amélioration des cultures. Dans ce manuscrit, quatre approches différentes pour le phénotypage des racines de la canne à sucre sont décrites, chacune avec son propre ensemble de mérites et d’inconvénients, ce qui implique qu’un effort concerté est nécessaire pour arriver à des résultats complets et holistiques.

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Protocole

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1. Excavation sur le terrain par échantillonnage en tranchée

  1. Cultiver au champ des hybrides commerciaux de canne à sucre (ci-après appelés « variétés ») à partir de semis à deux bourgeons espacés de 120 cm, dont 90 cm à l’intérieur des rangs, en suivant l’ensemble des pratiques recommandées pour assurer une bonne implantation et une bonne croissance de la culture.
  2. À la fin de la phase de maturité de la culture, utilisez une excavatrice pour creuser une tranchée (1,5 m de profondeur et 1,0 m de largeur) dans le champ. Grâce à un jet d’eau continu, assurez-vous que les sols des zones racinaires sont dégagés sans endommager les racines (figure 1).
  3. Lorsque le sol adhérent se détache, déracinez la canne avec le système racinaire et apportez-la au laboratoire pour une mesure manuelle du nombre de racines, de la longueur des racines, du volume et du poids.

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Figure 1 : Méthode d’échantillonnage de la tranchée pour l’excavation des racines sur le terrain. (A) Tranchée latérale creusée le long du champ, (B) jet d’eau et (C) vue intérieure montrant la profondeur de la tranchée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Échantillonneur de carottes de racines pour réduire les erreurs d’échantillonnage

  1. Utiliser un échantillonneur de carottes de racines cylindriques de 61 cm de hauteur et de 16 cm de diamètre pesant 8 kg, fabriqué à partir d’acier doux (MS) pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre sur le terrain. Fournissez un bord tranchant sur le bord inférieur de l’échantillonneur pour faciliter la pénétration lors de son insertion dans le sol. Pourvoir le dessus de colliers de 3 cm de diamètre pour soulever l’échantillonneur (figure 2).
  2. Cultivez les variétés de canne à sucre sur le terrain à partir de semis à deux bourgeons espacés de 120 cm, avec 90 cm à l’intérieur des rangs, en suivant le POP recommandé pour assurer un bon établissement et une bonne croissance de la culture.
  3. À la phase de maturité de la culture, fixez le bord supérieur de l’échantillonneur à la pousse/tige primaire et enfoncez continuellement pour atteindre la profondeur de sol souhaitée (45 cm). Soulevez toute la masse de sol dans l’échantillonneur et lavez-la soigneusement à l’eau courante pour séparer les racines adhérentes.
  4. Après un lavage minutieux des racines, enregistrez le volume, la surface, la longueur et le poids par mesure manuelle, ainsi qu’en étalant les racines sur des plateaux transparents pour scanner et analyser les images numérisées correspondantes à l’aide du logiciel référencé (voir la Table des matériaux).

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Figure 2 : Échantillonneur de carottes racines. (A) les dimensions, (B) la vue de dessus et (C) le site de l’échantillonnage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Structure de phénotypage racinaire pour faciliter l’échantillonnage à différentes phénophases

  1. Construire une structure de phénotypage racinaire comprenant trois compartiments adjacents de dimensions 4,5 m x 10,1 m pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre, avec des dispositions pour le démantèlement manuel des parois latérales afin de révéler le système racinaire souterrain (jusqu’à une profondeur de 80 à 100 cm) (figure 3). Construire les murs latéraux avec des dalles préfabriquées de 1,8 m de longueur, 30 cm de largeur et 4 cm d’épaisseur.
  2. Remplissez et compactez la structure avec de la terre de champ, en laissant un espace libre de ~20 cm, avec des trous de drainage adéquats pour faciliter l’aération du sol.
  3. Semez les éclats de bourgeons de clones de germoplasme comprenant Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb. et Saccharum robustum Brandes et Jeswiet ex Grassl. (ci-après dénommés « clones de Saccharum spp. ») et les laisser germer pendant 30 jours dans des protrayeurs composés de milieux racinaires (terre rouge : fumier de ferme : sable = 2:2:1). Repiquer les stabilisations uniformes et saines sur la structure à un espacement de 90 cm, avec 60 cm à l’intérieur des rangs, en suivant le POP recommandé pour assurer un bon établissement et une bonne croissance de la culture.
  4. Pendant les phases de formation (60 à 120 jours après la plantation [DAP]) et de grande croissance (120 à 150 DAP), retirez manuellement les parois latérales en dalles préfabriquées, puis pulvérisez continuellement le jet d’eau pour exposer les racines.
  5. Déracinez l’ensemble du système racinaire et emmenez-le au laboratoire pour une mesure manuelle de la longueur, du volume et du poids, et étalez les racines sur des plateaux transparents pour scanner et analyser les images numérisées correspondantes dans le logiciel référencé (voir la table des matériaux).
  6. Imposez un stress hydrique en retenant l’irrigation dans l’un des compartiments et bouchez les trous de drainage dans le deuxième compartiment pour maintenir la saturation du sol afin de simuler le stress de l’engorgement. Irriguer le troisième compartiment selon le POP recommandé pour maintenir la capacité du champ et servir de contrôle.

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Figure 3 : Structure du phénotypage racinaire (A) Dimensions, (B) vue d’ensemble des trois compartiments et (C) vue d’un compartiment. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Culture hydroponique de plantes pour étudier la biologie de la rhizosphère

  1. Fabriquez un système hydroponique interne dans une serre à environnement contrôlé propice à la culture de la canne à sucre pour étudier les détails les plus fins de la biologie des racines. Ajouter ~15 L de solution nutritive de Hoagland modifiée (tableau 1) dans des réservoirs en verre de 20 cm x 20 cm x 50 cm, avec aération assurée par des pompes d’aquarium (figure 4).
  2. Semez les éclats de bourgeons des variétés de canne à sucre et des clones de Saccharum spp. et laissez-les germer pendant 30 jours dans des plateaux composés de moelle de coco compostée. Repiquez des décantations uniformes et saines dans des cuves hydroponiques à la fréquence de trois décantations par cuve, en prenant soin de placer toute la racine dans la solution nutritive. Couvrez les réservoirs avec un chiffon noir pour vous assurer que les racines ne sont pas exposées à la lumière. Utilisez un filet en plastique (20 cm x 20 cm) au bord des réservoirs en verre pour soutenir les plantes à la verticale.
  3. À la fin de la phase de germination (60 jours), recueillir les exsudats racinaires en immergeant les racines des plantes intactes dans 50 mL de solution piège (eau stérile doublement distillée) pendant 4 h (0800 h à 1200 h) pendant la période de pic d’activité photosynthétique. Filtrez la solution collectée à travers du papier filtre Whatman, puis passez-la dans des colonnes de verre remplies d’échange d’anions suivies de résines échangeuses de cations12. Évaporez les fractions éluées jusqu’à ce qu’elles soient sèches et conservez-les à -20 °C jusqu’à ce qu’elles soient traitées.
  4. Analyser les échantillons d’exsudat radiculaire traités par HPLC pour la détermination des acides organiques12 et par spectrophotométrie pour l’estimation des composés phénoliques totaux13, des protéines14, des sucres15 et des acides aminés16 selon le protocole standard.
  5. Surveillez la croissance des racines à intervalles hebdomadaires pour enregistrer la pigmentation de l’extrémité de la racine et la densité des poils racinaires. Évaluer l’activité des enzymes, la peroxydase17 et la superoxyde dismutase18, et la teneur phénolique totale19 au 3ème mois selon le protocole standard.
  6. Évaluez la réponse à une lésion radiculaire en infligeant une coupe longitudinale dans la racine primaire jusqu’à l’extrémité de la racine à l’aide d’une lame chirurgicale stérile, et surveillez les changements périodiquement.
ChimiqueConcentration finale
Nitrate de potassium0,608 g· L-1
Nitrate de calcium1,415 g· L-1
Dihydrogénophosphate de potassium0,164 g· L-1
Sulfate de magnésium0,560 g· L-1
Sel monosodique ferrique EDTA6,00 g·250L-1
Acide borique1,43 g·250L-1
Chlorure de manganèse tétrahydraté0,91 g·250L-1
Sulfate de zinc0,11 g·250L-1
Suphate cuivrique0,04 g·250L-1
Acide molybdique0,01 g250L-1

Tableau 1 : Composition de la solution nutritive modifiée pour la culture hydroponique de la canne à sucre.

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Figure 4 : Configuration de la culture hydroponique. La configuration (A) est adaptée à la culture de la canne à sucre et (B) à la récolte de 5 mois (tissu noir retiré à des fins de photographie uniquement). Cette figure a été modifiée à partir de Hari et al.9. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Résultats

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Variation des traits morphologiques racinaires des variétés de canne à sucre
Des images représentatives du système racinaire du Co 62175, excavé du terrain par échantillonnage en tranchée et cultivé dans une installation hydroponique, sont présentées aux figures 5A, B. De longues racines (~100 cm) ont été observées chez les variétés Co 62175 et Co 99006, tandis que Co 99006 a enregistré le poids racinaire le plus élevé (127 g·touffe−1). Les car...

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Discussion

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Les systèmes racinaires définissent la productivité aérienne de la canne à sucre, ce qui nécessite d’explorer et de comprendre en profondeur toutes ses facettes pour le développement de variétés résistantes au climat. Une équipe de scientifiques de l’ICAR-SBI composée de physiologistes végétaux, d’un microbiologiste, d’un ingénieur agronome, d’un biochimiste et de sélectionneurs de plantes a utilisé des approches à plusieurs volets pour le phénotypage des racines de la canne à sucre, y c...

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Déclarations de divulgation

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Tous les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts.

Remerciements

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Les auteurs remercient le directeur de l’ICAR-Institut de sélection de la canne à sucre de Coimbatore pour l’infrastructure et le soutien qu’il a apportés à la mise en place d’installations de phénotypage racinaire de la canne à sucre. Le financement fourni par le Conseil de recherche en sciences et en ingénierie, Département des sciences et de la technologie, gouvernement de l’Inde, sous la forme d’une bourse de recherche en début de carrière à KV (ECR/2017/000738), est dûment reconnu. Les auteurs remercient Brindha, Karpagam, Rajesh, Sivaraj et Amburose pour leur aide dans la génération de données de manière méticuleuse.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pompe d’aération avec accessoires de tuyauterieAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre
Acide boriqueLaboratoires de recherche Sisco, Inde80266Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Nitrate de calciumMaison centrale de la drogue, Inde27606Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Moelle de coco compostéeAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la germination des plantations de canne à sucre
Sulfate cuivriqueLaboratoires de recherche Sisco, Inde38869Préparation de la solution de Hoagland modifiée
DEAE-celluloseLaboratoires de recherche Sisco, Inde10529Résine échangeuse d’anions pour le traitement des exsudats racinaires
Sel monosodique ferrique EDTALaboratoires de recherche Sisco, Inde59389Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Fumier de fermeAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la germination des plantations de canne à sucre
Réservoirs en verreFabriqué en interneNAUtilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre
L’HPLCAgilent Technologies1200 InfiniQuantification des acides organiques dans les exsudats racinaires
Sulfate de magnésiumLaboratoires de recherche Sisco, Inde29117Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Chlorure de manganèseLaboratoires de recherche Sisco, Inde75113Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Acide molybdiqueLaboratoires de recherche Sisco, Inde49664Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Dihydrogénophosphate de potassiumMaison centrale de la drogue, Inde29608Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Nitrate de potassiumMaison centrale de la drogue, Inde29638Préparation de la solution de Hoagland modifiée
Chemins de câblesFabriqué en interneNAUtilisé pour la germination des plantations de canne à sucre
Terre rougeAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la germination des plantations de canne à sucre
Échantillonneur de carottes de racinesFabriqué en interneNAUtilisé pour l’échantillonnage radiculaire in situ
SableAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la germination des plantations de canne à sucre
Seralite-120Laboratoires de recherche Sisco, Inde14891Résine échangeuse de cations pour le traitement des exsudats racinaires
Châssis porteurAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre
Motopompe à eauAcheté auprès de sources localesNAUtilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre
Papier filtre Whatman grade 1Scientifique universel1001090Traitement des exsudats radiculaires
WinRhizo PRO (logiciel)Regent Instruments Inc., CanadaSTD4800Scanner de racines bidimensionnel avec logiciel pour l’analyse des racines
Sulfate de zincLaboratoires de recherche Sisco, Inde76455Préparation de la solution de Hoagland modifiée

Références

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