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Article de méthode

Modèles porcins de maladies anévrismales pour la formation et la recherche

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DOI :

10.3791/63616

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23 mars 2022

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1Cardiovascular Area, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 2Centro de Investigación Biomédica En Red de Enfermedades Cardiovasculares CIBERCV, 3Scientific Director, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 4Microsurgery Unit, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre

Dans cet article

Résumé

Description de deux modèles porcins anévrismaux différents pour les cours de formation et les études de recherche en neuroradiologie. Cette étude apporte la preuve de la faisabilité de ces créations de modèles d’anévrisme porcin et des méthodes reproductibles proches du milieu clinique.

Résumé

Les grands modèles animaux, en particulier les porcs, sont largement utilisés pour la recherche sur les maladies cardiovasculaires et les thérapies, ainsi qu’à des fins de formation. Cet article décrit deux modèles porcins anévrismaux différents qui pourraient aider les chercheurs à étudier de nouvelles thérapies pour les maladies anévrismales. Ces modèles anévrismaux sont créés en ajoutant chirurgicalement une poche de tissu aux artères carotides chez les porcs. Lorsque le modèle est utilisé pour la recherche, le sachet doit être autologue ; À des fins d’entraînement, une pochette synthétique suffit.

Tout d’abord, la veine jugulaire externe droite (EJV) et l’artère carotide commune droite (ACC) doivent être exposées chirurgicalement. L’EJV est ligaturé et une poche veineuse façonnée à partir d’un court segment. Cette poche est ensuite suturée à une artériotomie elliptique réalisée dans l’ACC. Les animaux doivent être maintenus héparinés pendant la création du modèle, et des vasodilatateurs locaux peuvent être utilisés pour diminuer les vasospasmes. Une fois la suture terminée, le flux sanguin correct doit être inspecté, en vérifiant s’il y a des saignements de la ligne de suture et la perméabilité des vaisseaux. Enfin, l’incision chirurgicale est fermée par des couches et une angiographie est réalisée pour imager le modèle anévrismal.

Une simplification de ce modèle carotidien anévrismal qui diminue le caractère invasif et le temps chirurgical est l’utilisation d’une poche synthétique plutôt que veineuse. À cette fin, un sac est conçu à l’avance avec un segment d’une prothèse en polytétrafluoroéthylène (PTFE), dont l’une des extrémités est suturée à l’aide d’une suture vasculaire en polypropylène et stérilisée avant l’opération. Ce « sac » est ensuite attaché à une artériotomie réalisée dans l’ACC comme décrit.

Bien que ces modèles ne reproduisent pas de nombreux événements physiopathologiques liés à la formation d’anévrismes, ils sont hémodynamiquement similaires à la situation observée en milieu clinique. Par conséquent, ils peuvent être utilisés à des fins de recherche ou de formation, permettant aux médecins d’apprendre et de pratiquer différentes techniques endovasculaires dans des modèles animaux proches du système humain.

Introduction

L’anévrisme intracrânien (AI) est une maladie cérébrovasculaire grave associée à un taux de mortalité allant jusqu’à 50 % en cas de rupture. Il s’agit d’une affection relativement courante et potentiellement mortelle, avec une prévalence rapportée entre 3,6 % et 6 % dans les études angiographiques1. Les vaisseaux intracrâniens sont anormalement dilatés et souffrent de distension en raison de facteurs de risque multifactoriels, y compris, mais sans s’y limiter, le tabagisme, l’hypertension, la consommation excessive d’alcool ou l’âge. Lorsqu’elle n’est pas traitée, l’AI peut se rompre spontanément, entraînant une hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) responsable d’une morbidité et d’un décèsimportants2,3,4. De plus, un tiers des patients nécessitent une hospitalisation ou des soins infirmiers, et seulement 30 % des patients atteints d’HSA peuvent retrouver une vie autonome, ce qui représente un grave fardeau de maladie chez l’homme qui justifie en fait la nécessité d’expériences sur lesanimaux5.

De nos jours, les patients présentant un risque élevé de rupture et d’hémorragie IA sont traités par occlusion principalement par enroulement endovasculaire, clippage microchirurgical ou stents de dérivation de flux 6,7. La procédure endovasculaire a été évaluée par l’International Subarachnoid Aneurysm Trial (ISAT), démontrant que l’enroulement est plus sûr, moins invasif et a donc moins d’effets indésirables importants que la thérapie microchirurgicale3. Pour ces raisons, les procédures endovasculaires sont les techniques les plus couramment utilisées pour le traitement de l’IA3. Une formation spécialisée est nécessaire pour que les médecins puissent effectuer correctement ces procédures mini-invasives8.

De plus, le développement de nouveaux dispositifs ou thérapies pour le traitement de l’IA doit être bien établi et testé dans des études précliniques avant d’être transposé dans le cadre clinique 6,9. Il existe différents modèles d’animaux expérimentaux d’IA en fonction de l’objectif principal de la recherche ou de la formation. Ces modèles ont été réalisés dans de nombreuses espèces, avec leurs limites et leurs avantages. Cependant, tous impliquent une induction artificielle ou une création chirurgicale en raison de l’absence d’IA naturelle chez les animaux 2,6,9,10,11,12.

Bien qu’aucun modèle animal ne reproduise parfaitement la physiopathologie humaine, les petits animaux, tels que les rongeurs, sont les plus fréquemment utilisés dans les études de recherche sur l’IA6. Les grandes espèces sont généralement utilisées pour le développement de nouveaux dispositifs endovasculaires ou la formation à des interventions thérapeutiques2. Parmi les grands modèles animaux, il est courant d’utiliser des porcs pour la recherche sur les troubles et les thérapies de l’IA, ainsi que pour les cours de formation. Cela est dû à leur capacité à tolérer l’intervention chirurgicale et à leur diamètre vasculaire et à leur débit sanguin similaires à ceux des vaisseaux cérébraux humains 2,13.

La méthode choisie pour la création de modèles animaux d’IA varie en fonction de l’objectif principal de chaque projet de recherche, par exemple si les critères d’évaluation angiographiques ou histologiques seront évalués. En ce sens, les modèles créés par ligature chirurgicale ou par ajout d’une poche de tissu autologue à l’ACC sont utilisés pour la recherche sur la croissance de l’AI. Les modèles chirurgicaux doivent être associés à l’induction de l’hypertension si le critère d’évaluation principal de l’étude est la rupture de l’IA. Lorsque le modèle est utilisé à des fins d’entraînement, la technique peut être simplifiée en utilisant un sac synthétique suturé sur le CCA sans avoir besoin d’hypertension6.

Cet article décrit deux modèles porcins anévrismaux différents qui pourraient aider les chercheurs à étudier de nouvelles thérapies ou à s’entraîner à des interventions endovasculaires pour les maladies AI. Ces modèles anévrismaux sont créés en ajoutant chirurgicalement une poche de tissu à l’ACC chez le porc. Lorsque le modèle est utilisé pour la recherche, la poche est autologue, ce qui permet d’étudier la cicatrisation de l’anévrisme après exclusion sans l’interférence d’un matériau exogène. À des fins de formation, un sac synthétique qui récapitule l’anatomie endovasculaire pour reproduire la procédure suffit.

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Protocole

L’expérience a été approuvée par le comité d’éthique du Centre de chirurgie mini-invasive Jesús Usón, et toutes les procédures ont été effectuées conformément au décret royal espagnol 53/2013 et au règlement européen (2010/63/CE).

1. Préparation préopératoire et anesthésie

  1. Élevez individuellement de grands porcs blancs de 35 à 40 kg, avec un accès libre à l’eau et à la nourriture une fois par jour. Acclimatez-vous pendant 2 semaines avant la date de l’intervention, pour effectuer l’examen clinique et laisser le temps de détecter les maladies silencieuses.
  2. Administrer les médicaments oraux suivants pour prévenir les événements thrombotiques au cours de l’étude : acide acétylsalicylique (1 g/animal/24 h) et clopidogrel (75 mg/animal/24 h) à partir de 7 jours avant l’induction du modèle jusqu’au traitement AI.
  3. Injecter de la kétamine (10 mg/kg) par voie intramusculaire après une période de jeûne de 24 heures. Dix minutes plus tard, induire une anesthésie par 1 % de propofol par voie intraveineuse (3 mg/kg).
  4. Après l’intubation endotrachéale, utiliser du sévoflurane inhalé pour maintenir l’anesthésie (fraction inspiratoire de 3 % à 4,5 %). Connectez les sondes endotrachéales à un circuit anesthésique circulaire semi-fermé relié à un ventilateur avec un débit de gaz frais de 0,5 à 1 L/min.
  5. Pour obtenir une normocapnie (35-45 mmHg CO2), contrôler la ventilation par un volume courant de 8-10 mL/kg. Assurer une analgésie peropératoire adéquate par une dose intraveineuse initiale de kétorolac (1 mg/kg) et de tramadol (1 mg/kg) et une perfusion continue de rémifentanil (15-18 μg/kg/h).
  6. Confirmer le plan animal approprié de l’anesthésie en tenant compte de l’inconscience (hypnose), de l’insensibilité à la douleur, de la relaxation musculaire et de l’absence de réponses réflexes14.
  7. Pour prévenir la sécheresse sous anesthésie, utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pendant la procédure chirurgicale.
  8. Fixez les animaux anesthésiés sur la table d’opération en position couchée. Rasez le cou des animaux, frottez-les avec de la povidone iodée et drapez-les dans des conditions stériles.
  9. Effectuer toutes les procédures dans des conditions stériles, en utilisant des gants et du matériel stériles.

2. Chirurgie

  1. Approche chirurgicale
    1. Effectuez une incision cutanée longitudinale de 10 cm de long, à 2-3 cm à droite de la ligne médiane du cou.
  2. Confection de pochette
    1. Sachet autologue
      1. Pour exposer l’EJV, disséquez le tissu sous-cutané et adipeux et effectuez une hémostase.
      2. Séparez le muscle sternocéphale droit du tissu conjonctif et rétractez-le avec un écarteur Weitlaner pour faciliter l’exposition à l’EJV.
      3. Exposez et identifiez l’EJV, qui est latérale et plus profonde que l’ACC (Figure 1A).
      4. Utilisez deux pinces vasculaires bulldog pour arrêter le flux sanguin à l’intérieur du vaisseau pendant l’extraction du segment veineux.
      5. Isolez un segment de 15 à 20 mm de l’EJV pour obtenir la poche autologue.
      6. Lister les extrémités proximale et distale de l’EJV.
      7. Rincer le segment veineux extrait avec une solution saline héparinée (5 000 UI/L).
      8. Vérifiez l’intérieur de l’EJV excisé et sélectionnez un segment de 7 à 8 mm de long où aucune valve veineuse n’est présente.
      9. Façonnez ce segment en une poche en fermant une extrémité à l’aide d’une suture en polypropylène 7/0 (Figure 1B).
      10. Garder le sachet immergé dans une solution saline héparinée jusqu’à utilisation.
      11. Confirmez qu’il n’y a pas de saignement de l’EJV ligaturé.
    2. Sachet synthétique
      1. Découpez un segment de 1 cm de long dans une prothèse en PTFE (6 à 8 mm de diamètre, selon la taille anévrismale qui va être créée).
      2. Suturez une extrémité à l’aide d’une suture vasculaire en polypropylène 6/0. Scellez cette partie fermée de la prothèse avec de la colle vasculaire pour éviter les saignements de la ligne de suture.
      3. Stérilisez ce greffon synthétique avant la création d’un anévrisme chirurgical.
  3. Chirurgie de création d’anévrisme
    1. Pour exposer l’ACC, disséquez le tissu sous-cutané et adipeux et effectuez une hémostase.
    2. Séparez le muscle sternocéphale droit du tissu conjonctif environnant et rétractez-le à l’aide d’un écarteur Weitlaner pour faciliter l’exposition à l’ACC.
    3. Identifiez la DPA. Placez 2 boucles de vaisseau en silicium à l’extrémité crânienne et distale de l’ACC exposé (Figure 2A). Disséquez 5 cm de ce récipient en enlevant ses adventices à l’aide d’un dissecteur (figure 2B). Lors de cet accès chirurgical, veillez à ne pas blesser le nerf vague qui peut conduire au syndrome de Horner.
    4. Administrer localement des vasodilatateurs (comme 1 à 2 mL de nimodipine 10 mg/50 mL) pour prévenir les vasospasmes.
    5. Administrer de l’héparine par voie intraveineuse (150 UI/kg) 5 minutes avant le clampage transversal de l’ACC.
    6. Placez une pince vasculaire de bouledogue à la partie caudale disséquée de l’ACC et une autre pince vasculaire de bouledogue à 4-5 cm de distance de la partie crânienne du vaisseau (Figure 2C).
    7. À l’aide de microciseaux, effectuer une artériotomie elliptique de 8 mm dans l’ACC entre les deux pinces vasculaires du bouledogue (figure 2D).
    8. Utilisez une solution saline héparinée (5 000 UI/L) pour rincer le segment de l’ACC par voie intraluminique.
    9. Suturez la poche autologue ou synthétique à l’artériotomie elliptique à l’aide d’une suture courante en polypropylène 6/0 (Figure 3A,B). Rincer les pinces distales et proximales avant de terminer la suture de la poche.
    10. Protégez le vaisseau et les structures voisines avec une solution saline chaude et héparinée pendant la procédure microchirurgicale.
    11. Une fois que la prothèse ou le sac autologue est suturé à l’ACC, vérifiez qu’il n’y a pas de saignement (Figure 3C,D). Tout d’abord, retirez la pince vasculaire du bouledogue crânien, puis la pince caudale.
    12. Effectuez l’hémostase en appliquant une pression avec des écouvillons humides s’il y a un saignement de la ligne de suture. Si nécessaire, appliquez une traction sur les boucles des vaisseaux ou remplacez les pinces vasculaires du bouledogue et effectuez des points de suture hémostatiques au site de saignement. Si nécessaire, placez un morceau d’éponge de gélatine hémostatique autour de la prothèse.
    13. Inspectez le pouls CCA crânien jusqu’au sac anévrismal pour s’assurer que la perméabilité carotidienne correcte a été récupérée.
    14. Fermez l’incision chirurgicale par couches à l’aide de sutures résorbables 2/0 et la peau avec des points simples avec 0 sutures non résorbables.
    15. Administrer de la buprénorphine (10 μg/kg/12 h) par voie intramusculaire pendant les 24 premières heures et placer un timbre de libération transdermique de fentanyl (25 μg/h) après les interventions chirurgicales pour obtenir une analgésie postopératoire.
    16. Diminuer le sévoflurane inhalé et augmenter le débit de gaz frais (20 L/min) pour obtenir des conditions de récupération. Retirez la sonde endotrachéale lorsque les animaux respirent spontanément et que les paramètres physiologiques ont été récupérés, tels que la saturation en oxygène et la fréquence cardiaque.
      REMARQUE : Le gaz frais est un mélange d’O2 pur (100 %) et d’air médical (21 % O2). Enfin, la fraction d’oxygène inspiré est de 50 % à 45 % (FiO2 = 0,5-0,45).
    17. Ne laissez pas les animaux sans surveillance jusqu’à ce qu’ils aient repris une conscience suffisante pour maintenir une position couchée sternale.
    18. Gardez les animaux qui ont subi une intervention chirurgicale isolés des autres animaux jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis.

3. Test d’angiographie et phase postopératoire

  1. Attendez 24 à 48 h pour éviter d’endommager la ligne de suture.
  2. Anesthésie à nouveau l’animal comme décrit ci-dessus et rasez la région de l’aine. Préparez la zone avec de la povidone iodée et appliquez un drapé stérile.
  3. Accéder à une artère fémorale en utilisant la technique Seldinger modifiée avec une gaine d’introduction 6Fr.
  4. Insérez un cathéter de chasseur de têtes 5Fr à travers la gaine fémorale sur un fil-guide hydrophile de 0,035 po. Sous guidage fluoroscopique, avancez ce cathéter jusqu’à l’origine de l’ACC et retirez le fil-guide.
  5. Injectez un produit de contraste (acide amidotrizoïque dilué à 50 % avec une solution saline) à travers le cathéter du chasseur de têtes pour imager le modèle CCA avec anévrisme.
  6. Une fois que l’angiographie confirme la création correcte d’un modèle d’anévrisme, utilisez des modèles animaux pour la recherche ou pour l’entraînement aux procédures de traitement endovasculaire.
  7. Euthanasier les animaux lorsque les études ou les formations se terminent par une administration intraveineuse létale de chlorure de potassium (2 mmol/kg) sous anesthésie profonde.

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Résultats

La technique présentée a été utilisée à différentes fins, à savoir la recherche sur la cicatrisation de l’anévrisme post-enroulement et la formation aux techniques d’embolisation. Des poches veineuses ont été utilisées pour tester la cicatrisation différentielle en utilisant à la fois des bobines de platine et des bobines bioactives. Les poches ont été suturées comme décrit ci-dessus et, 24 h après la création du modèle, une angiographie a été obtenue pour documenter les dimensions et l’apparence des anévrismes. L’emboli...

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Discussion

Il existe différentes techniques pour créer des modèles animaux d’anévrisme en fonction de l’objectif de l’étude. Certains protocoles de modèles d’anévrisme incluent des interventions chirurgicales combinées à l’hypertension ou à l’induction du stress hémodynamique par l’administration d’angiotensine II, des néphrectomies ou un régime riche en sel, entre autres, car l’objectif principal de ces études est la recherche sur la rupture d’anévrisme. Cependant, dans la présente étude, ces cond...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

L’étude a été réalisée par l’ICTS 'NANBIOSIS', plus précisément par U-21 (Salles d’Opération Expérimentales), U-22 (Animalerie) et U-24 (Imagerie Médicale) du Centre de Chirurgie Mini-Invassive Jesús Usón (JUMISC). Ce travail a été financé par l’Instituto de Salud Carlos III (CB16/11/00494) et la Consejeria de Economía, Ciencia y Agenda Digital, Junta de Extremadura (GR21201), cofinancé par le Fonds européen de développement régional « Une manière de faire l’Europe ». Les auteurs remercient tout le travail effectué par les logiseurs, les techniciens expérimentaux et Joaquín González pour la prise de photos de l’intervention chirurgicale.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Acide acétylsalicyliqueSanofi700693500 mg comprimés
Acide amidotrizoïqueBayer Hispania914614.6Produit de contraste 76 %
Appareil d’anesthésieMaquet Clinical Care AB6677200Maquet Flow-i C20
Pince vasculaire BulldogDimeda12.092.077,5 cm
BuprénorphineRichter Pharma Ag5788160,3 mg/mL
ClopidogrelSandoz70400575 mg
comprimés Produit de contrasteBayer Hispania914614Urografin 36 %
DissectorDimeda12.421.0121 cm
Fentanyl MatrixKern Pharma664823Patch à libération transdermique 25 µ ; g/h
Équipement de fluoroscopiePhilips Medical SystemsVeradius Unity
Éponge de gélatine hémostatiqueTakeda Farmaceutica Españ ; a, SA324459Agent hémostatique résorbable. Espongostan
Cathéter de chasse de têteBoston ScientificRF*YB15110M5 Fr 100 cm
HéparineRovi641639Héparine 5 %
Fil-guide hydrophileTerumoRF*GA35153M0.035" 150 cm
Gaine d’introductionTerumoRS*B60N10MQ6 Fr 10 cm
KétamineRichter Pharma Ag580395100 mg/mL
KetorolacLaboratorios Normon, S.A.60307930 mg/mL
Micro-pincesS& TJFA-5b (1:1)Pince pour micro-porte-aiguilles
S& TCurved C-14 (Art nº ; 00088)Porte-aiguille pour microchirurgie
MicrociseauxS& TAdventitia SAS-15 R-8 (Art nº ; 00102)Ciseaux droits pour microchirurgie
Porte-aiguilleDimeda24.114.1212 cm
NimodipineBayer Hispania, S.L64196910 mg/50 mL
Povidone iodéeCV Medica193203Povidone iode solution (10 %)
PropofolOrion Corporation58847510 mg/mL
Prothèse en PTFEMaquetM00201501086B0Prothèse synthétique 6mm
RemifentanilLaboratorios Normon, S.A.6922952 mg
Manche de scalpelDimeda06.104.0013.5 cm
Ciseaux (Mayo)Dimeda07.164.1414.5 cm
Ciseaux  ; (Metzenbaum)Dimeda07.287.1515 cm
Lames chirurgicalesDimeda06.122.0022
Sutures : suture résorbableMedtronicGL-1232/0
Sutures : suture en poplypropylèneAragó ;378036/0 et 7/0
ÉcouvillonsTexpol1063.0120 x 20 cm
Pince à tissusDimeda10.102.11 /10.120.1111,5 cm
Colle vasculaireHistoacryl Braun 1050060Adhésif pour tissus
Boucles pour récipientsBraunB10952181,5 mm de diamètre
WeitlanerDimeda18.670.1414 cm

Références

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