Une équipe dédiée peut offrir aux patientes Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser la possibilité d’effectuer une stimulation ovarienne contrôlée et une cryoconservation ovocytaire au moment de la vaginoplastie laparoscopique.
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Article de méthode
Prélèvement d’ovocytes laparoscopiques et cryoconservation au cours de la vaginoplastie pour le traitement du syndrome de Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser
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Dans cet article
Résumé
Résumé
Chez les patientes atteintes du syndrome de Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser (MRKHS) qui doivent subir une vaginoplastie laparoscopique et qui souhaitent une maternité biologique, nous proposons qu’un prélèvement concomitant d’ovocytes par laparoscopie pour la cryoconservation soit effectué. Le prélèvement d’ovocytes est poursuivi au début de la laparoscopie. Des trocarts droit et gauche de 5 mm sont positionnés, à travers lesquels une aiguille d’aspiration d’ovule de 17 G est utilisée pour la ponction des ovaires droit et gauche, respectivement. Pour faciliter l’exposition des follicules, les ovaires sont mobilisés et maintenus avec des pinces laparoscopiques.
Lors de l’aspiration de plusieurs follicules proches les uns des autres, la pointe de l’aiguille est retenue dans l’ovaire pour réduire le nombre de fois que le cortex ovarien est transpercé et en raison du risque inhérent de saignement. Les étapes suivantes sont inchangées par rapport à la technique modifiée laparoscopique de Davydov pour la vaginoplastie. Avant la chirurgie, une stimulation ovarienne contrôlée est réalisée avec un protocole d’antagoniste de l’hormone de libération de l’hormone gonadotrophine (Gn-RH), et la procédure concomitante de prélèvement d’ovocytes et de vaginoplastie est prévue 36 heures après le déclencheur final de la maturation folliculaire. Le liquide folliculaire est recueilli dans les mêmes tubes stériles de 10 ml utilisés lors du prélèvement transvaginal d’ovocytes et transféré dans un bloc chauffant (37 °C) au laboratoire de reproduction assistée, où les ovocytes matures (métaphase II) sont vitrifiés.
Dans ce cas, une série de 23 femmes atteintes de MRKH, les ovocytes ont été prélevés avec succès et cryoconservés chez tous les patients; La vaginoplastie a ensuite été réalisée sans modifications, et les soins postopératoires hospitaliers et ambulatoires (jour du retrait du cathéter urinaire, jour de sortie de l’hôpital, utilisation du dilatateur et confort lors du suivi) n’ont pas été affectés. Une complication postopératoire est survenue chez un patient (fièvre se développant le jour 5 après la chirurgie et détection de liquide intrapéritonéal à l’échographie transabdominale) et résolue après un traitement conservateur. Plutôt que d’effectuer une vaginoplastie chirurgicale et de retarder le prélèvement d’ovocytes chez les patientes atteintes de MRKH, cette approche combine les deux procédures en une seule laparoscopie, minimisant ainsi le caractère invasif chirurgical et les risques anesthésiques.
Introduction
Avec une incidence d’environ 1 femme sur 4 à 10 000, MRKHS est la cause de 15% des cas d’aménorrhée primaire. MRKHS se caractérise par l’absence congénitale du segment supérieur du vagin et de l’utérus, tandis que les anomalies des voies urinaires et du squelette sont associées de manière variable. Plus précisément, une voûte vaginale d’une profondeur de 1 à 2 cm est généralement présente et deux cornes utérines rudimentaires peuvent être trouvées1.
Dans le passé, l’intérêt médical principal de MRKHS était de permettre des rapports sexuels normaux, ce qui nécessite généralement la construction d’un néovagin par des approches non chirurgicales ou chirurgicales2. Cependant, les progrès de la médecine de la reproduction permettent actuellement la maternité génétique chez les patientes MRKHS, soit par maternité de substitution3,4 ou, plus récemment, par transplantation utérine5. Bien que la transplantation d’utérus soit encore une procédure expérimentale, la maternité de substitution est disponible dans de nombreux pays du monde6, et les résultats obstétricaux et psychosociaux rapportés sont comparables à ceux de la fécondation in vitro standard et du don d’ovocytes7.
La maternité de substitution et la transplantation d’utérus nécessitent la récupération d’ovocytes et la fécondation in vitro, mais il n’existe aucun consensus sur la façon d’effectuer la collecte d’ovules chez les patientes atteintes de MRKHS. Une approche transvaginale peut être irréalisable en raison d’une élasticité vaginale insuffisante8 même après une vaginoplastie, d’une localisation atypique des ovaires9, ou d’une distance excessive entre les ovaires et la coiffe vaginale 4,10. Dans ces cas, le prélèvement d’ovocytes par laparoscopie représente l’approche optimale en termes d’accès chirurgical. Cependant, comme la plupart des patients atteints de MRKHS subissent actuellement une néovaginoplastie laparoscopique, nous suggérons d’effectuer un prélèvement d’ovocytes par laparoscopie au moment de la chirurgie pour la vaginoplastie11, suivi d’une cryoconservation des ovocytes pour une utilisation future, minimisant ainsi le caractère invasif tout en combinant le traitement de la fonction sexuelle et reproductive des patients MRKHS.
Données démographiques des patients
Vingt-trois patients atteints de MRKH ont subi un traitement avec ce protocole jusqu’à présent. Les résultats anamnestiques, instrumentaux et de laboratoire des patients sont résumés dans le tableau 1. À moins d’indication contraire dans le tableau 1, aucune anomalie congénitale associée n’a été observée.
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Protocole
Le comité d’éthique local du centre de référence tertiaire pour MRKHS (IRCCS San Raffaele University Hospital, Milan, Italie) a été informé et approuvé le protocole avant sa mise en œuvre en juillet 2017. Tous les patients ou tuteurs ont donné leur consentement éclairé signé pour le prélèvement et la cryoconservation des ovocytes par laparoscopie pendant la vaginoplastie et pour l’utilisation de données cliniques / de laboratoire anonymisées à des fins scientifiques.
1. Composition de l’équipe
- Désignez une équipe dédiée, composée d’un chirurgien laparoscopique expérimenté, d’un chirurgien vaginal expérimenté, d’un expert en infertilité, d’un psychologue dédié et d’une infirmière engagée.
- Assister le patient en équipe pendant toute la configuration et l’exécution de la procédure.
2. Bilan diagnostique et conseils
- Effectuer une échographie pelvienne et abdominale transabdominale sur le patient pour la visualisation des ovaires et l’estimation du nombre de follicules antraux (AFC). Évaluer les taux sanguins d’hormone anti-müllérienne (AMH) afin d’optimiser la dose initiale de gonadotrophine pour une stimulation ovarienne contrôlée. Effectuer des tests sérologiques pour les maladies infectieuses (VIH-Ab, VHC-Ab, HBV-Ab, RPR-TPHA) selon les protocoles nationaux / locaux pour la cryoconservation des tissus / gamètes.
- Conseiller la patiente sur les aspects sexuels et reproductifs du MRKHS, y compris la vaginoplastie non chirurgicale et chirurgicale, les coûts et la législation liés à la maternité de substitution, la perspective de la transplantation utérine dans le contexte d’un programme expérimental, les différentes approches disponibles pour le prélèvement d’ovocytes et la performance de la cryoconservation des ovocytes en termes de taux de naissances vivantes.
- Offrez à la patiente une évaluation psychologique pour la soutenir tout au long de la procédure et évaluez la stabilité émotionnelle et l’engagement et le désir de maternité future. Obtenir un consentement éclairé signé pour le prélèvement d’ovocytes laparoscopiques concomitants, la cryoconservation des gamètes et la vaginoplastie laparoscopique. Dans le cas d’un patient mineur, effectuer les évaluations cliniques en présence des parents qui signent également le consentement éclairé du parent.
3. Planification de l’intervention chirurgicale et de la stimulation ovarienne contrôlée
- Planifier la procédure de prélèvement d’ovocytes laparoscopique concomitante, de cryoconservation des gamètes et de vaginoplastie laparoscopique, en tenant compte de la disponibilité de l’équipe clinique (voir ci-dessus) ainsi que de celle du personnel de laboratoire effectuant la vitrification des ovocytes.
- Commencez la stimulation ovarienne contrôlée (COS) le jour -14 à partir du jour de la chirurgie, en tenant compte d’une durée prévue de COS de n = 12 jours et des 36 heures nécessaires entre le déclenchement de l’ovulation et le prélèvement des ovocytes et la vitrification.
- Dans le cas où le COS nécessite une durée différente de celle prévue, reprogrammez la chirurgie en conséquence.
4. Stimulation ovarienne contrôlée : dose initiale, ajustements posologiques et surveillance, déclenchement de la maturation ovocytaire finale
- Commencez COS dans n’importe quelle phase du cycle ovarien, comme cela se fait couramment dans le contexte des protocoles de « démarrage aléatoire » pour la préservation de la fertilité.
- Choisissez la dose initiale d’hormone folliculo-stimulante (FSH)/gonadotrophine ménopausique humaine (hMG) en fonction de l’AFC et de l’AMH du patient, et demandez à la patiente de continuer à s’auto-administrer quotidiennement des injections sous-cutanées. Effectuer par la suite des ajustements posologiques individualisés en fonction de la réponse ovarienne.
- Surveiller la réponse ovarienne par échographie transabdominale en série et mesures concomitantes de E2 et P (jour 1, jour 6, jour 8, jour 10 et jour 12).
- Déclencher la maturation finale des ovocytes par administration sous-cutanée de 0,2 mL d’un analogue de la Gn-RH (triptoréline).
5. Procédure clinique (laparoscopie): prélèvement d’ovocytes
- Placez le patient en position de lithotomie dorsale modifiée, ce qui permet un excellent accès simultané à l’abdomen et au périnée. Induire une anesthésie générale et administrer 2 g de céfazoline par voie intraveineuse selon la prophylaxie antibiotique peropératoire de routine. Placez un cathéter de Foley intravésical.
- Établir un pneumopéritoine avec une aiguille Veress péri-ombilicale, positionner un trocart ombilical de 10 mm pour l’insertion du laparoscope et deux trocarts de 5 mm dans les quadrants supérieur droit et gauche. Sous vision laparoscopique, utilisez une aiguille à lumière unique de 17 G reliée à une pompe d’aspiration, comme couramment utilisé pour le prélèvement transvaginal, à travers les trocarts droit et gauche pour la ponction de l’ovaire droit et gauche, respectivement.
- Soulevez et maintenez les ovaires avec une pince laparoscopique pour faciliter l’exposition des follicules. Lorsque vous aspirez plusieurs follicules proches les uns des autres, retenez la pointe de l’aiguille dans l’ovaire pour réduire le nombre de fois que le cortex ovarien est transpercé et le risque inhérent de saignement.
6. Procédure clinique (laparoscopie): vaginoplastie
NOTE: Les étapes de vaginoplastie restent inchangées par rapport à la technique modifiée laparoscopique de Davydov12.
- Disséquer le péritoine en soulevant et en incisant le brin péritonéal transversalement entre les deux cornes utérines rudimentaires, puis en étendant l’incision antérieurement, latéralement et postérieurement.
- Commencer une suture à cordon coulissant en monofilament synthétique absorbable (PDS) polydioxanone 2-0 dans chaque hémibassin, à partir du péritoine mobilisé au-dessus de la vessie, avec transfixion consécutive du ligament rond, de l’isthme tubaire, du ligament utérovarien et de la feuille péritonéale latérale. Ensuite, inclure dans les deux sutures la face latérale du mésorectum et la face antérieure de la séreuse rectale, immédiatement en dessous de la jonction rectosigmoïde.
- Exposer la fossette vaginale sur l’approche périnéale et effectuer une incision en forme de H, et créer un espace néovaginal par dissection nette et émoussée de l’espace vésico-rectal. Ensuite, tirez vers le bas les marges péritonéales disséquées jusqu’au bord du vestibulum vaginal. Sutures interrompues en position dans PDS 3-0 pour l’anastomose péritonéale-vestibulaire. Enfin, placez une gaze enduite de paraffine dans le néovagin recouvert de péritoine.
7. Laboratoire de FIV : la veille du prélèvement d’ovocytes
- Préparer 2 à 5 tubes à fond rond contenant 9 ml de milieu Quinn’s Advantage avec HEPES (supplémenté en albumine sérique humaine à 5 % [HSA]) selon le nombre de follicules attendus et les incuber pendant une nuit à 37 °C.
- Préparer un ou deux plats à 4 puits avec 0,5 mL/puits de milieu fertilisant (complété par 5 % HSA), recouverts de 0,5 mL d’huile minérale pour la culture embryonnaire et l’incuber pendant la nuit à 37 °C dans une atmosphère contrôlée (6 % CO2, 5 %O2).
- Préparer un plat contenant 9 gouttes (30 μL) de milieu de culture unique continue (CSCM) (complété par un supplément de substitut de sérum à 10 % [SSS]) recouvert de 6 mL d’huile minérale. Incuber pendant une nuit à 37 °C en atmosphère contrôlée (6% CO2, 5%O2).
8. Laboratoire de FIV: procédure de prélèvement d’ovocytes
- Préparer une solution de milieu Avantage de Quinn avec HEPES (complétée par 5% HSA) avec de l’héparine à une concentration finale de 10 UI / mL dans laquelle des aspirations folliculaires seront recueillies.
- Comme pour le prélèvement transvaginal systématique d’ovocytes 13, recueillir les aspirations folliculaires dans des tubes à fond rond de 10 ml, les garder au chaud (37 °C) dans un incubateur portatif et les transporter immédiatement au laboratoire d’embryologie, avec un temps de transportd’environ 10 minutes.
- Examiner le liquide folliculaire dans une boîte de Petri stérile préchauffée de 90 mm pour identifier les complexes cumulus-ovocytes (COC). Une fois qu’un COC est détecté, rincez-le dans un plat central rempli de 1 ml de milieu Quinn’s Advantage préchauffé avec HEPES (complété par 5% HSA).
- Au fur et à mesure que tous les COC sont collectés, placez-les dans le plat à 4 puits contenant le milieu de fertilisation et étiquetez le couvercle et le fond avec des données relatives à l’identité du patient.
- Incuber à 37 °C en atmosphère contrôlée (6% CO2, 5%O2).
- S’assurer qu’une double vérification de la procédure est effectuée par un deuxième membre du personnel du laboratoire.
9. Dénudation des ovocytes
- Effectuer l’élimination des cumulus / cellules corona dans les 38 heures suivant le déclenchement de l’ovulation.
- Préparer une solution de Quinn’s Advantage Medium avec HEPES (supplémentée avec 5% HSA) avec Hyaluronidase à une concentration finale de 10 UI/mL.
- Préparer un plat central contenant 1 mL de milieu Quinn’s Advantage préchauffé avec HEPES (complété par 5 % de HSA) contenant de la hyaluronidase et un autre avec 1 mL de milieu tamponné HEPES préchauffé (complété par 5 % HSA).
- Étiquetez les boîtes de dénudation des ovocytes avec les données d’identification du patient.
- Placer les COC dans le puits central contenant l’enzyme pour disperser les cellules du cumulus avec une pipette Pasteur en verre, en pipetant doucement la solution contenant les COC de haut en bas pendant 30 s maximum.
- Déplacez les ovocytes vers le deuxième plat central contenant uniquement un milieu tamponné HEPES, en veillant à déplacer une quantité minimale de l’enzyme.
- Retirez les cellules corona restantes à l’aide de pipettes de dénudage dont le diamètre intérieur est décroissant (170-140 μm).
- Évaluer le stade de maturation des ovocytes, en séparant les ovocytes de métaphase II (MII), caractérisés par l’extrusion du premier corps polaire, des ovocytes de métaphase I (IM) et des vésicules germinales (GV).
- Transférer les ovocytes MII dans une boîte de Petri de culture FIV de 60 mm contenant neuf gouttes (30 μL) de milieu de culture unique continue (CSCM) (complétée par un supplément de substitut sérique à 10% [SSS]) recouverte de 6 mL d’huile minérale.
- Incuber à 37 °C en atmosphère contrôlée (6% CO2, 5%O2).
10. Vitrification ovocytaire
- Effectuer la vitrification des ovocytes MII immédiatement après la dénudation des ovocytes, en suivant le protocole fourni par le fabricant du kit de vitrification.
- Porter à température ambiante (25-27 °C) : la solution d’équilibration (ES), la solution de vitrification (VS) et la solution de lavage (WS), près de 30 min avant l’intervention.
REMARQUE: Comme indiqué par les fabricants, ES contient 7,5% de DMSO, 7,5% d’éthylène glycol, 20% de supplément de sérum de dextrane (DSS), Gentamicine dans un milieu tamponné M-199 HEPES; VS contient 15% de DMSO, 15% d’éthylène glycol, 0,5 M de saccharose, 20% de DSS, de gentamicine dans un milieu tamponné M-199 HEPES, et WS contient 20% de DSS, de gentamicine dans un milieu tamponné M-199 HEPES. - Pour un cryodispositif, utilisez Cryotop constitué d’une fine bande de film transparent fixée à une poignée en plastique.
- Étiquetez les cryodispositifs avec le nom de la patiente, sa date de naissance, son identifiant, sa date de cryoconservation et le nombre d’ovocytes chargés sur un seul dispositif.
- Étiquetez le plat de vitrification avec le nom et l’ID du patient.
- Assurez-vous qu’un opérateur témoin vérifie les données correctes du patient sur les cryodispositifs et la parabole.
- Remplissez une boîte de refroidissement jusqu’au sommet avec de l’azote liquide frais et couvrez jusqu’à utilisation pour minimiser la dispersion et l’évaporation.
- Utilisez une pipette décapante d’un diamètre intérieur de 170 μm pour éviter d’endommager les ovocytes pendant la manipulation.
- Agiter délicatement chaque flacon de ES, VS et WS pour mélanger le contenu avant utilisation.
- Préparer le couvercle d’une boîte de Petri de 60 mm avec une goutte de 50 μL de WS1 (Figure 1A).
- Placez les gouttes juste avant utilisation pour limiter l’évaporation du milieu.
- Prenez le plat d’ovocytes de l’incubateur et transférez les ovocytes MII (jusqu’à 3 à la fois) avec un volume minimal de milieu de la boîte de culture dans les 50 μL de WS.
- Distribuer 50 μL de gouttes de WS2, ES1 et ES2 à proximité immédiate et transférer les ovocytes de la goutte WS1 à la goutte WS2 (Figure 1B).
- Fusionner la goutte de ES1 à WS2 et attendre 2 min pour le mélange spontané des deux solutions.
- Ensuite, fusionnez la goutte de ES2 aux gouttes précédemment fusionnées et laissez reposer 2 minutes supplémentaires.
- Enfin, fusionnez une nouvelle goutte de 100 μL d’ES3 aux gouttes précédemment fusionnées et laissez reposer 1 minute supplémentaire.
- Placez les ovocytes dans une goutte de 100 μL d’ES4 pendant 10 min (Figure 1C).
- Distribuer deux gouttes de 50 μL de VS et une de 100 μL de VS (figure 1D).
- Déplacez les ovocytes séquentiellement dans les trois gouttes de VS pendant 60 s afin que les ovocytes restent dans chaque goutte pendant ~20 s.
- Lorsqu’il reste environ 10 s avant la fin des 60 s d’incubation, placer le cryodispositif au microscope.
- Transportez les ovocytes à l’extrémité de la pipette et placez-les sur le cryodispositif avec la quantité minimale de VS.
- Aspirer l’excès de VS, laissant les ovocytes recouverts d’une fine couche de VS.
- Plongez le cryodispositif directement dans l’azote liquide et déplacez-le rapidement. Gardez l’appareil dans de l’azote liquide et recouvrez-le avec le couvercle de protection.
- Entreposer le cryodispositif dans un système de stockage (p. ex., visiotube) et le placer dans le réservoir cryogénique. Consigner les données de cryoconservation dans la base de données et la feuille du laboratoire.
11. Soins postopératoires aux patients hospitalisés
- Retirez le cathéter urinaire et la gaze vaginale recouverte de paraffine 48 h après la chirurgie.
- Explorez numériquement le néovagin des patientes après le retrait et expliquez à la patiente comment effectuer l’exploration numérique. Ensuite, enduisez un moule vaginal (9 cm de longueur et 2 cm de diamètre) de gel œstrogène (pour favoriser l’épithélialisation) et expliquez à la patiente comment insérer et maintenir la moisissure.
- À partir du jour 3 après la chirurgie et chaque jour suivant, expliquez au patient comment positionner le moule et le maintenir en place pendant au moins 2 heures par jour.
- Si aucune complication ne survient, donner congé au patient le jour 5-6 après la chirurgie.
12. Soins postopératoires ambulatoires
- Expliquez à la patiente comment effectuer une dilatation néovaginale pendant 2 mois avec le même moule (9 cm de longueur et 2 cm de diamètre) utilisé pendant le séjour à l’hôpital, puis un plus grand (11 cm de longueur et 2,5 cm de diamètre).
- Après la visite de 3 mois, permettez à la patiente de commencer une activité sexuelle et informez-la de continuer à utiliser les moules les jours où il n’y a pas de rapports sexuels.
13. Suivi
- Planifiez des visites de suivi 1, 3, 6 et 12 mois après l’intervention.
- À chaque visite de suivi, évaluez l’observance des exercices de dilatation et demandez à la patiente si elle a éprouvé une limitation de ses activités quotidiennes, de la douleur, des symptômes urinaires ou un dysfonctionnement sexuel (à compter de la visite après le troisième mois après la chirurgie). Effectuer un examen gynécologique à chaque visite de suivi pour mesurer la largeur, la longueur, la suspension et la mobilité vaginales des annexes.
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Résultats
Le tableau 2 comprend les données de stimulation ovarienne des patientes, tandis que les principaux résultats chirurgicaux et fonctionnels sont décrits dans le tableau 3. Les procédures laparoscopiques concomitantes de prélèvement d’ovocytes et de vaginoplastie ont été combinées avec succès chez toutes les patientes. En moyenne, 11,4 ± 5,4 ovocytes (moyenne ± écart-type) ont été prélevés et 9,6 ± 4,3 ovocytes MII ont été cryoconservés (tableau 3). Dans notre expérience d...
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Discussion
Ce protocole réduit le caractère invasif dans le traitement du MRKHS en combinant les procédures de vaginoplastie et de prélèvement d’ovocytes. À cette fin, il est essentiel qu’une équipe dédiée soit désignée pour s’assurer que le moment de la COS, de l’intervention chirurgicale et de la vitrification ovocytaire est planifié efficacement.
Les patients atteints de MRKHS pour lesquels cette méthode laparoscopique combinée devrait être la plus bénéfique sont ceux chez qui un prélèvement transvagi...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Aucun financement spécifique n’a été reçu pour ce travail.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Procédure de prélèvement d’ovocytes | |||
| Equipment | |||
| CO2 O2 Incubateur | Sanyo | ||
| Incubateur | Thermo Scientific | ||
| Hotte à flux laminaire | Cooper Surgical | ||
| Incubateur portable | Cooper Surgical | ||
| Stereomicroscope | Nikon | ||
| Conssommables | |||
| 14 mL Tube à fond rond en polystyrène | Falcon | 352057 | |
| 60 mm Boîte de Pétri | Nunc | FA9150270 | |
| 90 mm Pétri Plat | Nunc | FA9150360 | |
| Sérum Humain Albumine 100 mg/ml dans une solution saline normale (5 %) | Origio | 3001 | |
| Huile minérale pour culture embryonnaire | Origio | 4008 | |
| One Well Dish | Oosafe | OOPW-CW05 | |
| Quinn' s Avantage Milieu de fertilisation SAGE | Origio | 1020 | |
| Quinn' s Advantage medium avec HEPES | Origio | 1024 | |
| pasteur en verre stérile | |||
| Dénudation des ovocytes | |||
| Équipement | |||
| CO2 O2 Incubateur | Sanyo | ||
| Flexipet Poignée réglable set | Cook | G18674 | |
| Incubateur | Thermo Scientific | ||
| Hotte à flux laminaire | Cooper Stéréomicroscope chirurgical | ||
| Nikon | |||
| Consommables | |||
| Plat à 4 puits | Nunc | 144444 | |
| CSCM (Continuos single culture) medium | Fujifilm irvine Scientific | 90165 | |
| Albumine humaine 100 mg/mL dans une solution saline normale (5 %) | Origio | 3001 | |
| Hyaluronidase | Fujifilm Irvine Scientific | 90101 | |
| Culture FIV 60 mm boîte de Pétri | Nunc | FA9150270 | |
| Huile minérale pour culture d’embryons | Origio | 4008 | |
| One Well Dish | Oosafe | OOPW-CW05 | |
| Quinn' s Advantage medium avec HEPES | Origio | 1024 | |
| Supplément de substitution de sérum | Fujifilm irvine Scientific | 99193 | |
| Pipettes pasteur stériles en verre | |||
| de pipette (140 &mu ; m) | Cook | K-FPIP-1140-10BS-5 | |
| Dénudage des pointes de pipette (170 &mu ; m) | Cuisinier | K-FPIP-1170-10BS-5 | |
| Vitrification des ovocytes | |||
| 35 mm Boîte de Pétri | NUNC | 150255 | |
| 60 mm Boîte de Pétri | NUNC | 150270 | |
| Boîte de Pétri 90 mm | NUNC | 150360 | |
| Récipient pour grille de refroidissement | Kitazato | ||
| Cryodevice/cryotop | Kitazato | 81111 | |
| Minuterie | |||
| Flexipet | COOK | K- 1000 | |
| Gilson Pipetman | Gilson | F123601 | |
| Lab Printer LabXpert | Brady | XSL-86-461 | |
| Embouts 20-200 µ ; L | Thermo Scientific | 2160G | |
| Embouts 2-20 & micro ; L | Thermo Scientific | 2139-HR | |
| Visotubes | Cryo Bio System | 20 | |
| Kit de congélation de vitrification | Fujifilm Irvine Scientific | 90133-SO | |
| Kit de décongélation | de vitrification Fujifilm Irvine Scientific | 90137-SO |
Références
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