Utilisation de la tranche pulmonaire coupée avec précision pour étudier la régulation contractile des voies respiratoires et du muscle lisse artériel intrapulmonaire

La cellule musculaire lisse (SMC) est un type de cellule structurelle majeur dans le poumon, résidant principalement dans la paroi médiale des voies respiratoires et des vaisseaux pulmonaires. Les SMC se contractent pour modifier le calibre luminal, régulant ainsi le flux d’air et de sang ^1,2. Par conséquent, la régulation contractile des SMC est essentielle pour maintenir l’homéostasie de la ventilation de l’air et de la circulation pulmonaire. En revanche, la contractilité aberrante du SMC provoque des maladies vasculaires obstructives ou pulmonaires comme l’asthme et l’hypertension artérielle pulmonaire. Cependant, l’évaluation fonctionnelle des SMC pulmonaires a été remise en question par un accès limité au tissu pulmonaire, en particulier aux petites voies respiratoires et aux microvaisseaux dans la partie distale du poumon ^2,3. Les solutions actuelles ont recours à des tests indirects, tels que la mesure de la résistance au flux d’air par Flexivent pour refléter la constriction des voies respiratoires et la vérification de la pression artérielle pulmonaire par cathétérisme cardiaque droit pour évaluer la vasocontraction pulmonaire ^4,5. Cependant, ces essais indirects présentent de multiples inconvénients, tels que le fait d’être confondus par des facteurs structurels, de ne pas capturer la diversité spatiale des réponses vasculaires ou vasculaires dans l’ensemble de ^{l’échelle pulmonaire 6,7} et de ne pas convenir à l’étude mécaniste de la régulation contractile au niveau cellulaire. Par conséquent, des approches alternatives utilisant des cellules primaires isolées,^des bandes musculaires trachées/ bronchiques ^8,9 ou de grands segments vasculaires¹⁰ ont été appliquées pour l’étude SMC in vitro. Néanmoins, ces méthodes ont également des limites. Par exemple, une adaptation phénotypique rapide des SMC primaires dans la condition de culture^11,12 rend problématique l’extrapolation des résultats de la culture cellulaire aux contextes in vivo. De plus, le phénotype contractile des SMC dans les voies respiratoires proximales isolées ou les segments vasculaires peut ne pas représenter les SMC dans le poumon distal ^6,7. De plus, la mesure de la force musculaire au niveau tissulaire reste dissociée des événements moléculaires et cellulaires qui sont essentiels pour la compréhension mécaniste de la régulation contractile.

La tranche pulmonaire coupée avec précision (PCLS), une section de tissu pulmonaire vivant, fournit un outil ex vivo idéal pour caractériser les SMC pulmonaires dans un microenvironnement quasi in vivo (c.-à-d. architecture et interaction multicellulaires préservées)¹³. Depuis que les Drs Placke et Fisher ont introduit pour la première fois la préparation de tranches pulmonaires à partir de poumons de rat et de hamster gonflés à l’agarose dans les années 1980 ^14,15, cette technique a été continuellement avancée pour fournir aux PCLS une qualité supérieure et une plus grande polyvalence pour la recherche biomédicale. Une amélioration significative est l’amélioration de la préservation artérielle pulmonaire par perfusion de gélatine en plus de l’inflation pulmonaire avec l’agarose via la trachée. En conséquence, les artères respiratoires et pulmonaires sont maintenues intactes dans le PCLS pour l’évaluation ex vivo ¹⁶. De plus, le PCLS est viable pendant une période prolongée en culture. Par exemple, les PCLS de souris n’ont eu aucun changement significatif dans la viabilité cellulaire et le métabolisme pendant au moins 12 jours en culture, ainsi que, ils ont conservé la contractilité des voies respiratoires jusqu’à 7 jours¹⁷. En outre, PCLS conserve des voies respiratoires ou des vaisseaux de différentes tailles pour les tests de contraction et de relaxation. De plus, la signalisation intracellulaire Ca²⁺ des SMC, le facteur déterminant de la contractilité cellulaire, peut être dosée avec des colorants rapporteurs Ca²⁺ imagés par un microscope confocal ou à 2 photons¹³.

Compte tenu de l’application étendue du modèle murin dans la recherche pulmonaire, un protocole détaillé est décrit ici pour préparer le PCLS de souris avec des voies respiratoires et des artères intrapulmonaires intactes pour la recherche pulmonaire ex vivo . À l’aide des LPC préparés, nous avons ensuite démontré comment évaluer les réponses artérielles et pulmonaires aux stimuli constrictifs ou relaxants. En outre, la méthode de chargement du PCLS avec un colorant rapporteur Ca²⁺ , puis l’imagerie de la signalisation Ca²⁺ des SMC associés à des réponses contractiles ou relaxantes sont également décrites.

Tous les soins aux animaux étaient conformes aux directives de l’Institutional Animal Care and Use Committee du Massachusetts General Hospital. Des souris mâles de type sauvage C57/B6, âgées de 8 semaines, ont été utilisées pour la présente étude.

1. Préparation expérimentale

1. Préparez la solution de travail.
   1. Préparez 1x solution saline équilibrée de Hank (HBSS, avec Ca²⁺ et Mg²⁺, et pH équilibré avec 20 mM HEPES, voir Tableau des matériaux). Utilisez la solution HBSS pour préparer et traiter le PCLS. Gardez la solution HBSS froide sur la glace lors de la préparation des PCLS.
2. Préparer le milieu de culture du PCLS en complétant le milieu Eagle modifié de Dulbecco et le F-12 (DMEM-F12) avec un agent antibiotique-antimycotique (rapport volumique 1:100, voir tableau des matériaux).
3. Préparer une solution d’agarose à 1,5 % et une solution de gélatine à 6 %.
   1. Mélanger séparément l’agarose ou la poudre de gélatine à faible point de fusion (LMP) avec la solution HBSS séparément dans des tubes centrifuges stériles de 15 mL (ou des tubes de 50 mL si le volume de la solution >10 mL) jusqu’aux concentrations finales.
      REMARQUE: Volume total de la solution d’agarose = 5 mL/souris x nombre de souris; solution de gélatine = 2 mL/souris x nombre de souris.
   2. Chauffer les tubes de solution dans de l’eau bouillante jusqu’à ce que la poudre se dissout complètement. Conservez les solutions d’agarose et de gélatine dans un bain-marie à 42 °C.
      REMARQUE: Une lampe chauffante à la table de dissection peut être utile pour garder l’environnement d’exploitation au chaud et empêcher la solution d’agarose de se solidifier avant d’être injectée dans le poumon de la souris.
4. Immergez tous les outils de dissection, y compris une paire de ciseaux à dissection, deux paires de pinces à micro-dissection incurvées et une paire de pinces hémostatiques dans une solution d’éthanol à 70% pendant au moins 20 min pour la stérilisation.
5. Gardez un vibratome prêt (voir tableau des matériaux) pour sectionner le tissu pulmonaire en fines tranches.
6. Conservez un microscope à contraste de phase inversé avec une caméra CCD pour évaluer les réponses contractiles des voies respiratoires ou vasculaires et un microscope confocal à balayage laser construit sur mesure (voir tableau des matériaux) pour évaluer la signalisation Ca²⁺ dans les SMC pulmonaires¹⁸.

2. Gonflage des poumons de souris avec une solution d’agarose et de gélatine

1. Euthanasier la souris.
   1. Placez la souris dans une chambre en plastique (environ 750 cm³) avec 5% d’isoflurane. Gardez la souris dans la chambre jusqu’à ce qu’elle cesse de respirer pendant au moins 1 min.
      REMARQUE: D’autres méthodes d’euthanasie primaires, telles que l’injection intrapéritonéale de kétamine (240 mg / Kg) et de xylazine (32 mg / Kg) ¹⁹ ou de pentobarbital (0,3 mL) ²⁰, peuvent être appliquées comme alternatives à l’isoflurane inhalé.
   2. Placez le corps de la souris sur une planche de dissection en position couchée. Fixez le corps en position en épinglant la queue, les pattes avant et la tête avec des aiguilles de seringue de 25 G, et désinfectez le corps avec un spray à éthanol à 70%.
   3. Coupez l’abdomen de la souris avec des ciseaux chirurgicaux (incision, ~ 2 cm de long x 2 cm de large). Ensuite, coupez l’aorte abdominale pour épuiser le volume sanguin.
2. Gonflez les lobes pulmonaires en suivant les étapes ci-dessous.
   1. Ouvrez soigneusement la cavité thoracique le long du sternum et de la cage thoracique inférieure bilatérale au-dessus du diaphragme, et observez les lobes pulmonaires s’effondrer lorsque la cavité thoracique s’ouvre.
   2. Retirez une partie des cages thoraciques ventrales bilatérales pour exposer le cœur. Évitez les lésions pulmonaires en pointant la pointe de ciseaux pointue loin du tissu pulmonaire.
   3. Utilisez une pince pour séparer le thymus et les tissus mous dans le cou de la souris afin d’exposer la trachée.
   4. Couper un petit trou (1,2 mm de diamètre) dans l’extrémité supérieure de la trachée permettant le passage de l’extrémité d’un cathéter IV en forme de Y de 20 G (voir Tableau des matériaux).
   5. Connectez un orifice adaptateur du cathéter en forme de Y avec une seringue de 3 mL préremplie avec 0,5 mL d’air, et l’autre orifice avec une seringue de 3 mL préremplie avec 2 mL de solution chaude d’agarose à 1,5 % (42 °C).
   6. Injecter une solution d’agarose pour remplir le cathéter, puis pousser le cathéter à travers l’ouverture prédécoupée dans la trachée sur une longueur de 5 à 8 mm.
   7. Injecter lentement la solution d’agarose à environ 1 mL/5 s. Le poumon se dilatera le long de l’axe proximal-distal. Arrêter l’injection lorsque le bord de chaque lobe pulmonaire est gonflé.
      REMARQUE: Ne gonflez pas trop le poumon, car cela pourrait le rompre. Le volume de la solution d’agarose pour gonfler tout le poumon d’une souris jeune adulte est d’environ 1,3 ± 0,1 mL.
   8. Injecter 0,2 à 0,3 mL d’air de l’autre seringue pour pousser l’agarose résiduelle dans le cathéter et les voies respiratoires conductrices vers l’espace des alvéoles distales.
   9. Coupez la trachée avec une paire de pinces hémostatiques incurvées (voir Tableau des matériaux).
3. Remplissez le système vasculaire pulmonaire.
   1. Remplissez une seringue de 1 mL avec de la gélatine chaude de 6 %. Connectez-vous à un cathéter veineux du cuir chevelu à aiguille, remplissez le cathéter avec une solution de gélatine, puis perforez le ventricule droit près de la paroi inférieure avec l’aiguille.
   2. Poussez l’aiguille dans le ventricule droit sur une longueur de 2 à 3 mm et pointez la pointe de l’aiguille vers l’artère pulmonaire principale.
   3. Injecter lentement 0,2 mL de solution de gélatine dans le ventricule droit et les vaisseaux artériels pulmonaires.
      REMARQUE: Les lobes pulmonaires apparaissent légèrement plus pâles avec un gonflage approprié de la gélatine.
   4. Gardez l’aiguille en place pendant 5 minutes après l’injection, refroidissez les lobes pulmonaires en versant une solution HBSS glacée sur le cœur et les poumons, puis placez le corps avec la dissection dans un réfrigérateur à 4 °C ou sur de la glace pendant un total de 10 min.
   5. Retirez le poumon et le cœur de la souris des tissus conjonctifs environnants avec des ciseaux. Ensuite, séparez chaque lobe pulmonaire et conservez-les dans une solution HBSS sur de la glace.

3. Sectionnement des lobes pulmonaires en fines tranches

1. Couper et fixer le lobe pulmonaire sur le dessus de la colonne d’échantillon avec de la supercolle et orienter le lobe (Figure 1A, B) pour permettre à la direction de coupe d’être perpendiculaire à la plupart des voies respiratoires de la hile à la surface du poumon.
2. Utilisez un vibratome avec une lame de rasoir mince et fraîche pour couper le lobe pulmonaire en tranches de 150 μm. Recueillir les tranches dans des boîtes de Petri stériles de 100 mm préremplies de solution HBSS froide.
   REMARQUE: Réglez la vitesse de déplacement et la fréquence d’oscillation appropriées de la lame avant de commencer le tranchage. Un réglage typique pour un Compresstom est le niveau de vitesse 4 et le niveau d’oscillation 4.
3. Transférer les tranches dans des boîtes de Petri remplies de milieu de culture DMEM/F-12 (20 tranches/15 mL de milieu/plat) et les conserver dans un incubateur à 37 °C pendant la nuit avant les expériences.
   REMARQUE: Les PCLS de souris peuvent être maintenus en culture pendant environ 7 jours sans perdre les réponses contractiles des voies respiratoires¹⁷. La longévité des artères pulmonaires n’a pas été évaluée de manière approfondie. Dans notre observation, ils conservent une structure intacte et une vasoréaction pendant au moins 3 jours en milieu DMEM/F12. Pour un stockage à long terme, les PCLS de souris peuvent être placés dans des cryoviales remplies de milieu DMEM/F12 contenant 10% de DMSO (5 tranches dans un milieu de 1 mL par flacon), congelées dans un récipient rempli d’alcool isopropylique à -80 ° C pendant la nuit et cryoconservées dans de l’azote liquide pendant des semaines à^{des mois 21}.

4. Analyse des réponses contractiles des voies respiratoires et des artères intrapulmonaires

1. Placez les PCLS dans une plaque de culture de 24 puits remplie de HBSS, une dans chaque puits. Localisez le PCLS au milieu du puits, puis retirez la solution HBSS à l’aide d’une pipette.
2. Trouvez les voies respiratoires et le récipient cibles dans la tranche au microscope, puis couvrez la tranche à l’aide d’un maillage en nylon avec un trou central prédécoupé (2-3 mm de diamètre) pour exposer la zone cible.
3. Posez une rondelle métallique creuse sur le dessus du maillage pour maintenir les tranches en place (Figure 2A).
4. Ajouter 600 μL de solution HBSS pour immerger le PCLS. Reposez la tranche pendant 10 minutes, puis enregistrez les images de base des voies respiratoires ou des navires.
5. Induire la contraction des voies respiratoires ou vasculaires en aspirant prudemment la solution HBSS vierge avec une pipette et en ajoutant 600 μL de HBSS avec un agoniste, comme 1 μM de méthacholine (MCh) ou 10 nM d’endothéline (voir tableau des matériaux).
   REMARQUE: La stimulation KCl en tant que norme d’ensemble d’outils n’est pas nécessaire avant l’exposition à la méthcholine ou à l’endothéline. 100 mM de stimulation KCl dans les voies respiratoires de la souris n’induit qu’une contraction petite et irrégulière des voies respiratoires (10%-15%)²⁰. De même, une stimulation amorçante de la méthacholine n’est pas obligatoire car nous avons confirmé que le même agoniste, par exemple la méthacholine ou la sérotonine, déclenche une contraction similaire des voies respiratoires lors de la première exposition répétitive^20,22.
6. Observez la réaction au microscope jusqu’à ce que le changement de la zone luminale atteigne un état équilibrant, puis enregistrez les images des voies respiratoires ou vasculaires pour analyse.
7. Retirer la solution de MCh ou d’endothéline à l’aide d’une pipette et ajouter une nouvelle solution HBSS de 600 μL avec la même concentration d’agonistes et un relaxant; observer et enregistrer les voies respiratoires ou la relaxation vasculaire.
8. Quantifiez les voies respiratoires ou la réaction vasculaire en suivant les étapes ci-dessous.
   1. Chargez les images sur le logiciel gratuit FIJI sponsorisé par les NIH.
   2. Sélectionnez la sélection de polygones dans la barre d’outils pour dessiner le contour des voies respiratoires ou de la lumière vasculaire sur chaque image.
   3. Choisissez Analyser > Définir les mesures > la zone.
   4. Choisissez Analyser > Mesure pour quantifier le domaine d’intérêt. Les résultats sont affichés dans une fenêtre distincte pour l’analyse statistique.

5. Analyse de la signalisation Ca²⁺ des SMC des voies respiratoires ou vasculaires

1. Préparez le tampon de chargement du colorant Ca²⁺ .
   1. Dissoudre le colorant Ca²⁺ , Oregon Green 488 BAPTA-1-AM (voir tableau des matériaux), 50 μg (un flacon) avec 10 μL de DMSO.
   2. Dissoudre 0,2 g de poudre de Pluronic F-12 (voir Tableau des matériaux) dans 1 mL de DMSO pour générer une solution pluronique à 20 %.
   3. Mélanger 10 μL de solution pluronique à 20 % avec 10 μL de solution de colorant-DMSO Ca² +.
   4. Fabriquer un tampon de charge de colorant Ca²⁺ en ajoutant 20 μL du mélange à 2 mL de solution HBSS avec 200 μM de sulfobromophtaléine (voir Tableau des matériaux).
2. Placer 15 PCLS souris dans 2 mL de tampon de chargement Ca²⁺ et incuber à 30 °C pendant 1 h. Déplacer ensuite les tranches à 2 mL de solution HBSS avec 100 μM de sulfobromophtaléine pendant 30 minutes supplémentaires pour la désestérification des colorants fluorescents à température ambiante.
3. Détecter la signalisation Ca²⁺ des SMC.
   1. Placez les tranches chargées de colorant Ca²⁺ sur un grand verre de couverture.
   2. Remplissez une seringue de 3 mL avec de la graisse de silicone sous vide poussé. Pressez la graisse à travers une aiguille émoussée de 18 G pour tracer deux lignes parallèles sur le verre de couverture au-dessus et au-dessous de la tranche.
   3. Couvrir la tranche à l’aide d’une maille en nylon entre deux lignes de graisse. Placez le deuxième verre de couverture sur le dessus de la maille pour générer une chambre scellée par de la graisse sur les côtés (Figure 3A).
      REMARQUE: La maille en nylon est essentielle pour maintenir la tranche attachée au couvercle inférieur et ainsi rester à la distance de travail d’un objectif inversé de grande magnitude, tel que l’huile 40x.
   4. Ajouter HBSS ou solution agoniste dans la chambre à partir d’une extrémité en pipetant manuellement ou via un système de perfusion. Retirez le fluide de la chambre en aspirant de l’autre extrémité avec du papier de soie ou du vide dans le cas d’une perfusion continue de liquide.
   5. Placez la chambre PCLS sur la scène du microscope. Détectez la signalisation Ca²⁺ de SMC²³ avec un microscope confocal à balayage résonant sur mesure avec un taux de balayage laser de 15 ou 30 images / s.
      REMARQUE: Alternativement, un microscope confocal à balayage laser commercial à grande vitesse, largement disponible à l’heure actuelle, peut être appliqué dans le test de signalisation Ca²⁺ des SMC pulmonaires dans pcLS.
4. Quantifier la fluorescence du Ca²⁺ dans les SMC.
   1. Chargez la séquence d’images enregistrée sur FIJI et choisissez le Type d’image > > niveaux de gris 8 bits.
   2. Sélectionnez la sélection de rectangle dans la barre d’outils et définissez une région d’intérêt (ROI) de 5 pixels x 5 pixels dans une cellule musculaire lisse.
   3. Choisissez Analyser > Définir les mesures > valeur grise moyenne, représentant l’intensité de fluorescence Ca² +.
   4. Si la position d’un retour sur investissement change avec la contraction SMC, choisissez Analyser > Mesurer l’intensité fluorescente Ca²⁺ image par image.
   5. Si le retour sur investissement de SMC reste dans une position similaire dans une pile d’images, choisissez Pile d’images > > Pile de mesure de l’intensité fluorescente Ca² +.
      REMARQUE: Une macro écrite sur mesure peut être branchée pour suivre le retour sur investissement dans le SMC lorsqu’il se déplace avec contraction dans une pile d’images et mesure automatiquement l’intensité Ca²⁺ (valeur grise) du retour sur investissement image par image.

Préparation pcLS de souris préservant les voies respiratoires et les artères intrapulmonaires intactes
Un PCLS de 150 μm d’épaisseur a été observé au microscope à contraste de phase inversé. Dans les poumons de souris, les voies respiratoires conductrices sont accompagnées d’artères intrapulmonaires, allant du hile au poumon périphérique. Un faisceau sinusoïdal-artère pulmonaire représentatif dans un PCLS de souris est illustré à la figure 2B. Les voies respiratoires peuvent être facilement identifiées par les cellules épithéliales cuboïdes avec des battements ciliaux actifs tapissant la surface interne de la lumière. En revanche, l’artère pulmonaire voisine est caractérisée par un endothélium plat. Lorsqu’elles atteignent le champ pulmonaire périphérique, les voies respiratoires conductrices se ramifient dans les canaux respiratoires et les sacs, entourant les petites artérioles intra-acineuses (Figure 2C).

Utilisation du PCLS de souris pour évaluer les voies respiratoires pulmonaires et la contraction artérielle
La contraction des voies respiratoires induite par la méthacholine (MCh, 1 μM) est démontrée à la figure 2B. Les réponses contractiles des voies respiratoires sont quantifiées par le pourcentage de réduction de la surface luminale après une exposition au MCh (figure 2D). En revanche, l’artère pulmonaire ne présente aucune réponse aux stimuli de la MCh (Figure 2B). Les voies respiratoires maintiennent des réponses contractiles dose-dépendantes similaires à la MCh dans le PCLS après une culture de 1 jour ou de 5 jours (Figure 2D). Lorsque le PCLS est exposé à l’endothéline (10 nM), les voies respiratoires et les artères pulmonaires se contractent (Figure 2C,E), suivies de la relaxation induite par le NOC-5 (100 μM) (Figure 2E).

Utilisation de PCLS de souris pour évaluer la signalisation Ca 2+ des voies respiratoires et du SMC artériel
Le PCLS chargé de colorant Ca2+ est observé sous un microscope fluorescent confocal. La fluorescence ca2+ dans les voies respiratoires (figure 3B) et vasculaires (figure 3C) est faible à l’état de repos, sans étincelle focale de signalisation intracellulaire Ca2+ notable. Lors de l’exposition à des agonistes, l’intensité de fluorescence Ca2+ augmente dans le SMC (Figure 3B, C), généralement à partir d’un endroit, puis se propageant à l’ensemble de la cellule. Les ondes fluorescentes Ca2+ apparaissent à plusieurs reprises dans la même cellule que les signaux oscillatoires (Figure 3D,E). En général, la fréquence de l’oscillation ca2+ augmente à mesure que la concentration d’agonistes augmente jusqu’à atteindre un niveau de plateau24. La relaxation SMC des voies respiratoires est associée à la diminution ou à l’arrêt des oscillations Ca2+ 25.

Figure 1 : Orientation des lobes pulmonaires de souris pour le tranchage du vibratome. Les lobes pulmonaires de la souris sont séparés en lobes individuels pour les sections. (A) Les lobes crânien gauche (1), crânien droit (2) et caudal (3) sont coupés près du hile le long des lignes pointillées blanches avant de coller la surface de coupe plane sur la colonne d’échantillonnage. Le placement du lobe gauche est indiqué en (4). (B) Le lobe central droit peut être directement collé à la colonne d’échantillonnage. Le lobe accessoire droit n’était pas couramment utilisé en raison de sa petite taille. L’orientation appropriée des différents lobes garantit que la plupart des voies respiratoires et des vaisseaux pulmonaires présentent des sections transversales dans le PCLS. Barre d’échelle = 1 cm. Veuillez cliquer ici pour agrandir cette figure.

Figure 2 : Réponses contractiles et relaxantes des voies respiratoires et des artères pulmonaires chez les SOURIS PCLS. (A) Schéma montrant le placement d’une PCLS dans une plaque de culture bien pour le dosage de contraction. (B) Images représentatives montrant une voie respiratoire (flèches noires) avec une artère pulmonaire voisine (pointes de flèches noires) dans HBSS au repos et après une exposition à 1 μM de méthacholine (MCh). (C) Images représentatives montrant un artériole intra-acineux dans l’HBSS au repos et lors de l’exposition à 10 nM d’endothéline (Endo). (D) Réponses contractiles des voies respiratoires dose-dépendantes à la MCh dans les PCLS après une culture de 1 jour (ligne grise) et de 5 jours (ligne pointillée noire). Chaque point représente la moyenne ± SEM de neuf voies respiratoires de deux souris. (E) Des images représentatives montrant une contraction des voies respiratoires et de l’artère pulmonaire induite par l’endothéline de 10 nM, suivie d’une relaxation induite par 100 μM de NOC-5, un donneur d’oxyde nitrique. Barre d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Signalisation Ca2+ des SMC des voies respiratoires et des artères pulmonaires dans le SPC. (A) Schéma montrant la configuration d’une chambre avec un verre de couverture supérieure et inférieure, un joint de graisse et un maillage en nylon pour maintenir un PCLS dans le plan focal pour l’imagerie Ca2+ des SMC. (B) Images fluorescentes représentatives montrant la signalisation Ca2+ des SMC des voies respiratoires au repos et après exposition à 1 μM MCh. Epi, cellule épithéliale. (C) Images fluorescentes Ca2+ de SMC artériels pulmonaires au repos et après exposition à 10 nM d’endothéline (Endo). Les flèches blanches en gras indiquent l’axe longitudinal de l’artère pulmonaire et les lignes pointillées avec des flèches d’extrémité indiquent la distribution hélicoïdale des SMC vasculaires autour de la paroi artérielle. Barre d’échelle = 20 μm. Élévation oscillatoire de l’intensité de fluorescence Ca2+ (Ft), par rapport à l’intensité de fluorescence au repos (F0), dans un SMC des voies respiratoires à 1 μM MCh (D) et dans un SMC artériel pulmonaire en réponse à une stimulation de l’endothéline (E) de 10 nM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.