Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Obtention d’un rétablissement rapide des poumons combinée à une perfusion régionale normamique abdominale dans le cadre d’un don contrôlé après une mort circulatoire

2.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/63975

⸱

15 août 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic Surgery and Lung transplant Unit, University Hospital Marqués de Valdecilla, 2University of Cantabria School of Medicine, 3Intensive Care Unit, Donor Coordination Unit, University Hospital Marqués de Valdecilla, 4Department of Pneumology, Lung Transplant Unit, University Hospital Marqués de Valdecilla

Dans cet article

Résumé

Le protocole combine une technique de récupération rapide de refroidissement pulmonaire avec une perfusion régionale normothermique abdominale pour l’obtention de greffes abdominales chez des donneurs asystoles contrôlés, ce qui est une méthode sûre et utile pour élargir le bassin de donneurs.

Résumé

Le don contrôlé après mort circulatoire (cDCD) a contribué à augmenter le nombre de donneurs dans le monde entier. Les expériences publiées au cours des dernières années confirment que les résultats après une transplantation pulmonaire à partir de cDCD sont similaires à ceux des donneurs de mort cérébrale; Cependant, l’utilisation des poumons provenant de donneurs d’asystole reste faible. Plusieurs raisons peuvent être impliquées: des cadres juridiques différents entre les pays et les centres avec différentes interventions pré-mortem, des soins inadéquats aux donneurs de poumons avant l’approvisionnement, ou même une mauvaise expérience des procédures et protocoles cDCD.

Initialement, la technique de récupération rapide était couramment utilisée pour l’obtention d’organes thoraciques et abdominaux dans la cDCD, mais, au cours de la dernière décennie, la perfusion régionale normothermique abdominale (ANRP) avec des dispositifs d’oxygénation par membrane extracorporelle est devenue une méthode utile pour rétablir le flux sanguin vers les organes abdominaux, permettant leur amélioration de la qualité et leur évaluation fonctionnelle avant la transplantation. Cela rend la procédure de don plus complexe et génère des doutes sur les lésions des greffons dues à la double température.

L’objectif de cet article est de décrire un protocole basé sur une expérience en un seul centre avec des donneurs Maastricht III combinant refroidissement pulmonaire récupération rapide dans le thorax et perfusion régionale normothermique abdominale. Des trucs et astuces axés sur les interventions pré-mortem et les techniques de procédure d’obtention pulmonaire sont expliqués. Cela peut aider à minimiser la réticence des professionnels à utiliser cette technique combinée et encourager d’autres centres donneurs à l’utiliser, malgré la complexité accrue de la procédure.

Introduction

Le don après mort circulatoire (DCD) a commencé en Espagne avec des donneurs non contrôlés. En 1996, le premier document de consensus national sur le DCD a été publié comme guide pour la pratique du don non contrôlé après une mort circulatoire1 (uDCD), établissant également un moratoire sur le don contrôlé après une mort circulatoire (cDCD). En 2012, un nouveau consensus a émergé établissant la base et le cadre législatif de la pratique de la DCDuM et de la cDCD2. Actuellement, l’Espagne est l’un des pays les plus actifs dans le domaine de la désertification, atteignant le taux de donneurs après décès circulatoire le plus élevé au monde3. Ce type de donateur représentait près de 35% du total des donateurs en 2021 dans le pays, avec une baisse marquée de l’uDCD et des donateurs étant exclusivement cDCD4.

L’obtention d’organes dans la cDCD est généralement effectuée à l’aide de la technique de récupération ultra-rapide5. Après la déclaration de décès et lorsque la période de non-contact est écoulée, une sternotomie et une laparotomie rapides sont effectuées. L’aorte abdominale et l’artère pulmonaire sont canulées et rincées avec des solutions de perfusion froide pour préserver les organes abdominaux et thoraciques, et un refroidissement topique est effectué avant le prélèvement6. Dans cette situation, la cDCD est caractérisée par les conséquences imprévisibles de l’ischémie chaude, après l’arrêt du traitement de maintien de la vie. Les lésions ischémiques pendant cette période d’hypotension agonique et d’hypoxie progressive, suivies de la période de non-contact après l’arrêt cardiaque, sont encore exacerbées par la période ultérieure d’ischémie froide7. Cette combinaison d’ischémie chaude et froide semble être préjudiciable, en particulier aux greffes abdominales 8,9,10, générant plus de réticence chez les professionnels à l’utilisation de ces organes à partir de donneurs de cDCD.

Pour minimiser ces risques, un modèle de préservation in situ , basé sur les expériences antérieures des équipes espagnoles travaillant dans uCDC11, a été développé avec un intérêt croissant. L’utilisation de systèmes d’oxygénation par membrane extracorporelle (ECMO) pour rétablir le flux sanguin après la mort et avant la récupération du greffon peut inverser les déviations métaboliques résultant de l’ischémie et restaurer la physiologie cellulaire12. La perfusion régionale normothermique abdominale (ANRP) peut améliorer la qualité des organes endommagés ischémiques dans cDCD13. La fonction des organes peut être évaluée et améliorée, ce qui permet une meilleure sélection des greffons abdominaux pour la transplantation.

Des expériences multicentriques internationales récentes fournissent des preuves que l’ANRP par rapport à la technique de récupération rapide (RR) aide à surmonter les limitations traditionnelles de la cDCD, à réduire les taux de complications biliaires post-transplantation, à faciliter la transplantation réussie de foies plus âgés et à améliorer la survie du greffon hépatique14,15. Dans les reins, il semble améliorer les résultats à court terme avec une fonction de greffon retardée plus faible et des taux de survie du greffon à 1 anplus élevés 16. Avec ces preuves, l’ANRP dans la cDCD a acquis des avantages par rapport à la technique de récupération rapide pour l’obtention de greffes abdominales et est maintenant appliquée dans plusieurs pays européens et d’autres parties du monde17,18.

L’utilisation de poumons provenant de donneurs de cDCD, cependant, a été rapidement adoptée dans le monde entier. Un temps ischémique chaud fonctionnel pulmonaire allant jusqu’à 60 min ne semble pas affecter la survie19. Au cours de la dernière décennie, plusieurs centres et expériences multi-institutionnelles ont rapporté des résultats après une transplantation pulmonaire à partir de cDCD comparables à ceux de DBD20,21. La technique RR est la méthode de routine pour l’obtention des poumons: les poumons sont refroidis par voie topique et retirés après avoir été rincés avec une solution de conservation à froid22.

Les premières expériences combinant ANRP et RR des poumons dans cDCD ont été rapportées par deux groupes du Royaume-Uni23,24. Des années plus tard, une variante de cette technique ajoutant des interventions pré-mortem a été publiée25. Les résultats présentent cette double technique d’approvisionnement comme sûre et efficace pour les greffes abdominales et thoraciques26. Évidemment, la procédure de don devient plus complexe. Elle nécessite des ressources technologiques et humaines, des capacités organisationnelles suffisantes et a un coût économique plus élevé. Tout cela peut décourager les professionnels de commencer un programme. Le but de cette étude est de présenter un protocole particulièrement axé sur les interventions pré-mortem, la canulation et la mise en place d’un ballonnet d’occlusion aortique, avec des trucs et astuces tirés de l’expérience, et de commenter les différents détails techniques à prendre en compte lors du prélèvement pulmonaire lorsque l’ARNP est utilisé. À l’heure actuelle, au Centre, les donneurs de cDCD sont devenus la principale source de greffes pour la transplantation thoracique et abdominale.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Ces interventions sont effectuées au chevet du patient dans l’unité de soins intensifs (USI). Ce protocole suit les directives du comité d’éthique de l’hôpital universitaire Marqués de Valdecilla et est conforme au cadre juridique espagnol concernant les procédures de don. Le consentement éclairé a été obtenu du plus proche parent pour l’enregistrement vidéo des procédures de recherche. La cDCD est envisagée chez les patients présentant des lésions cérébrales catastrophiques, un cœur en phase terminale ou une maladie neurodégénérative pour lesquels la décision d’arrêter le traitement de maintien de la vie (WSLT) a été prise. Les critères d’exclusion et l’évaluation pulmonaire sont les mêmes que pour les donneurs de mort cérébrale (tableau 1).

1. Interventions pré-mortem chez le donneur

  1. Héparinisation : administrer par voie intraveineuse un bolus de 300 à 500 UI/kg d’héparine au donneur.
  2. Canulation
    REMARQUE: La canulation est effectuée par le chirurgien cardiovasculaire et est une procédure stérile.
    1. Préparez une table d’instrumentation stérile, avec tout le matériel nécessaire (kit ECMO et outils chirurgicaux), ainsi que le système d’électrocautérisation et d’aspiration.
    2. Préparez un champ chirurgical sur l’aine sélectionnée avec une solution désinfectante et des champs stériles.
    3. Faites une incision longitudinale de 8 à 10 cm avec une lame n ° 23, en contrôlant le saignement avec l’électrocautérisation et les clips Liga. Séparez les bords de la plaie avec un rétracteur et procédez à la dissection pour exposer l’artère fémorale et la veine. Embrassez les deux vaisseaux avec des boucles de vaisseaux pour contrôler le saignement.
    4. Choisir les diamètres de canule appropriés en fonction de la taille des récipients et suffisamment grands pour fournir un débit suffisant pour la perfusion des organes et pour éviter les problèmes d’étiage (généralement 21 français).
    5. Canuler la veine fémorale, en introduisant d’abord un fil métallique comme guide, suivi de dilatateurs progressifs pour enfin introduire la canule. Si un saignement est observé, effectuer une suture de cordon de bourse péri canule en polypropylène 4-0 pour le contrôle.
    6. Procédez de la même manière avec l’artère fémorale, en utilisant dans ce cas une canule à double lumière.
    7. Coupez un morceau de 10 cm de la ligne d’entrée ECMO. Insérez un connecteur droit muni d’un verrou Luer muni d’un robinet d’arrêt à trois voies assemblé à une extrémité de la pièce et reliez l’autre extrémité de la pièce à la canule artérielle (Figure 1).
    8. Purger les lignes ECMO. Utilisez une poire d’irrigation avec une solution saline pour remplir les lignes tout en vous connectant avec des canules. Connectez la ligne ECMO de sortie à la canule veineuse et la ligne ECMO d’entrée au connecteur droit avec le robinet d’arrêt à trois voies préalablement assemblé à la canule artérielle. Le robinet d’arrêt à trois voies peut être utilisé pour purger le système (Figure 2).
    9. Maintenez les lignes ECMO serrées. Fixez les deux canules à l’aine avec des sutures en soie de taille 1 pour éviter tout déplacement pendant le transfert.
    10. Placez une conduite de pression surveillée dans la canule de l’artère fémorale et dans l’artère radiale gauche du donneur.
  3. Mise en place d’un ballonnet d’occlusion aortique
    1. Prenons, à titre de référence, la distance entre le processus xiphoïde du donneur et l’extrémité distale de la canule artérielle et déterminer la longueur du cathéter à insérer pour atteindre l’aorte descendante thoracique. Placez une marque de référence dans le ballon avec une suture en soie ou un marqueur.
    2. Introduisez un guide métallique à travers la lumière libre de la canule de l’artère fémorale. Continuez avec le cathéter de la même manière, guidé par le fil métallique, et introduisez-le jusqu’à la marque référencée.
    3. Confirmer la position correcte du ballonnet d’occlusion à l’aide d’une radiographie thoracique portable ou d’une fluoroscopie (vérifier les marques radio-opaques du cathéter au-dessus du diaphragme).
    4. Vérifiez le bon fonctionnement du ballonnet d’occlusion en le remplissant avec une seringue à cône de 50 cc avec une solution saline pendant 4-5 s seulement, en confirmant que la pression artérielle de la canule fémorale disparaît tandis que la pression de l’artère radiale gauche est maintenue (Figure 3).
    5. Lorsque le pouls fémoral disparaît, notez le volume de remplissage comme volume minimum à utiliser pour bloquer l’aorte thoracique pendant la PNRA. Si un écoulement est détecté dans la canule fémorale, vérifier à nouveau le positionnement ou le remplissage correct.

2. Arrêt du traitement de maintien de la vie (WLST) et déclaration de décès

  1. Transférez le donneur connecté au système ECMO dans la salle d’opération. Préparez et drapez le donneur de manière stérile.
  2. Préparez et préparez les solutions et les lignes de préservation pulmonaire et abdominale. Gardez l’équipe chirurgicale nettoyée et stérile et prête dans la salle d’opération adjacente.
  3. Utilisez un chronomètre pour enregistrer les temps ischémiques chauds.
    REMARQUE: Le temps ischémique chaud fonctionnel (FWIT), défini comme le temps écoulé entre la pression artérielle systolique <60 mmHg et l’ANRP, est commencé pour les greffes abdominales et l’administration d’une solution de préservation pulmonaire par l’artère pulmonaire pour les poumons (une période de 5 minutes sans contact est incluse). Des limites supérieures de 30 min pour le foie et le pancréas et de 60 min pour les reins et les poumons sont envisagées.
  4. Permettre aux proches d’être avec leur proche pendant la WLST jusqu’à la déclaration de décès.
  5. Lancez WLST. L’extubation est facultative selon les souhaits du parent. Après la déclaration de décès, conduisez les proches hors de la zone chirurgicale.
  6. Après la période de 5 minutes sans contact, remplissez le ballon d’occlusion aortique avec le volume minimum préalablement déterminé qui assure la descente du bloc aortique thoracique.
  7. Si la pression de l’artère radiale gauche disparaît, initier l’ANRP. La pression de la canule fémorale se transformera en un flux continu non pulsatile fourni par l’ECMO.
  8. Si le débit dans la ligne radiale augmente parallèlement à la pression fémorale, arrêtez la PNRA et vérifiez la position correcte et le remplissage ou serrez l’aorte thoracique après une autre période de 5 minutes sans contact avant de rétablir la PRNA. La PRNA n’est pas commencée tant que l’occlusion aortique n’est pas complètement confirmée.
    REMARQUE: WLST peut être effectué dans la salle d’opération ou dans l’unité de soins intensifs selon la préférence des parents et des proches. S’il est effectué dans l’unité de soins intensifs, après la période de 5 minutes sans contact, le ballon est rempli et la fonction vérifiée, l’ARNP est initié et le donneur est transféré dans la salle d’opération où l’équipe chirurgicale est prête à commencer. Si un dysfonctionnement du ballonnet d’occlusion est détecté, l’ARNP est arrêté jusqu’à ce que l’aorte thoracique soit serrée dans la salle d’opération.

3. Récupération pulmonaire et technique d’approvisionnement

REMARQUE : Les techniques de récupération pulmonaire et d’approvisionnement sont effectuées par le chirurgien thoracique et le coordonnateur de la transplantation (figure 4).

  1. Effectuer une sternotomie moyenne: procéder à une incision cutanée verticale médiane de l’encoche suprasternale à la pointe du processus xiphoïde. Étendre l’incision au fascia pectoral et au périoste sternal par électrocautérisation.
  2. Divisez le ligament interclaviculaire et créez un plan par dissection digitale derrière le sternum, à la fois au niveau de l’encoche suprasternale et du processus xiphoïde. Divisez le sternum avec une scie électrique. Placez un rétracteur sternal et ouvrez-le soigneusement, en libérant le péricarde de la surface postérieure du sternum. Contrôlez tout point de saignement par électrocautérisation.
  3. Dans le même temps, réintuber et ventiler le donneur avec 100% d’oxygène et une pression expiratoire positive de 5 cm H2O.
  4. Si la bronchoscopie n’a pas été réalisée pendant le séjour du donneur à l’USI en tant que manœuvre critique de prise en charge du patient, elle peut être effectuée à ce stade par le deuxième chirurgien de l’équipe thoracique. Pour la bronchoscopie, introduisez un bronchoscope flexible à travers le tube endotrachéal et évaluez l’anatomie, l’aspect des muqueuses et les sécrétions claires.
  5. Ouvrez les deux cavités pleurales par incisions longitudinales dans la plèvre médiastinale.
  6. S’il y a des doutes ou des problèmes concernant un bloc adéquat des vaisseaux supra-aortiques avec le ballonnet d’occlusion, rétractez le poumon gauche médialement pour exposer et serrer l’aorte thoracique aussi bas que possible en vision directe.
  7. Examiner les poumons en effectuant une évaluation visuelle et palpatoire. Inspecter les bulles, les contusions, l’atélectasie, la pneumonie et les tumeurs occultes. Administrer 1 L de solution saline à 4 °C dans les deux cavités pleurales.
  8. Réduire la fraction inspirée d’oxygène à 50%. Ouvrez le péricarde avec une incision en T inversé. Rétractez latéralement les bords du péricarde avec 2-0 sutures de soie fixées à la peau avec des pinces anti-moustiques pour exposer les structures cardiaques.
  9. Placez une suture de corde de sac à main en polypropylène 4-0 sur l’artère pulmonaire principale sous la bifurcation. Effectuez une artériotomie avec une lame n ° 11 et dilatez avec une pince anti-moustique incurvée.
  10. Canuler l’artère pulmonaire (PA) avec une canule droite à angle droit serrée à l’extrémité. Connectez la canule artérielle pulmonaire à la conduite du système d’irrigation, en assemblant un connecteur droit avec un verrou Luer et un robinet d’arrêt à trois voies. Connectez le système d’irrigation à la solution de préservation pulmonaire. Purgez les lignes.
  11. Commencez à rincer 50 à 60 mL/kg de solution de conservation à froid de façon antégrade. Commencez à rincer 500 μg de prostaglandine diluée dans 100 mL de solution saline en même temps à travers le robinet d’arrêt à trois voies.
  12. Ouvrez directement l’appendice auriculaire gauche ou l’oreillette gauche pour permettre un drainage libre. Si des zones d’atélectasie sont trouvées, recrutez-les avec de courtes prises inspiratoires à une pression de 25-30 cm H2O.
  13. Une fois la conservation terminée, retirez la canule PA. Annoncez au reste de l’équipe l’intention de serrer la veine cava et de commencer l’excision cardiaque.
  14. Administrer 1-1,2 L de solution saline au donneur avant de serrer les veines de cava pour éviter une diminution du débit de la pompe due à la perte de retour veineux sanguin du thorax.
  15. Placez une pince croisée dans la veine inférieure du cava, en vous assurant qu’il y a suffisamment de moignon pour le foie. Liférer et diviser la veine cava inférieure avec le brin de soie n ° 3.
  16. Attacher et diviser la veine cava supérieure caudale à azygote avec le brin de soie n ° 3. Fixez le moignon distal avec une pince.
  17. Laissez les pinces rester dans le champ chirurgical, en prenant soin de ne pas les retirer par accident, sinon l’ANRP sera compromise. Excise le reste du cœur d’une manière standard.
  18. Après l’excision cardiaque, retirez les poumons en suivant la même procédure qu’avec les donneurs de mort cérébrale, comme décrit ci-dessous.
    1. Divisez les ligaments pulmonaires inférieurs, ouvrez le péricarde postérieur et exposez l’œsophage. Libérer les attaches médiastinales postérieures du poumon avec dissection émoussée, assurant une hémostase prudente.
    2. Disséquer les artères pulmonaires loin de l’aorte. Isolez la trachée au-dessus de la carène et passez une agrafeuse TA autour.
    3. Gonfler les poumons à 50%-60% du volume courant avant de retirer le tube endotrachéal et diviser la trachée. Retirez tout accessoire restant et extrayez le bloc pulmonaire du donneur.
  19. Vérifiez soigneusement la cavité thoracique pour détecter tout point de saignement, en particulier la ligature de la veine azygos et la cautérisation des vaisseaux ou des capillaires du médiastin postérieur, des structures paratrachéales et des tissus environnants. Une perte de sang continue peut diminuer le débit de la pompe.
  20. Prenez le bloc pulmonaire à la table arrière et procédez à la chirurgie de banc. Séparez les poumons gauche et droit.
  21. Avec un cathéter de Foley avec une ampoule gonflée à l’extrémité, effectuer séquentiellement, à travers chaque veine pulmonaire, un rinçage rétrograde avec 0,2-0,25 L de solution de conservation à froid.
  22. Emballer chaque poumon dans un premier sac stérile contenant uniquement une solution de conservation au froid, entouré de deux autres sacs en plastique, et conserver dans un réfrigérateur portatif contenant une solution saline glacée à 4 °C.
  23. Lorsqu’un système de perfusion pulmonaire ex vivo est indiqué, suivez les étapes ci-dessous pour les connexions de l’appareil à l’artère pulmonaire et à la trachée pendant l’obtention pulmonaire.
    1. Préserver le tronc principal de l’artère pulmonaire et pas seulement sa bifurcation lors de l’approvisionnement.
    2. Si ce n’est pas possible, prenez un morceau de 3-4 cm de l’aorte pour le suturer postérieurement à la bifurcation de l’artère pulmonaire pour remplacer le tronc de l’artère pulmonaire.
    3. Répartir la trachée de quatre à cinq anneaux au-dessus de la carène pour avoir une longueur suffisante pour l’intubation.
    4. Gardez et stockez les poumons en bloc.

4. Perfusion régionale normothermique abdominale

  1. Lancez l’ANRP après avoir rempli le ballonnet d’occlusion aortique et vérifié le bon fonctionnement.
  2. Fixer les points cibles de surveillance suivants : débit de la pompe = 2-2,5 L/min, pression continue de 60-65 mmHg dans la canule de l’artère fémorale, température = 37 °C, pH = 7,35-7,45, hématocrite >25%.
  3. Obtenir des échantillons de sang de la canule de l’artère fémorale avec une seringue de 10 ml après le début de l’ANRP et toutes les 30 minutes pour l’analyse biochimique hépatique et rénale, les taux de lactate sérique, les gaz artériels sanguins et les valeurs d’hématocrite. Maintenir l’ARNP pendant au moins 90-120 min.
  4. Jeter le foie si les valeurs de l’alanine transaminase (ALT) ou de l’aspartate transaminase (AST) sont plus de quatre fois supérieures à la limite normale supérieure pendant la PNRA.

5. Récupération hépatique et rénale

REMARQUE: La récupération hépatique et rénale est effectuée par le chirurgien hépatique et le chirurgien rénal, respectivement.

  1. Effectuer une laparotomie moyenne: procéder à une incision cutanée verticale médiane le long de la linea alba, du processus xiphoïde (joindre à la sternotomie précédente) au pubis, en courbant l’incision autour de l’ombilic. Utilisez l’électrocautérisation pour disséquer la graisse sous-cutanée et les couches fasciales superficielles jusqu’à la gaine droite.
  2. Disséquer à travers les composants antérieur et postérieur de la gaine droite et ouvrir le péritoine pour accéder à la cavité péritonéale. Élargissez l’incision en enfonçant les doigts dans le trou créé, en prenant soin de ne pas blesser les structures sous-jacentes. Placez les rétracteurs pour avoir une exposition adéquate de l’abdomen.
  3. Évaluer la qualité macroscopique des organes abdominaux en effectuant des évaluations visuelles et palpatoires. Une biopsie du foie peut être effectuée si une préoccupation est soulevée, comme avec les donneurs de mort cérébrale.
  4. Si les valeurs chimiques sont correctes et que l’aspect macroscopique est normal, validez les organes.
  5. Arrêtez le périphérique ECMO. Rincer la solution de conservation des organes abdominaux via la canule artérielle fémorale et utiliser la canule veineuse fémorale pour l’exsanguination.
  6. Se procurer des organes abdominaux adaptés à la transplantation d’une manière standard comme dans DBD27,28.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Nous avons effectué une analyse descriptive de 30 transplantations pulmonaires effectuées à l’hôpital universitaire Marqués de Valdecilla avec des poumons obtenus à partir de donneurs de cDCD au cours des 2 dernières années, 2020 et 2021. Les caractéristiques démographiques des donateurs et des receveurs, les données techniques, les résultats postopératoires et les résultats à court terme sont présentés ici. Ces résultats sont présentés sous forme de nombres absolus et de pourcentages pour les variables catégorielles et ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Bien que l’utilisation simultanée de la perfusion à froid pulmonaire avec ARNP dans la cDCD ait été publiée pour la première fois en 2014, très peu d’expériences ont été décrites pour ce25,26,29. De plus, l’utilisation des poumons cDCD, quelle que soit la technique utilisée, reste faible dans la plupart des pays.

Les étapes critiques de ce protocole sont l’utilisation d’interventions pré-mortem; une m...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs remercient tous les membres impliqués dans le programme de transplantation pulmonaire de l’hôpital universitaire Marqués de Valdecilla.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Flacon 5 mL Héparine 1000 UI/mLROVIPour l’héparinisation du donneur
KIT ECMO (MATÉRIAUX POUR LA CANULATION)
pression artérielleBEXEN MEDICAL137.15Ligne de pression artérielle por artère radiale et canule fémorale
Ciseaux pansementsSURGIMEDICBC-881RCisaille pour couper les lignes
ECMOCanule veineuse Bio-medicus 21 Fr (7,0 mm) x 27,5 po (69,9 cm)MEDTRONIC96670-121Canule veineuse Solution
clhorhexidine 2 %désinfectante
Dispositif ECMO Maquet RotaflowMaquet, Rasttat, AllemagneSystème ECMO
Poignée électrocautériséeDEXTROSW12200
EndoReturn Canule artérielle Kit  ; 21-23FEdwards LifesciencesER21B, ER23BCanule artérielle avec une double lumière à connexion ECMO et pour introduire un ballonnet d’oclussion aortique
Ethicon LigaClip med/short 20 titane mediumETHICONMCS30Ligaclips pour contrôler les saignements lors d’un curage ganglionnaire à l’aine
Ethicon LigaClip med/short 20 titane smallETHICONMCS20Ligaclips pour contrôler les saignements lors d’un curage ganglionnaire
à l’aineKit d’insertion Bio-medicus 180cmMEDTRONIC96551Kit d’insertion pour canules ECMO, avec cathéter, guide-fil métallique et dilatateurs
Poire d’irrigationMEDLINE DYNDE20125Poire à remplir de sérum physiologique et purger les lignes ECMO au site de connexion avec les canules
Seringue à cône Luer 50ccCARDIONATUR60MLSeringue remplie de sérum physiologique pour remplir le ballonnet
d’occlusionMersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cmETHICONW562HSuture incurvée en soie pour fixation de canules ECMO
Prolene 4/0ETHICONW8355Suture en polypropylène pour cordon de bourse dans les vaisseaux fémoraux ou suture vasculaire
Prolene 5/0 , 60 cmETHICON8325Suture en polypropylène pour suture vasculaire
Prolene 5/0, 90 cmETHICON8720Suture en polypropylène pour suture vasculaire
Cathéter à ballonnet pour greffe de stent Reliant  ; 12FMedtronic, IrlandeAB46Ballon d’occlusion aortique introduit par l’artère fémorale. Il est utilisé comme endoclamp
Lame de scalpel n° 11INTRAVEN150011
Lame Scapel n° 23INTRAVEN150023
Tube en siliconeIBERHOSPITEX0027224-PTube en silicone pour connecter le système d’aspiration
Soie tressée Sofsilk n° 1brins COVIDIENL-12Mèche de soie pour le contrôle de la ligature ou du saignement
Soie tressée Sofsilk n° 3 brinsCOVIDIENL-115Fil de soie pour le contrôle de la ligature ou du saignement
connecteur droit 3/8"x3/8 » avec Luer lockANDOCOR04CS0022Pièce pour connecter la canule artérielle avec la ligne ECMO et le robinet d’arrêt à trois voies pour la ligne de pression et le prélèvement sanguin
Pack de coussinets chirurgicauxTEXPOL146500
Agrafeuse chirurgicaleCOVIDIEN8886803712Agrafeuse pour fermer la plaie chirurgicale
Robinet d’arrêt à trois voiesBD CONNECTA394501Robinet d’arrêt à trois voies pour connecter la canule fartérienne à la conduite de pression
Boucle vasculaire grandeMEDLINEVLMAXRBoucle vasculaire pour embrasser l’artère fémorale et la veine pour le contrôle des saignements.
Boucle vasculaireMEDLINEVLMINRBoucle vasculaire pour embrasser l’artère fémorale et la veine pour le contrôle des saignements.
Yankauer terminal d’aspiration 50 VDEXTROMEDICA349701Terminal d’aspiration pour l’aspiration pendant la dissection chirurgicale
OUTILS CHIRURGICAUX POUR CANULATION
Adson écarteur 20 cm et 33 cm
Pince
Boyd Scissors 18 cm
Pince à dissection sans mâchoires 21 cm
Écarteur Farabeuf petits
ciseaux Mayo droits 14 cm et 16 cm
Ciseaux Metzembaum 18 cm, 20 cm et 23 cm
Pince à moustiques droite et incurvée
Porte-aiguille 18 cm et 23 cm
Pince à dissection Russ 15 cm
Manche de scalpel n° 23 et n° 21,  ; 21 cm
Dissecteur chirurgical 23 cm
MATÉRIAUX POUR L’APPROVISIONNEMENT PULMONAIRE
10 cc seringueBD DISCARDIT309110
Alprostadil 500 mcgs solution injectablePFIZERProstaglandine injectée avec une solution de préservation pulmonaire
Cartouche GIA jetable Steril 6/CaMEDTRONIC1141634
Agrafeuse GIA jetable 60/3.8 3/CaMEDTRONIC2802122Agrafeuse pour la trachée et la division bronquiale
Cathéter de Foley 18 ChFolysil Folysil, ColoplastAA6118Cathéter urinaire utilisé pour les veines pulmonaires canulées pour la perfusion
rétrogradeSolution de préservation pulmonaire Perfadex 1000 mLMedisan, Uppsala, Sweeden19811 ( boîte de 10 unités)Solution de préservation pulmonaire
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cmETHICONW562HSuture courbée en soie pour sutures péricardiques
Canule veineuse pédiatriqueSORIN GROUPV132-12Canule utilisée pour la canulation de l’artère pulmonaire
Prolene 4/0ETHICONW8355suture en polypropylène pour cordon de bourse dans l’artère pulmonaire
Lame de scalpel n° 11INTRAVEN150011
Soie tressée Sofsilk n° 1 brinsCOVIDIENL-12Fil de soie pour fixer la canule artérielle avec le garrot
Soie tressée Sofsilk n° 3 brinsCOVIDIENL-115Fil de soie pour ligature des vaisseaux
Sacsstériles Pour conserver et stocker les poumons.
Connecteur droit 1,4"/1,4 » avec luer lockANDOCOR04CS0032Pièce pour connecter la canule artérielle de l’artère pulmonaire avec la ligne de préservation et le robinet d’arrêt à trois voies pour la prostaglandine
Robinet d’arrêt à trois voiesBD CONNECTA 394501Robinet d’arrêt à trois voies pour connecter la canule fartérienne à la conduite de pression
Kit uromatique pour l’irrigation à double dérivationMEDISAVETRC4007NSystème d’irrigation pour solution de préservation pulmonaire
Kit uromatique pour l’irrigation à une seule sondeMEDISAVETRC4002Système d’irrigation pour solution de préservation pulmonaire
OUTILS CHIRURGICAUX POUR L’APPROVISIONNEMENT PULMONAIRE
Pince
Scie
Cooley vasculaire
Pince à dissection 18 cm et 27,9 cm
Écarteur
Ciseaux Metzembaum 20 cm et 23 cm
Pince à moustiques incurvée 12,5 cm
Pinces vasculaires
OUTILS CHIRURGICAUX POUR ORGANE ABDOMINAL APPROVISIONNEMENT
Écarteurs articulés Adson Pince
Allis 16 cm
Pinces
Ciseaux Boyd 17 cm
Porte-aiguilles
Cooley Pinces vasculaires
Pince Crile courbée 18 cm
Écarteur Davis 24,5 cm
Pince de dissection DeBakey 19,7 cm et 24,1 cm
Pinces vasculaires DeBakey Pince
de dissection 18 cm et 27,9 cm
Pince Duval 23 cm
Écarteurs Farabeuf
Plateaux rénaux 300 cc et 500 cc
Pince Kocher droite 18 cm
Écarteurs Langenbeck 21 cm et 23 cm
Ciseaux Mayo droits et courbés, 17 cm
Pince à moustiques droite et courbée, 12,5 cm
Porte-aiguilles 15 cm, 18 cm, 23 cm et 23 cm.
Pince à péan 16 cm
Ciseaux Potts 19cm
Pince Rochester courbée 24 cm
Pince Rochester droite 24 cm
Pince à dissection Russ 15 cm et 20 cm
Manches de
scalpelEnrouleur Senn-Mueller 16 cm
Lignes de de Solution aortiquetransversale aortiquechirurgicale à batteriePincesternal FinochiettoaortiquesCastroviejo

Références

  1. Matesanz, R. Spanish National Consensus Document on the recovery of organs from non-heart beating donors. Nefrología. 16, 48-53 (1996).
  2. Donation after circulatory death in Spain: State of the art and recommendations. Consensus Document 2012, Organización Nacional de Trasplantes. , Available from: htpp://www.ont.es/infesp/DocumentoDeConsenso/DONACION%20EN%20ASISTOLIA%20EN%20ESPEÑA%20SITUACION%20ACTUAL%20Y%20RECOMENDACIONES.pdf (2017).
  3. Global Observatory on Donation and Transplantation. , Available from: htpp://www.transplant-observatory.org (2022).
  4. Organización Nacional de Trasplantes. Memoria de actividad donación y trasplante. Organización Nacional de Trasplantes. , Spain. (2020).
  5. Bellingham, J. M., et al. Donation after cardiac death: A 29-year experience. Surgery. 150 (4), 692-702 (2011).
  6. Algahim, M. F., Love, R. B. Donation after circulatory death: The current state and technical approaches to organ procurement. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (2), 127-133 (2015).
  7. Lepoittevin, M., et al. Preservation of organs to be transplanted: An essential step in the Transplant process. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 4989(2022).
  8. Wadei, H. M., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  9. Jay, C., et al. A comprehensive risk assessment of mortality following donation after cardiac death liver transplant-An analysis of the national registry. Journal of Hepatology. 55 (4), 808-813 (2011).
  10. O'Neill, S., Roebuck, A., Khoo, E., Wigmore, S. J., Harrison, E. M. A meta-analysis and meta-regression of outcomes including biliary complications in donation after cardiac death liver transplantation. Transplant International. 27 (11), 1159-1174 (2014).
  11. Fondevila, C., et al. Applicability and results of Maastricht type 2 donation after cardiac death liver transplantation. American Journal of Transplantation. 12 (1), 162-170 (2012).
  12. Hessheimer, A. J., Riquelme, F., Fudora-Suarez, Y., García Pérez, R., Fondevila, C. Normothermic perfusion and outcomes after liver transplantation. Transplantation Reviews. 33 (4), 200-208 (2019).
  13. Oniscu, G. C., et al. In situ normothermic regional perfusion for controlled donation after circulatory death- The United Kingdom Experience. American Journal of Transplantation. 14 (12), 2846-2854 (2014).
  14. Watson, C. J. E., et al. et al. In situ normothermic perfusion of livers in controlled circulatory death donation may prevent ischemic cholangiopahy and improve graft survival. American Journal of Transplantation. 19 (6), 1745-1758 (2019).
  15. Hessheimer, A. J., et al. Abdominal normothermic regional perfusion in controlled DCD liver transplantation: outcomes and risk factors for graft loss. American Journal of Transplantation. 22 (4), 1169-1181 (2022).
  16. Padilla, M., et al. Improved short-term outcomes of kidney transplants in controlled donation after the circulatory determination of death with the use of normothermic regional perfusion. American Journal of Transplantation. 21 (11), 3618-3628 (2021).
  17. Lomero, M., et al. Donation after circulatory death today: An updated overview of the European Landscape. Transplant International. 33 (1), 76-88 (2020).
  18. Dominguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Medicine. 47 (3), 265-281 (2021).
  19. Levvey, B., et al. Influence of lung donor agonal and warm ischemic times on early mortality: Analyses from the ISHLT DCD Lung Transplant Registry. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 26-34 (2019).
  20. Van Raemdonck, D., et al. Donation after circulatory death in lung transplantation- Five-year follow-up form ISHLT Registry. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (12), 1235-1245 (2019).
  21. Palleschi, A., et al. Lung transplantation from donation after controlled cardiocirculatory death. Systematic review and meta-analysis. Transplantation Reviews. 34 (1), 100513(2020).
  22. Keshavamurthy, S., Rodgers-Fishl, P. Donation after circulatory death (DCD)-Lung procurement. Indian Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 37, 425-432 (2021).
  23. Oniscu, G. C., Siddique, A., Dark, J. Dual temperature multiorgan recovery from a Maastricht category III donor after circulatory death. American Journal of Transplantation. 14 (9), 2181-2186 (2014).
  24. Perera, M. T., Clutton-Brock, T., Muiesan, P. One donor, two types of preservation: First description of a donation after circulatory death donor with normothermic abdominal perfusion and simultaneous cold perfusion of lungs. Liver Transplantation. 20 (8), 1012-1015 (2014).
  25. Miñambres, E., et al. Improving the outcomes of organs obtained from controlled donation after circulatory death donors using abdominal normothermic regional perfusion. American Journal of Transplantation. 17 (8), 2165-2172 (2017).
  26. Miñambres, E., et al. Combined lung and liver procurement in controlled donation after circulatory death using normothermic abdominal perfusion. Initial experience in two Spanish centers. American Journal of Transplantation. 20 (1), 231-240 (2020).
  27. He, B., Han, X., Fink, M. A. Procurement of Abdominal Organs in Multi-Organ Donation in Deceased Donor. Organ Donation and Transplantation - Current Status and Future Challenges. Tsoulfas, G. , IntechOpen. London, UK. (2018).
  28. Baranski, A. Surgical Technique of the Abdominal Organ Procurement. , Springer London. London, UK. (2009).
  29. Tanaka, S., et al. Effect on the donor lungs of using abdominal normothermic regional perfusion in controlled donation after circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 59 (2), 359-366 (2021).
  30. Wind, J., Faut, M., Van Smaalen, T. C., Van Heurn, E. L. Variability in protocols on donation after circulatory death in Europe. Critical Care. 17 (5), 217(2013).
  31. Perez-Villares, J. M., Rubio, J. J., Del Río, F., Miñambres, E. Validation of a new proposal to avoid donor resuscitation in controlled donation after circulatory death with normothermic regional perfusion. Resuscitation. 117, 46-49 (2017).
  32. Ausania, F., White, S. A., Pocock, P., Manas, M. Kidney damage during organ recovery in donation after circulatory death donors: Data from UK National Transplant Database. American Journal of Transplantation. 12 (4), 932-936 (2012).
  33. Ausania, F., White, S. A., Coctes, R., Hulme, W., Manas, D. M. Liver damage during organ donor procurement in donation after circulatory death compared with donation after brain death. British Journal of Surgery. 100 (3), 381-386 (2013).
  34. Palleschi, A., et al. Successful preservation and transplant of warm ischaemic lungs from controlled donors after circulatory death by prolonged in situ ventilation during normothermic regional perfusion of abdominal organs. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 29 (5), 699-705 (2019).
  35. Caralt, M., et al. 34;Non-touch" vena cava technique as an improvement in combined lung and liver procurement in controlled donation after circulatory death. Transplantation Proceedings. 51 (1), 9-11 (2019).
  36. Miñambres, E., Rubio, J. J., Coll, E., Dominguez-Gil, B. Donation after circulatory death and its expansion in Spain. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (1), 120-129 (2021).
  37. Perez-Villares, J. M., et al. Mobile ECMO team for controlled donation after circulatory death. American Journal of Transplantation. 18 (5), 1293-1294 (2018).
  38. Rubio Muñoz, J. J., Domínguez-Gil, G., Miñambres García, E., del Rio Gallegos, F., Pérez-Villares, J. M. Papel de la perfusión normo térmica con oxigenación de membrana extracorpórea en la donación en asistolia controlada en España. Role of normothermic perfusion with ECMO in donation after controlled cardiac death in Spain. Medicina Intensiva. 46 (1), 31-41 (2021).
  39. Miñambres, E., et al. Spanish experience with heart transplants from controlled donation after the circulatory determination of death using thoraco-abdominal normothermic regional perfusion and cold storage. American Journal of Transplantation. 21 (4), 1597-1602 (2021).
  40. Messer, S., et al. Human heart transplantation from donation after circulatory-determined death donors using normothermic regional perfusion and cold storage. Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (7), 865-869 (2018).
  41. Suberviola, B., et al. Excellent long-term outcome with lungs obtained from uncontrolled donation after circulatory death. American Journal of Transplantation. 19 (4), 1195-1201 (2019).
  42. Actividad de donación y trasplante pulmonar España Organización Nacional de Trasplantes. , Spain. Available from: htpp://www.ont.es/infesp/Memorias/ACTIVIDAD%20DE%20DONACI%C3%93N%20Y%20TRANSPLANTE%20PULMONAR%20ESPA%C3%91A.pdf (2020).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Prélèvement pulmonairePerfusion normothermique abdominaleOxygénation par membrane extracorporelleBallon d'occlusion aortiquePréservation pulmonaireCannulation de l'artère pulmonaireLésion ischémique du greffon
Obtention d’un rétablissement rapide des poumons combinée à une perfusion régionale normamique abdominale dans le cadre d’un don contrôlé après une mort circulatoire
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.