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Article de méthode

Analyse de la dysfonction contractile cardiaque et des transitoires Ca2+ dans les myocytes de rongeurs

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DOI :

10.3791/64055

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25 mai 2022

 , 
1Department of Cardiac Surgery, Michigan Medicine, University of Michigan, Ann Arbor

Dans cet article

Résumé

Un ensemble de protocoles est présenté qui décrit la mesure de la fonction contractile via la détection de la longueur du sarcomère ainsi que la mesure transitoire du calcium (Ca2+) dans les myocytes isolés du rat. L’application de cette approche pour les études sur des modèles animaux d’insuffisance cardiaque est également incluse.

Résumé

La dysfonction contractile et les transitoires Ca2+ sont souvent analysés au niveau cellulaire dans le cadre d’une évaluation complète des lésions cardiaques et / ou du remodelage. Une approche pour évaluer ces altérations fonctionnelles utilise le raccourcissement à vide et les analyses transitoires Ca2+ dans les myocytes cardiaques primaires adultes. Pour cette approche, les myocytes adultes sont isolés par digestion de collagénase, rendus tolérants au Ca2+ , puis collés à des lamelles de couverture recouvertes de laminine, suivies d’une stimulation électrique dans des milieux sans sérum. Le protocole général utilise des myocytes cardiaques de rat adulte, mais peut être facilement ajusté pour les myocytes primaires d’autres espèces. Les altérations fonctionnelles des myocytes des cœurs blessés peuvent être comparées à des myocytes fictifs et/ou à des traitements thérapeutiques in vitro . La méthodologie comprend les éléments essentiels nécessaires à la stimulation des myocytes ainsi que la chambre cellulaire et les composants de la plate-forme. Le protocole détaillé de cette approche intègre les étapes de mesure du raccourcissement à vide par détection de longueur de sarcomère et des transitoires cellulaires Ca2+ mesurés avec l’indicateur ratiométrique Fura-2 AM, ainsi que pour l’analyse des données brutes.

Introduction

L’analyse de la fonction de la pompe cardiaque nécessite souvent une gamme d’approches pour obtenir des informations adéquates, en particulier pour les modèles animaux d’insuffisance cardiaque (IC). L’échocardiographie ou les mesures hémodynamiques donnent un aperçu de la dysfonction cardiaque in vivo 1, tandis que les approches in vitro sont souvent utilisées pour déterminer si la dysfonction provient de changements dans le myofilament et / ou le transitoire Ca2+ responsable du couplage de l’excitation, ou le potentiel d’action, avec la fonction contractile (par exemple, couplage excitation-contraction [E-C]). Les approches in vitro offrent également l’occasion de dépister la réponse fonctionnelle aux neurohormones, aux altérations génétiques induites par les vecteurs, ainsi qu’aux agents thérapeutiques potentiels2 avant de poursuivre des stratégies de traitement in vivo coûteuses et/ou laborieuses.

Plusieurs approches sont disponibles pour étudier la fonction contractile in vitro, y compris les mesures de force dans les trabécules intactes3 ou les myocytes perméabilisés4, ainsi que le raccourcissement à vide et les transitoires Ca2+ dans les myocytes intacts en présence et en l’absence de HF 5,6. Chacune de ces approches se concentre sur la fonction contractile des myocytes cardiaques, qui est directement responsable de la fonction de la pompe cardiaque 2,7. Cependant, l’analyse de la contraction et du couplage E-C est le plus souvent effectuée en mesurant le raccourcissement de la longueur musculaire et les transitoires Ca 2+ dans les myocytes adultes isolés tolérants au Ca2+. Le laboratoire utilise un protocole publié détaillé pour isoler les myocytes des cœurs de rats pour cette étape8.

Le transitoire Ca2+ et les myofilaments contribuent au raccourcissement et à l’allongement des myocytes intacts et peuvent contribuer à la dysfonction contractile 2,7. Ainsi, cette approche est recommandée lorsque l’analyse fonctionnelle in vitro nécessite un myocyte intact contenant la machinerie de cycle Ca2+ plus les myofilaments. Par exemple, des myocytes isolés intacts sont souhaitables pour étudier la fonction contractile après modification du myofilament ou de la fonction de cycle Ca2+ par transfertde gène 9. De plus, une approche des myocytes intacts est suggérée pour analyser l’impact fonctionnel des neurohormones lors de l’étude de l’impact des voies de signalisation des seconds messagers en aval et/ou de la réponse aux agents thérapeutiques2. Une mesure alternative de la force dépendante de la charge dans les myocytes simples est le plus souvent effectuée après perméabilisation membranaire (ou écorchage) à basse température (≤15 °C) pour éliminer la contribution transitoire Ca2+ et se concentrer sur la fonction myofilamentaire10. La mesure de la force dépendante de la charge plus les transitoires Ca2+ dans les myocytes intacts est rare en grande partie en raison du défi complexe et technique de l’approche11, en particulier lorsque le débit plus élevé est nécessaire, par exemple pour mesurer les réponses à la signalisation neurohormonale ou comme dépistage d’agents thérapeutiques. L’analyse des trabécules cardiaques surmonte ces défis techniques, mais peut également être influencée par les non-myocytes, la fibrose et / ou le remodelage de la matrice extracellulaire2. Chacune des approches décrites ci-dessus nécessite une préparation contenant des myocytes adultes car les myocytes néonatals et les myocytes dérivés de cellules souches pluripotentes inductibles (CSPi) n’expriment pas encore le complément complet des protéines de myofilament adultes et n’ont généralement pas le niveau d’organisation du myofilament présent dans le myocyte2 adulte en forme de bâtonnet. À ce jour, les données probantes dans les CSPi indiquent que la transition complète vers les isoformes adultes dépasse plus de 134 jours en culture12.

Étant donné que cette collection met l’accent sur l’IC, les protocoles comprennent des approches et des analyses pour différencier la fonction contractile des myocytes intacts défaillants par rapport aux myocytes intacts non défaillants. Des exemples représentatifs sont fournis à partir de myocytes de rats étudiés 18 à 20 semaines après une coarctation suprarénale, décrite précédemment 5,13. Des comparaisons sont ensuite faites avec des myocytes de rats traités fictivement.

Le protocole et la plateforme d’imagerie décrits ici sont utilisés pour analyser et surveiller les changements dans le raccourcissement et les transitoires Ca2+ dans les myocytes cardiaques en forme de bâtonnets au cours du développement de l’IC. Pour cette analyse, 2 x 104 Ca 2+-tolérants, en forme de bâtonnet, sont plaqués sur des lamelles de verre laminées (CS) de22 mm 2 et cultivés pendant la nuit, comme décrit précédemment8. Les composants assemblés pour cette plate-forme d’imagerie, ainsi que les supports et les tampons utilisés pour une imagerie optimale, sont fournis dans le tableau des matériaux. Un guide pour l’analyse des données à l’aide d’un logiciel et les résultats représentatifs sont également fournis ici. Le protocole global est divisé en sous-sections distinctes, les trois premières sections se concentrant sur les myocytes isolés de rats et l’analyse des données, suivies des expériences transitoires Ca2+ cellulaires et de l’analyse des données dans les myocytes.

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Protocole

Les études réalisées sur les rongeurs ont suivi la politique du Service de santé publique sur les soins et l’utilisation sans cruauté des animaux de laboratoire et ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université du Michigan. Pour cette étude, des myocytes ont été isolés chez des rats Sprague-Dawley et F344BN âgés de 3 à 34 mois pesant ≥ 200 g5. Les taux des hommes et des femmes ont été utilisés.

1. Stimulation des myocytes pour les études de la fonction contractile

  1. Fabriquer de nouveaux supports à base de M199 pour chaque ensemble de myocytes isolés (Tableau des matériaux). 1 jour avant la stimulation, plaquer 2 x 104 Ca2+ tolérants, myocytes en forme de bâtonnets sur des lamelles de verre recouvertes de laminine (CS) de 22mm 2, comme décrit précédemment8.
  2. Pour préparer les chambres, faites tremper chaque chambre dans de l’eau de Javel à 10% pendant 1 h. Ensuite, rincer les chambres à l’eau courante du robinet pendant 30-45 min, puis remplacer l’eau distillée toutes les 5 minutes pendant 30 min, puis remplacer l’eau désionisée toutes les 5 minutes pendant 30 minutes et un rinçage final à l’eau désionisée.
  3. Sécher les chambres sur une surface propre pendant 20 à 30 minutes (figure supplémentaire 1A-C). Ensuite, les UV traitent les chambres dans une armoire de biosécurité pendant 5 minutes dans chaque direction (total = 20 min). Cette étape n’est pas nécessaire pour les chambres pré-stérilisées.
    ATTENTION : Laissez la zone pour minimiser l’exposition aux UV.
  4. Retirez le couvercle de la chambre, ajoutez 3 mL de média à base de M199 (voir le tableau des matériaux) à chaque puits (figure supplémentaire 1B), remplacez le couvercle et préchauffez la chambre dans un incubateur à 37 °C contenant 5 % de CO2 et 20 % d’O2.
  5. Stériliser les pinces dans un stérilisateur à billes chaudes à 250 °C pendant 20-25 s. Transférez la chambre de stimulation préchauffée de l’incubateur à une armoire de biosécurité.
  6. Transférer chaque feuillet de couverture (CS) contenant des myocytes cardiaques dans des puits individuels dans la chambre de stimulation à l’aide de pinces stériles. Transférer les CS quatre à la fois, puis les chauffer pendant 10 minutes avant le transfert des quatre CS restants pour maintenir la température du fluide.
  7. Fixez des vérins bananes à la chambre de stimulation à une extrémité (figure supplémentaire 1C) et au stimulateur à l’autre extrémité (figure supplémentaire 1D).
  8. Réglez la fréquence du stimulateur à 0,2 Hz et réglez la tension (~12 V) pour obtenir une contraction de ~10%-20% de tous les myocytes cardiaques en forme de bâtonnet dans un puits. Pour déterminer le nombre de myocytes contractants, placez la chambre sous un microscope inversé avec un grossissement de 4x à 10x.
  9. Placer la chambre de stimulation dans un incubateur à 37 °C dans 5% de CO2 (Figure supplémentaire 1E). Changez le média toutes les 12 heures en utilisant un média préchauffé dans un incubateur à 37 °C, 5% CO2 pendant 20-25 min. Continuez la stimulation électrique jusqu’à 3 jours avec le support changé toutes les 12 heures.

2. Analyse de la fonction contractile des myocytes cardiaques de rats adultes

  1. Préchauffer un sachet de gel et un média dans un incubateur à 37 °C pendant 30 minutes avant l’expérience.
  2. Allumez les composants de la plate-forme de fonction contractile répertoriés dans le tableau des matériaux et illustrés à la figure supplémentaire 2, en accordant une attention particulière aux composants clés, qui comprennent une table antivibratoire (figure supplémentaire 2A-1) avec un microscope inversé avec un filtre rouge foncé (590 nm) (figure supplémentaire 2A-2,3) et une caméra CCD (figure supplémentaire 2A-4) connectée à un contrôleur CCD (figure supplémentaire 2A-5 et Figure supplémentaire 2C-5) et intégré à un ordinateur PC (Figure supplémentaire 2B-14).
  3. Assembler le tube dans la pompe péristaltique (figure supplémentaire 2A-8; Figure supplémentaire 2A-8), transférer le pack de gel préchauffé dans le porte-tube (Figure supplémentaire 2A-9), puis allumer le vide (Figure supplémentaire 2A-11) et alimenter le stimulateur cellulaire (Figure supplémentaire 2B-13).
  4. Placer un tube de 50 mL avec du fluide dans le support de tube isolé (figure supplémentaire 2A-9) et commencer la perfusion à ~0,5 mL/min à travers le tube péristaltique de la pompe (figure supplémentaire 2E-8).
  5. Ajouter une petite quantité de média préchauffé à un petit bateau de pesée (~2 mL). Transférer un CS contenant des myocytes de la chambre de stimulation au bateau de pesée. Remettre la chambre de stimulation à 37 °C dans l’incubateur à 5% de CO2 .
  6. Retirez le CS du bateau de pesage et essuyez doucement le dessous. Transférer le CS dans une chambre CS fraîchement graissée (Figure supplémentaire 2A, F-10; flèche noire) et ajouter doucement une goutte de média (~200 μL) sur le CS.
  7. Placez un support d’électrode en platine sur le CS (Figure supplémentaire 2F ; flèche grise) et posez un nouveau CS sur le dessus à l’aide d’une pince. Placez un support supérieur (Figure supplémentaire 2F; flèche blanche) sur le sandwich CS, puis installez deux ou quatre vis à tête panoramique #0 pour terminer l’assemblage de la chambre.
  8. Une fois que le fluide est présent dans tout le tube de la pompe, fixez le tube au préchauffeur, puis connectez le préchauffeur à la chambre CS assemblée à l’étape 2.7. Commencez la perfusion à 0,5 mL/min et placez une lingette en tissu sous la chambre pour vous assurer qu’il n’y a pas de fuites.
  9. Placez la chambre CS dans l’adaptateur de scène. Le fluide perfusé est recueilli à l’extrémité opposée de la chambre avec un tube relié à un système de vide. Allumez le système de chauffage (figure supplémentaire 2A, D-7) et équilibrez la chambre, l’objectif et le préchauffeur pendant ~5-10 min pour atteindre une température constante du fluide de 37 °C. Visualisez les myocytes avec l’objectif d’immersion dans l’eau 40x au microscope pendant ce temps d’équilibration.
  10. Activez le stimulateur de stimulation (Figure supplémentaire 2B-13) en réglant la tension à 1,5 fois le réglage nécessaire pour que 80 % des cellules en forme de bâtonnets se contractent, ce qui est généralement de 35 à 40 V. Réglez la fréquence de stimulation sur 0,2 Hz pour optimiser la fonction contractile et la survie des myocytes
  11. Recueillir des traces de raccourcissement et d’allongement contractiles à partir de myocytes perfusés et rythmés en continu. Pour collecter des mesures de raccourcissement, utilisez une caméra CCD (Figure supplémentaire 2A-4) connectée à un contrôleur CCD (Figure supplémentaire 2B-5,C) et un ordinateur dédié avec une carte contrôleur d’E/S (Figure supplémentaire 2B-14 ; voir Tableau des matériaux). La plateforme mesure le raccourcissement du sarcomère dans les myocytes du rat, bien que des résultats similaires soient obtenus à partir de mesures de myocytes recueillies sur les bords longitudinaux des myocytes (voir Ecklerle et al.14).
  12. Pour collecter des traces de raccourcissement du sarcomère, ouvrez le logiciel sur l’ordinateur, sélectionnez OK, puis Fichier > Nouveau. Préparez un modèle d’écran en sélectionnant Traces > Modifier les limites utilisateur > la longueur du sarcomère , puis en définissant des valeurs maximales et minimales, généralement comprises entre 2,0 μm et 1,5 μm. Calibrer la caméra CCD avec un graticule de 0,01 mm avant d’effectuer des mesures dans les myocytes (Figure 1D).
  13. Pour enregistrer les traces de longueur du sarcomère, sélectionnez Fichier > Nouveau. Identifiez un myocyte en contraction et positionnez-le le long de l’axe longitudinal de la caméra de manière à ce que le motif de striation soit vertical (Figure 1B).
  14. Utilisez la souris de l’ordinateur pour placer la zone de région d’intérêt (ROI) (boîte rose) sur le myocyte (Figure 1C). Sélectionnez Collecter et Commencer pour enregistrer la fonction contractile. Raccourcissement record pendant 60 s de chaque myocyte à de faibles fréquences de stimulation (≤0,5 Hz).
  15. Enregistrer le raccourcissement du sarcomère de 5 à 10 cellules par CS. Effectuer des mesures à 1 cellule/CS si les études incluent un traitement avec des agonistes/antagonistes. Préparez un média préchauffé séparé et un autre morceau de tuyau de perfusion dédié chargé dans une pompe péristaltique multicanal et suivez les étapes 2.9.-2.14. pour mesurer l’impact de l’administration de médicaments ou de neurohormones sur la fonction contractile des myocytes .
  16. Pour mesurer le raccourcissement sur une gamme de fréquences, rythmer les myocytes à chaque fréquence pour obtenir un raccourcissement à l’état d’équilibre avant d’enregistrer5. Pour ces études, doubler le taux de perfusion et commencer à enregistrer 15-20 s après la stimulation à une nouvelle fréquence pour obtenir des réponses contractiles constantes à l’état d’équilibre pour des fréquences comprises entre 0,2 Hz et 2 Hz. En règle générale, n’enregistrez pas plus de 2 myocytes / CS pour raccourcir la plage donnée de fréquences de stimulation.
  17. Enregistrez au moins 7 contractions/cellule pour obtenir des données fiables moyennées du signal lors de l’analyse des enregistrements (voir étape 3.).

3. Analyse des données de la fonction contractile dans les myocytes isolés

  1. Pour commencer, sélectionnez Fichier, choisissez une trace enregistrée, puis sélectionnez Ouvrir. Sélectionnez l’onglet 1 (côté gauche) de la trace de base, puis définissez le panneau jaune en haut de la trace sur Longueur Sarc. Sélectionnez Traces et le modèle d’écran préparé à l’étape 2.12.
  2. Pour préparer un modèle d’analyse, sélectionnez Opérations, Options d’analyse transitoire monotone, Marque d’événement TTL dans la zone Définition de t0, ainsi que les options suivantes dans le menu : Ligne de base (longueur du sarcomère au repos), Vitesse de départ par rapport à t0 (dep v), Pic (hauteur du pic et %hauteur du pic/ligne de base ou bl%crête h), Vitesse de retour par rapport à tPic (ret v), Time to Peak 50 % (TTP 50 %) avec t0, et Time to Baseline 50 % (TTR50 %) avec tPeak. Enregistrez ces options d’analyse en sélectionnant Modèles > Enregistrer le modèle d’analyse avec un identificateur. Chargez ce modèle d’analyse avant d’analyser chaque trace.
  3. Pour commencer l’analyse des données, sélectionnez Marques > Porte > Ajouter une > Conversion transitoire à partir de la marque d’événement > plage d’analyse. Fixez maintenant la plage de temps de -0,01 s à 1,20 s pour les myocytes cadencés à 0,2 Hz (Figure 2A, marques rouges sur la partie inférieure de la trace brute). Sélectionnez une plage de temps plus courte pour les myocytes stimulés à des fréquences plus élevées.
  4. Produisez une trace moyennée du signal en sélectionnant Opérations > Événements moyens. Un enregistrement moyenné par signal apparaît sous la trace de base d’origine.
  5. Sélectionnez l’onglet 1 de la trace moyennée du signal (côté gauche de l’écran), puis sélectionnez Marques dans le menu supérieur, puis Ajouter transitoire. Sélectionnez Opérations dans le menu supérieur et Analyse transitoire monotone pour afficher les valeurs moyennes du signal pour la longueur du sarcomère de base, la hauteur du pic, le bl%peak h, le dep v, le ret v, le TTP 50 % et le TTR50 % dans le panneau d’affichage de la moyenne du signal.
  6. Transférez chaque analyse transitoire du sarcomère dans une feuille de calcul pour l’analyse composite de plusieurs myocytes en sélectionnant Exporter > Analyse transitoire monotone > Courant du presse-papiers. Collez ces données dans la feuille de calcul pour chaque trace.
  7. Pour copier la trace moyennée du signal, sélectionnez Exporter > trace actuelle > Options > du Presse-papiers et définissez les décimales sur 5, puis sélectionnez Délimiteur de tabulations, puis cliquez sur OK, puis sur OK. Collez les traces moyennées par le signal pour chaque enregistrement de myocytes dans une deuxième feuille de calcul.

4. Enregistrement des transitoires Ca2+ chez les myocytes cardiaques adultes de rat

  1. Avant de mesurer les transitoires Ca 2+, activez les composants de la plate-forme décrits à l’étape 2.2., ainsi que les composants d’imagerie par fluorescence supplémentaires (voir les composants supplémentaires pour l’analyse d’imagerie Ca2+ dans le Tableau des matériaux; Figure supplémentaire 2A-5,6; 2B-12).
  2. Préparer la solution mère Fura-2AM contenant 1 mM Fura-2AM plus 0,5 M probénécide dans du diméthylsulfoxyde (DMSO). Le probénécide minimise la fuite Fura-2AM15.
  3. Diluer la solution mère dans 5 μM de Fura-2AM et 2,5 mM de probénécide dans 2,5 mL de milieu (voir le tableau des matériaux) dans un puits d’une plaque de 6 puits. Ajouter 2,5 ml de média seul (pas de Fura-2AM) à trois puits supplémentaires dans la plaque, couvrir la plaque avec du papier d’aluminium et préchauffer le média à 37 °C.
  4. Transférer un CS contenant des myocytes de la chambre de stimulation au puits contenant Fura-2AM, couvrir et remettre la plaque dans l’incubateur à 37 °C avec 5% de CO2 pendant 4 min. Monter le tube dans la pompe de perfusion et perfuser avec le fluide pendant la période de chargement Fura-2AM, comme décrit à l’étape 2.4.
  5. Éteignez ou minimisez l’éclairage de la pièce pour réduire le photoblanchiment par fluorescence et optimiser le signal de fluorescence. Retirez la plaque à 6 puits de l’incubateur, puis lavez le CS pendant 10 s dans chacun des trois puits contenant uniquement des fluides. Transférer le CS dans un petit bateau de pesage contenant des milieux préchauffés (pas de Fura-2AM ajouté).
  6. Montez le CS sur une chambre CS fraîchement graissée après avoir essuyé doucement la face inférieure du CS. Ajoutez doucement une goutte de média au CS, puis assemblez le support d’électrode sur le CS, suivi d’un deuxième CS et du support supérieur. Utilisez des vis à tête panoramique #0 pour terminer l’assemblage de la chambre cellulaire, comme décrit aux étapes 2.6.-2.7.
  7. Connectez le tuyau de pompe rempli de média au préchauffeur, connectez le préchauffeur à la chambre CS et placez-le dans un adaptateur d’étage, comme décrit à l’étape 2.8. Recueillir le média avec le système de tube à vide et allumer le système de chauffage (figure supplémentaire 2A,D-7) pour équilibrer la chambre à 37 °C, comme décrit aux étapes 2.8.-2.9.
  8. Activez le stimulateur de stimulation (Figure supplémentaire 2B-13) réglé sur 35-40 V et 0,2 Hz, comme décrit à l’étape 2.10.
  9. Avant d’enregistrer un Ca2+ transitoire, allumez une petite lampe de poche ou une lampe de bibliothèque montée près du clavier de l’ordinateur pour vous aider à voir le clavier. De plus, enregistrez le fond de fluorescence dans une zone sans myocytes cardiaques. Pour commencer, sélectionnez Fichier > Démarrer > Nouveau, comme décrit à l’étape 2.12.
  10. Sélectionnez un retour sur investissement et définissez un onglet (ou barre de trace, côté gauche) pour le numérateur brut et un deuxième onglet pour le dénominateur brut, défini dans le centre supérieur de chaque onglet. Enregistrer l’arrière-plan pendant 10-20 s. Cliquez avec le bouton droit de la souris et faites glisser le pointeur sur un panneau de barre de trace pour obtenir les valeurs brutes moyennes du numérateur et du dénominateur du signal. Entrez ces valeurs en sélectionnant Opérations > Constantes, puis entrez les valeurs brutes.
  11. Préparez un nouveau modèle d’écran pour collecter à la fois les raccourcissements et les transitoires Ca2+ . Pour la longueur du sarcomère, sélectionnez Tab 1 et utilisez le même processus que celui décrit à l’étape 2.13. Pour l’imagerie Ca2+ , sélectionnez Tab 2 > Ratio (en haut au centre de l’onglet) > Traces > Modifier les limites utilisateur pour définir les niveaux minimum et maximum du rapport, qui sont généralement définis entre 1 et 5. Utilisez le même processus pour définir le numérateur et les plages de dénominateurs pour les onglets 3 et 4 (côté gauche).
  12. Placez une boîte ROI sur une image de myocyte, comme décrit à l’étape 2.14. Sélectionnez Fichier > Nouveau > collecte. Sélectionnez maintenant Démarrer pour collecter les données de raccourcissement et ratiométriques Ca2+ . Enregistrer ≥7 contractions/cellule pour une analyse moyenne du signal.
  13. Répétez l’enregistrement de suivi en arrière-plan décrit à l’étape 4.10. après avoir enregistré 2-4 myocytes. En règle générale, notez 4-5 myocytes / CS ou moins de myocytes s’il y a des changements significatifs dans la lecture de fond.

5. Analyse des données des transitoires Ca2+ dans les myocytes isolés.

  1. Ouvrez le fichier souhaité pour analyse et sélectionnez Modèles > Modèle d’écran pour raccourcir plus Ca2+ transitoires. Ensuite, sélectionnez les onglets 1 et 2 (à gauche) pour afficher la longueur du sarcomère et le rapport Ca2+ , respectivement. Sélectionnez Opérations > constantes et entrez les valeurs du numérateur et du dénominateur de la trace d’arrière-plan Ca2+ .
  2. Préparez des modèles d’analyse pour raccourcir plus les données transitoires Ca2+ . Sélectionnez l’onglet 1 (côté gauche) et utilisez le même processus que celui décrit à l’étape 3.2. pour définir le modèle d’analyse de longueur de Sarcomère.
  3. Sélectionnez l’onglet 2 (côté gauche), puis sélectionnez Opérations, Options d’analyse transitoire monotone, Marque d’événement TTL dans la zone Définition de t0 et les options suivantes dans le menu : Ligne de base (rapport basal), Vitesse de départ par rapport à t0 (dep v), Pic (hauteur du pic et %hauteur du pic/ligne de base ou bl%crête h), Vitesse de décroissance par rapport à tPic (ret v), Time to Peak 50 % (TTP 50 %) avec t0, et Time to Baseline 50 % (TTR50 %) avec tPeak. Enregistrez ces options d’analyse en sélectionnant Modèles et Enregistrer le modèle d’analyse à l’aide d’un nouveau nom d’identificateur. Chargez ce modèle d’analyse avant d’analyser chaque trace.
  4. Utilisez le même processus que celui décrit aux étapes 3.3.-3.6. pour faire la moyenne du signal, puis analyser la longueur du sarcomère, suivie des mêmes étapes pour les transitoires Ca2+ . Définissez des marques distinctes pour la longueur du sarcomère et pour la trace du rapport transitoire Ca2+ .

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Résultats

Les études de la fonction contractile sont effectuées sur les myocytes de rat à partir du lendemain de l’isolement (jour 2) jusqu’à 4 jours après l’isolement. Bien que les myocytes puissent être enregistrés le lendemain de l’isolement (c.-à-d. le jour 2), des temps de culture plus longs sont souvent nécessaires après le transfert de gènes ou les traitements pour modifier la fonction contractile8. Pour les myocytes cultivés pendant plus de 18 heures après l’isolement, le protocole de stimulation dé...

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Discussion

Le protocole de stimulation chronique décrit à l’étape 1 prolonge le temps utile pour étudier les myocytes isolés et évaluer l’impact de traitements plus longs. Dans notre laboratoire, des résultats cohérents ont été obtenus jusqu’à 4 jours après l’isolement lors de la mesure de la fonction contractile en utilisant la longueur du sarcomère sur des myocytes à rythme chronique. Cependant, la fonction contractile myocytaire se détériore rapidement lors de l’utilisation de milieux âgés de plus de 1 semaine pour rythmer les m...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont pas d’intérêts financiers concurrents ou d’autres conflits d’intérêts.

Remerciements

Ce travail est soutenu par la subvention R01 HL144777 (MVW) des National Institutes of Health (NIH).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
MEDIA
Bovine serum albuminSigma (Roche)3117057001Concentration finale = 0,2 % (p/v)
GlutathionSigmaG-6529Concentration finale = 10 mM
HEPESSigmaH-7006Concentration finale = 15 mM
M199SigmaM-25201 bouteille donne 1 L ; pH 7.45
NaHCO3SigmaS-8875Concentration finale = 4 mM
de pénicilline/streptomycineFisher15140122Concentration finale = 100 U/mL de pénicilline, 100 &mu ; g/mL de réactifs de streptomycine
<> FORTS SPÉCIFIQUEMENT POUR Ca2+ IMAGING
Dimethylsulfoxide (DMSO)Sigma  ;D2650
Fura-2AMInvitrogen (Sondes moléculaires)F122150 &mu ; g/flacon ;   ; Préparer une solution mère de 1 mM de Fura-2AM + 0,5 M de probenicide dans du DMSO ;   ; La concentration finale de Fura2-AM dans les médias est  ; 5 &mu ; M
ProbenicidInvitrogen (Fisher)P36400Ajouter 7,2 mg de probenicide (0,5 M) à 1 mM de stock Fura-2AM ; La concentration finale dans le milieu est de 2,5 mM
MATÉRIAUX POUR LA STIMULATION DES MYOCYTES DE RAT
#1 22  ; mm2 lamelles en verreCorning2845-22
3 x 36 pouces câbles avec prises bananesPomona ElectronicsB-36-2Figure supplémentaire 1, panneau C
Incubateur 37oC  ; avec 95 % O2 : 5 % CO<2/sub> ;Forma3110Figure supplémentaire 1, panneau E. Plusieurs modèles sont appropriés
Classe II A/B3 Enceinte de biosécurité avec lampe UVForma1286Plusieurs modèles sont appropriés
Pinces - Dumont #5 5/45Outils de science fine11251-35
Stérilisateur à billes chaudesOutils de science fine1800-45
Microscope inversé à faible grossissementLeicaDM-IL  ;Placez ce microscope à côté de l’incubateur pour surveiller la contraction des myocytes stimulés au début de la stimulation et après les changements de milieu. Objectifs 4X et 10X recommandés
Chambre de stimulationFigure supplémentaire personnalisée1, panneau A. Le système Ionoptix C-pace est une alternative disponible dans le commerce ou voir 22
StimulatorIonoptixMyopacerSupplemental Figure 1, panneau D.
MATÉRIAUX POUR LA FONCTION CONTRACTILE et/ou Ca2+ ANALYSE D’IMAGERIEID dans la figure supplémentaire 2 & Alternatives/Options recommandées
Composants supplémentaires pour l’analyse d’imagerie Ca2+IonoptixComposants essentiels du système : -- Système de comptage de photons  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; --  ; Alimentation au xénon avec source lumineuse à double excitation  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; --  ; Interface de fluorescence  ;- Le système de comptage de photons contient un tube photomultiplicateur (PMT) et un miroir dichroïque et est installé à côté de la caméra CCD  ; (panneau A #4).  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; - L’alimentation de la source lumineuse de l’ampoule au xénon (voir panneau A #5 et panneau C, à gauche) est intégrée avec une double interface d’excitation (excitation 340/380 nm et émission 510 nm) illustrée dans le panneau A #6.   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; - L’interface de fluorescence entre l’ordinateur et la source lumineuse est illustrée dans le panneau B, #12.
Caméra CCD avec acquisition d’images  ; matériel et logiciel (240 images/s)Ionoptix  ;Myocam avec contrôleur CCDLe Myocam et le contrôleur CCD sont illustrés dans la Fig. supplémentaire 2, panneau A #4 et panneau A #5 et panneau C #5 (à droite), respectivement. Le contrôleur est intégré à un système informatique PC (panneau B #14).  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;
  ; Stimulateur de chambreIonoptix  ;Myopacerpanneau B, #13 ; Alternative :  ; Herbe modèle S48
Chambre de perfusion montée sur lamelleChambre personnalisée pour 22 mm2 lamelle avec adaptateur en silicone et 2-4 vis cruciformes #0 à tête cylindrique  ; (flèche, panneau F)Panneau A #10 et panneau F ;   ;   ; La température de la chambre est étalonnée à 37oC à l’aide d’une sonde TH-10Km et du régulateur de température TC2BIP (voir régulateur de température).  ; Alternatives commerciales :  ; Ionoptix FHD ou C-stim cellule  ; Chambres; Système de stimulation de culture Cell MicroControls
Ordinateur et logiciel dédiés pour la collecte de données et l’analyse des transitoires de fonction/Ca2+PC Ionoptixavec carte PC Ionwizard et logicielPanel B, #14 ; La fonction contractile est mesurée à l’aide des modules d’acquisition SarcLen (longueur du sarcomère) ou SoftEdge (longueur du myocyte) du logiciel IonWizard. Le logiciel Ionwizard comprend également un logiciel d’acquisition PMT pour ratiometric  ; Imagerie Ca2+ dans des myoyctes chargés de Fura-2AM.
- Une armoire électronique à 4 montants et des étagères sont recommandées pour loger le somputer et le stimulateur cellulaire.  ; L’interface de fluorescence pour l’imagerie Ca2+ est également logée dans cette armoire (voir ci-dessous).
Pince - Dumont #5 TIFine Science Tools11252-40Panneau F
Support de tube isolé pour supportPanneau personnaliséA #9 ; Ce support est facilement assemblé à l’aide de polystyrène et un pack de gel préchauffé pour garder les supports au chaud
Microscope à fond clair inverséNikonTE-2000SInstallez une tourelle rotative pour l’épifluorescence (panneau A #2) pour l’imagerie Ca2+.  ;   ; Un filtre de condenseur rouge foncé (590 nm) est également recommandé pour minimiser le blanchiment par fluorescence lors de l’imagerie Ca2+.
Table d’isolementTMC Vibration Control30 x 36 poucesPanneau A, #1 ; Souhaitable :  ; étagères surélevées, blindage de Faraday  ;   ;
Oculaires et objectif de microscopeOculaires Nikon10X CFI 40X eau Plan CFI Objectif fluorPanel A #3 ; Objectif 40X :&n.a. 0.08 ; w.d. 2 mm.  ; Un réchauffeur d’objectif Cell MicroControls HLS-1 est monté autour de l’objectif (voir régulateur de température ci-dessous).  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; REMARQUE :  ; Des distributeurs d’immersion dans l’eau sont également disponibles pour les objectifs à base d’eau.   ;
Pompe péristaltiqueGilsonMinipuls 3Panneau A #8 et panneau E
petit bateaude pesée Fisher  ;08-732-112
Régulateur de températureCell MicroControlsTC2BIPPanel A #7 ; Partie D. Ce régulateur de température chauffe la chambre de lamelle à 37oC.   ;   ; Un préchauffeur et un réchauffeur d’objectif sont recommandés pour cette plate-forme. Un préchauffeur Cell MicroControls HPRE2 et  ; Les réchauffeurs d’objectif HLS-1 sont contrôlés  ; par le régulateur de température TC2BIP pour nos études.
Lumière LED sous l’armoire avec capteur de mouvement  ;Sylvania#72423 Lumière LEDRecommandée pour la collecte de données pendant l’imagerie transitoire Ca2+ sous une lumière ambiante minimale.   ; Alternative :  ; Une lampe de poche à pince / lampe de livre avec col flexible - plusieurs fournisseurs sont disponibles.
Conduite de vide avec flacon Ehrlenmeyer en ligne et filtre de protectionTube FisherTygon - E363 ;   ; fiole Ehrlenmeyer en polypropylène - 10-182-50B ; Filtre d’aspirateur - 09-703-90Panneau A #11

Références

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