Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Essai de transcytose cellulaire endothéliale comme modèle in vitro pour évaluer la perméabilité interne de la barrière hémato-rétinienne

6.1K vues

⸱

DOI :

10.3791/64076

⸱

7 juin 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Boston Children’s Hospital, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole illustre un test in vitro de transcytose des cellules endothéliales comme modèle pour évaluer la perméabilité interne de la barrière hémato-rétinienne en mesurant la capacité des cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes humaines à transporter la peroxydase de raifort à travers les cellules dans les processus de transport transcellulaire médiés par les cavéoles.

Résumé

Le dysfonctionnement de la barrière hémato-rétinienne (BRB) contribue à la physiopathologie de plusieurs maladies oculaires vasculaires, entraînant souvent un œdème rétinien et une perte de vision subséquente. La barrière interne hémato-rétinienne (BRB) est principalement composée d’endothélium vasculaire rétinien à faible perméabilité dans des conditions physiologiques. Cette caractéristique de faible perméabilité est étroitement régulée et maintenue par de faibles taux de transport paracellulaire entre les cellules endothéliales microvasculaires de la rétine adjacentes, ainsi que par le transport transcellulaire (transcytose) à travers elles. L’évaluation de la perméabilité de la barrière transcellulaire rétinienne peut fournir des informations fondamentales sur l’intégrité de l’IBB dans la santé et la maladie. Dans cette étude, nous décrivons un test de transcytose sur cellules endothéliales (CE), comme un modèle in vitro pour évaluer la perméabilité iBRB, en utilisant des cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes humaines (HRMEC). Ce test évalue la capacité des HRMECs à transporter la transferrine et la peroxydase de raifort (HRP) dans les processus de transport transcellulaire médiés par les récepteurs et les cavéoles, respectivement. Des HRMECs entièrement confluents cultivés sur membrane poreuse ont été incubés avec de la transferrine marquée par fluorescence (transcytose dépendante de la clathrine) ou HRP (transcytose médiée par les cavéoles) pour mesurer les niveaux de transferrine ou HRP transférés dans la chambre inférieure, indiquant les niveaux de transcytose à travers la monocouche EC. La signalisation Wnt, une voie connue régulant l’iBRB, a été modulée pour démontrer la méthode de dosage de transcytose basée sur HRP médiée par les cavéoles. Le test de transcytose EC décrit ici peut fournir un outil utile pour étudier les régulateurs moléculaires de la perméabilité EC et de l’intégrité iBRB dans les pathologies vasculaires et pour le dépistage des systèmes d’administration de médicaments.

Introduction

La rétine humaine est l’un des tissus les plus exigeants en énergie du corps. Le bon fonctionnement de la rétine neurale nécessite un apport efficace d’oxygène et de nutriments ainsi qu’un flux restreint d’autres molécules potentiellement nocives pour protéger l’environnement rétinien, qui est médié par la barrière hémato-rétinienne (BRB)1. Semblable à la barrière hémato-encéphalique (BHE) dans le système nerveux central, le BRB agit comme une barrière sélective dans l’œil, régulant le mouvement des ions, de l’eau, des acides aminés et du sucre dans et hors de la rétine. Le BRB maintient également l’homéostasie rétinienne et son privilège immunitaire en empêchant l’exposition à des facteurs circulatoires tels que les cellules immunitaires, les anticorps et les agents pathogènes nocifs2. Le dysfonctionnement des BRB contribue à la physiopathologie de plusieurs maladies oculaires vasculaires, telles que la rétinopathie diabétique, la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA), la rétinopathie du prématuré (RDP), l’occlusion veineuse rétinienne et l’uvéite, entraînant un œdème vasogénique et une perte de vision subséquente 3,4,5.

Le BRB se compose de deux barrières distinctes pour deux réseaux vasculaires oculaires distincts, respectivement: le système vasculaire rétinien et le choriocapillaire fenêtré sous la rétine. Le BRB interne (iBRB) est principalement composé de cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes (CMRM) qui tapissent le système microvasculaire rétinien, qui nourrit les couches neuronales rétiniennes internes. D’autre part, l’épithélium pigmentaire rétinien forme le composant majeur du BRB externe, qui se situe entre la rétine neurosensorielle et la choriocapillaris2. Pour l’IBRi, le transport moléculaire à travers les CEMR s’effectue par les voies paracellulaires et transcellulaires (Figure 1). Le degré élevé de sélectivité de la substance à travers le BRB repose sur (i) la présence de complexes protéiques jonctionnels qui restreignent le transport paracellulaire entre les cellules endothéliales adjacentes (CE), et (ii) les faibles niveaux d’expression des médiateurs, transporteurs et récepteurs des cavéoles dans les cellules endothéliales qui maintiennent de faibles taux de transport transcellulaire 1,6,7,8 . Les complexes jonctionnels régulant le flux paracellulaire sont composés de jonctions serrées (claudines, occludines), de jonctions adhérentes (cadhérines VE) et de jonctions lacunaires (connexines), permettant le passage de l’eau et de petits composés solubles dans l’eau. Alors que les petites molécules lipophiles diffusent passivement à l’intérieur des CMRM, le mouvement des molécules lipophiles et hydrophiles plus grosses est régulé par les voies trans-endothéliales induites par l’ATP, y compris le transport vésiculaire et les transporteurs membranaires 5,9.

La transcytose vésiculeuse peut être classée comme une transcytose cavéolaire médiée par la cavéoline, une transcytose dépendante de la clathrine (et médiée par les récepteurs) et une macropinocytose indépendante de la clathrine (Figure 2). Ces processus de transport vésiculeux impliquent des vésicules de tailles différentes, les macropinosomes étant les plus grands (allant de 200 à 500 nm) et les cavéoles les plus petits (en moyenne 50 à 100 nm), tandis que les vésicules recouvertes de clathrine vont de 70 à 150 nm10. Les caveolae sont des invaginations de membrane plasmique riche en lipides en forme de flacon avec une enveloppe protéique, principalement composée de cavéoline-1 qui lie le cholestérol de la membrane lipidique et d’autres protéines structurelles et de signalisation via leur domaine d’échafaudagecavéoline 11. Les cavéolines travaillent avec la cavine attachée par voie périphérique pour favoriser la stabilisation des cavéoles au niveau de la membrane plasmique12. Les membranes caveolaires peuvent également transporter des récepteurs pour d’autres molécules telles que l’insuline, l’albumine et les lipoprotéines circulantes, y compris les lipoprotéines de haute densité (HDL) et les lipoprotéines de basse densité (LDL) pour faciliter leur mouvement à travers les cellules endothéliales13. Au cours du développement, la formation de BRB fonctionnelle dépend de la suppression de la transcytose EC8. L’endothélium rétinien mature présente donc des niveaux relativement faibles de récepteurs cavéoles, cavéoline-1 et albumine par rapport aux autres cellules endothéliales dans des conditions physiologiques, contribuant à ses propriétés de barrière 4,9.

Parce que la dégradation de l’iBRB est une caractéristique majeure de nombreuses affections oculaires pathologiques, il est essentiel de développer des méthodes pour évaluer la perméabilité vasculaire rétinienne in vivo et in vitro. Ces méthodes aident à fournir des informations probables sur les mécanismes de l’intégrité compromise des BRB et à évaluer l’efficacité des cibles thérapeutiques potentielles. Les essais actuels d’imagerie in vivo ou de fuite vasculaire quantitative utilisent généralement des tests fluorescents (fluorescéine de sodium et dextran), colorimétriques (colorant bleu Evans et substrat de peroxydase de raifort [HRP]) ou radioactifs14 pour détecter l’extravasation du système vasculaire dans les tissus rétiniens environnants avec l’imagerie au microscope ou dans un lysat tissulaire isolé. Un traceur idéal pour quantifier l’intégrité vasculaire devrait être inerte et suffisamment grand pour pénétrer librement les vaisseaux compromis tout en étant confiné dans des capillaires sains et intacts. Les méthodes employant la fluorescéine de sodium ou le dextran conjugué à l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC-dextran) dans l’angiographie à la fluorescéine vivante du fond d’œil (FFA) ou sur des supports plats rétiniens isolés sont largement utilisées pour quantifier l’extravasation rétinienne in vivo ou ex vivo. FITC-dextran a l’avantage d’être disponible en différents poids moléculaires allant de 4 à 70 kDa pour les études sélectivespar taille 15,16,17. La FITC-albumine (~68 kDa) est un traceur protéique alternatif de grande taille présentant une importance biologique pour les études de fuite vasculaire18. Le colorant Evans Blue, injecté par voie intracardiale19, rétro-orbitale ou par la veine de la queue 20, repose également sur sa liaison avec l’albumine endogène pour former une grosse molécule qui peut être quantifiée par détection spectrophotométrique ou, moins fréquemment, par microscopie à fluorescence dans des supports plats20,21. Cependant, ces méthodologies d’imagerie quantitative ou lumineuse ne distinguent souvent pas le transport paracellulaire du transport transendothélial. Pour l’analyse spécifique de la transcytose avec visualisation ultrastructurale des vésicules transcytosées, les molécules traceurs telles que HRP sont généralement utilisées pour localiser les vésicules transcytosées dans les cellules endothéliales qui peuvent être observées au microscope électronique22,23,24 (Figure 3A-C).

Le développement et l’utilisation de modèles in vitro iBRB pour évaluer la perméabilité des cellules endothéliales pourraient fournir une évaluation robuste et à haut débit pour compléter les expériences in vivo et aider à l’étude des régulateurs moléculaires des fuites vasculaires. Les essais couramment utilisés pour évaluer le transport paracellulaire et l’intégrité des jonctions serrées comprennent la résistance électrique transendothéliale (TEER), une mesure de la conductance ionique (Figure 4)2,25, et le test de fuite vasculaire in vitro utilisant des traceurs fluorescents de faible poids moléculaire 26. De plus, des tests de modélisation de la transcytose à base de transferrine ont été utilisés pour explorer la transcytose dépendante de la clathrine27. Malgré cela, les tests pour évaluer la BRB et, plus spécifiquement, la transcytose cavéolaire EC rétinienne in vitro sont limités.

Dans cette étude, nous décrivons un test de transcytose EC utilisant des cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes humaines (HRMEC) comme modèle in vitro pour déterminer la perméabilité iBRB et la transcytose EC. Ce test repose sur la capacité des HRMECs à transporter la transferrine ou le HRP via les voies de transcytose médiée par les récepteurs ou dépendantes des cavéoles, respectivement (Figure 2). Les HRMECs cultivés à pleine confluence dans la chambre apicale (c.-à-d. insert de filtre) ont été incubés avec de la transferrine conjuguée fluorescente (Cy3-Tf) ou HRP pour mesurer l’intensité de fluorescence correspondant aux niveaux de transferrine ou HRP transférés à la chambre inférieure par transcytose EC uniquement. La confluence de la monocouche cellulaire peut être confirmée en mesurant TEER, indiquant l’intégrité de la jonction serrée25. Pour démontrer la technique TEER et de dosage de la transcytose, des modulateurs moléculaires connus de la perméabilité vasculaire et de la transcytose EC ont été utilisés, notamment le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF)28 et ceux de la signalisation Wnt (ligands Wnt : Wnt3a et Norrin)29.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) du Boston Children’s Hospital pour la génération d’images de microscopie optique et EM (Figure 3). Les protocoles pour les études in vivo peuvent être obtenus auprès de Wang et al.24. Toutes les expériences impliquant des cellules endothéliales microvasculaires microvasculaires rétiniennes humaines (HRMEC) ont été approuvées par le Comité institutionnel de biosécurité (IBC) du Boston Children’s Hospital.

1. Préparation des réactifs

  1. Solution pour enrober la capsule de culture tissulaire : Préparer une solution de gélatine à 0,1 % en dissolvant 1 mL de solution mère de gélatine (40 % à 50 %) dans 500 mL de culture tissulaire stérile grade 1x PBS (pH = 7,4). Filtrer la solution à travers un filtre de 0,22 μm. Conserver la solution de gélatine à 0,1 % entre 2 et 8 °C. Il peut être conservé à ladite température pendant une durée indéterminée dans un état stérile.
  2. Milieu de croissance : Préparer 500 mL de milieu complet de croissance cellulaire endothéliale (EGM) en dissolvant les suppléments d’EGM dans le milieu de base de croissance des cellules endothéliales (EBM) conformément aux instructions du fabricant (Tableau des matériaux). Milieu de croissance aliquote dans des tubes de 50 ml et conserver les tubes à 4 °C. La durée de conservation du milieu de croissance est de 12 mois à 4 °C.
  3. Solution de trypsine : Pour une solution de trypsine-EDTA à 0,25 %, extraire de la partie aliquote du flacon mère dans des tubes de 50 ml et conserver à 4 °C (jusqu’à 2 semaines) ou −20 °C (jusqu’à 24 mois).

2. Culture des HRMECs

  1. Culture cellulaire initiale
    1. Enrobez les boîtes de Petri de culture cellulaire (100 mm de diamètre x 20 mm de hauteur) avec 5 ml de solution de gélatine à 0,1 % sous une hotte à flux laminaire et conservez-les intactes dans la hotte pendant 30 minutes à température ambiante (RT) pour un revêtement uniforme.
      REMARQUE: L’enrobage de gélatine de la vaisselle améliore la fixation des cellules. Alternativement, des flacons de culture T75 enrobés de gélatine peuvent également être utilisés.
    2. Avant d’ensemencer les cellules, aspirez la solution de gélatine à l’aide d’une pompe à vide. La pression de vide de l’aspirateur utilisé était jusqu’à 724 mmHg.
      REMARQUE : L’aspiration doit être effectuée immédiatement avant l’ensemencement des cellules pour éviter le dessèchement de la solution d’enrobage.
    3. Décongeler un flacon congelé de HRMECs (provenant de l’entreposage dans de l’azote liquide) soit en utilisant un bain-marie à 37 °C, soit en ajoutant un milieu de croissance chaud dans le flacon. Une fois décongelée, transférer la suspension cellulaire dans 9 mL de milieu de croissance (en supposant que le flacon décongelé des HRMECs est de 1 mL).
      REMARQUE : Les CMRH ont été obtenues commercialement (Tableau des matières). Le milieu de croissance ajouté aux cellules doit toujours être préchauffé à 37 °C avant utilisation.
    4. Faites tourner les cellules à 200 x g pendant 5 min à TA et aspirez soigneusement le surnageant pour éviter de retirer la pastille de cellule.
    5. Remettez en suspension la pastille cellulaire dans 10 mL de milieu de croissance et transférez la suspension résultante sur une boîte de Petri recouverte de gélatine. Conserver les cellules dans l’incubateur à 37 °C et 5 % de CO2. En règle générale, les HRMECs sont confluents à 70 % à 80 % après 72 h.
      REMARQUE: Le milieu de croissance est changé tous les deux jours.
  2. Sous-culture de HRMECs sur inserts membranaires perméables
    1. Préparer des inserts filtrants de culture cellulaire (inserts de 6,5 mm avec membrane de polycarbonate de taille de pores de 0,4 μm, placés dans une plaque de 24 puits) pour l’ensemencement des HRMECs en enduisant chaque insert (chambre apicale) de 200 μL de solution de gélatine à 0,1% pendant 30 minutes sous une hotte à flux laminaire. Assurez-vous que la solution couvre toute la surface inférieure de l’insert du filtre.
      NOTE: Chaque puits a une chambre apicale et basolatérale séparée par une membrane poreuse.
    2. Sortir la boîte de Petri avec des HRMECs cultivés (étape 2.1.5.) de l’incubateur et aspirer le milieu de croissance. Rincez doucement les cellules 2x avec 10 ml de PBS 1x sous une hotte à flux laminaire pour éliminer les cellules flottantes / mortes potentielles.
    3. Dissocier les cellules avec 0,5-1 mL de solution trypsine-EDTA à 0,25% et placer la boîte de Petri dans l’incubateur (37 °C et 5% CO2) pendant 5 min.
    4. Éteindre l’activité de la trypsine en ajoutant 4,5 à 9 mL de milieu de culture et transférer la suspension cellulaire dans un tube de 15 mL à l’aide d’une pipette de 10 mL.
    5. Faire tourner les cellules à 200 x g pendant 5 min à TA, retirer délicatement le surnageant et remettre la pastille en suspension dans 3 mL de milieu de culture.
    6. Compter le nombre de cellules à l’aide d’un hémocytomètre manuel ou d’un compteur de cellules automatisé et semer à une densité de 4 x 104 cellules par insert filtrant (c.-à-d. 1,25 x 105 cellules/cm2). Le volume de suspension cellulaire pour chaque insert est de 250 μL.
    7. Aspirer la solution de revêtement des puits contenant des inserts perméables et transférer 250 μL de la suspension cellulaire par insert (chambre apicale). Ajouter uniquement un support (c’est-à-dire sans cellules) à l’un des inserts, qui sera utilisé comme « témoin blanc » pour la mesure TEER. Simultanément, ajoutez également 750 μL de milieu par puits, dans les chambres basolatérales.
    8. Conserver la plaque à 24 puits avec inserts perméables dans l’incubateur (37 °C et 5 % de CO2) pendant 7 à 12 jours jusqu’à ce que les cellules cultivées deviennent complètement confluentes et que la valeur TEER souhaitée de ~20 Ω·cm2 soit atteinte.
    9. Changez le milieu de croissance tous les deux jours. Pendant le changement de média, aspirez soigneusement le média pour minimiser la perturbation de la monocouche cellulaire et ajoutez 250 μL et 750 μL de média frais par puits aux chambres apicales et basolatérales, respectivement.
      NOTE: Le milieu de croissance est modifié pour les chambres apicales et basolatérales des puits.

3. Mesures TEER (Figure 4)

  1. Le jour 14, après l’ensemencement cellulaire (étape 2.2.9.), mesurer le TEER pour les HRMECs à l’aide d’un système de résistance électrique (ER) volt-ohmmètre épithélial (EVOM) (Tableau des matériaux) comme suit.
  2. Préchargez le système ER et vérifiez le fonctionnement du compteur à l’aide de l’électrode de test STX04. Calibrer, si nécessaire.
  3. Connectez l’électrode au compteur et équilibrez l’électrode en la trempant d’abord dans de l’éthanol à 70% pendant 15-20 minutes, puis en l’immergeant brièvement dans le milieu de croissance EGM de culture cellulaire.
  4. En attendant, conservez la plaque de 24 puits contenant la cellule dans la hotte à flux laminaire à TA pendant 15-20 minutes pour l’équilibre de la température.
    REMARQUE: Les mesures TEER sont affectées par la température, l’étape d’équilibrage est donc essentielle.
  5. Pour la mesure TEER, ajouter un milieu de croissance frais aux chambres apicales (250 μL) et basolatérales (750 μL) des puits.
  6. Effectuez la mesure TEER en immergeant soigneusement l’électrode de sorte que la pointe la plus courte soit dans l’insert et que la pointe la plus longue touche le fond du puits. Mesurez d’abord la résistance à travers la commande vide. Pour chaque insert, mesurer TEER en trois exemplaires.
    REMARQUE: Pour rincer l’électrode entre les mesures, un milieu de culture est utilisé. Assurez-vous que l’électrode est maintenue à un angle de 90° par rapport au bas de l’insert pour des lectures stables.
  7. Calculer la résistance électrique (en Ω·cm 2) à travers la monocouche à l’aide de la formule, TEER = résistance nette (Ω) x surface de l’insert filtrant (cm2); Ici, la résistance nette est la différence entre la résistance de chaque puits (milieu de croissance avec cellules) et le puits blanc (seul milieu de croissance).
  8. Effectuer un traitement ultérieur des cellules seulement après que la valeur TEER atteigne ~20 Ω·cm2. Si le niveau TEER souhaité n’est pas atteint, conservez la plaque dans l’incubateur et mesurez le TEER le lendemain.
    NOTE: La confluence HRMEC peut également être validée par un examen morphologique de la forme cellulaire (au microscope) avec une morphologie pavée typique et / ou par la présence de protéines de jonction cellulaire avec coloration immunohistochimique séparément.

4. Test de transcytose

  1. Essai de transcytose in vitro médiée par la clathrine à l’aide de transferrine marquée au Cy3 (Figure 5)
    1. En atteignant la confluence avec des valeurs TEER autour de 20 Ω·cm 2, le sérum prive les cellules pendant 24 h à 37 °C et 5% de CO2 en utilisant 0,5% FBS dans EBM (milieu réduit au sérum) dans les deux chambres (chambre apicale: 250 μL et chambre basolatérale: 750 μL) avant le traitement avec le ligand. L’EBM réduite en sérum a été utilisée tout au long de l’essai.
    2. Incuber les cellules (à l’aide du milieu sérum réduit à l’étape 4.1.1.) dans la chambre apicale avec un ligand de transferrine marqué fluorescent (cyanine 3) (Cy3-Tf) (concentration finale de 40 μg/mL) pendant 60 min à 37 °C.
      NOTE: Les plaques contenant du Cy3-Tf doivent être protégées de la lumière pour éviter le photoblanchiment du Cy3-Tf en les enveloppant dans du papier d’aluminium et en effectuant l’expérience dans une hotte de culture cellulaire avec les lumières éteintes.
    3. Après 1 h, placer la plaque sur de la glace et laver la monocouche apicale et basolatéralement 4x (3-5 min par lavage) avec le milieu réduit au sérum à TA pour éliminer le Cy3-Tf libre non lié.
      REMARQUE: Le lavage est essentiel pour éliminer les molécules de traceur libres et permettre une lecture précise de la transcytose sans fuite potentielle de la voie paracellulaire.
    4. Ajouter un milieu frais réduit en sérum (comme à l’étape 4.1.1.) aux inserts filtrants soigneusement lavés contenant des cellules et transférer les inserts dans des puits frais de la plaque de 24 puits contenant un milieu préchauffé à sérum réduit.
    5. Incuber les cellules pendant encore 90 minutes dans l’incubateur (37 °C et 5% de CO2), puis recueillir le milieu dans la chambre basolatérale.
    6. Enregistrer l’intensité de fluorescence de la solution à partir de la chambre basolatérale à l’aide d’un détecteur de fluorescence. Les niveaux d’intensité de fluorescence, mesurés en unités fluorescentes relatives (UFR), indiquent la quantité de complexe Cy3-Tf transcytosée à travers la monocouche HRMEC par transcytose dépendante de la clathrine.
  2. Essai de transcytose in vitro médiée par les cavéoles à l’aide de HRP (Figure 6)
    1. Lorsque la confluence est complète avec les valeurs TEER autour de 20 Ω·cm2, le sérum prive les cellules pendant 24 h à 37 °C et 5% de CO2 en utilisant un milieu EBM contenant 0,5% de FBS (milieu réduit au sérum) avant le traitement (comme à l’étape 4.1.1.). Le milieu EBM réduit en sérum a été utilisé tout au long de l’essai.
    2. Traiter les cellules de la chambre apicale avec les traitements et les contrôles de véhicule souhaités.
      REMARQUE: Ici, nous avons utilisé les modulateurs Wnt comme exemple pour démontrer la régulation de la transcytose médiée par les cavéoles par la voie de signalisation Wnt dans les HRMECs: Norrine recombinant humain et inhibiteur de Wnt XAV939. Dans une expérience typique, les cellules ont été traitées pendant 24 heures dans un incubateur (37 °C et 5% de CO2) avec les concentrations suivantes: Norrin (125 ng / mL), Norrin (125 ng / mL) + XAV939 (10 μM) et solution de contrôle du véhicule. En outre, un milieu conditionné Wnt3a (produit à partir de cellules L Wnt-3A) a également été utilisé.
    3. Incuber les cellules dans la chambre apicale avec HRP (5 mg/mL) pendant 15 min à 37 °C.
    4. Ensuite, placez la plaque de 24 puits sur de la glace et lavez intensément les chambres apicales et basolatérales 6x avec un tampon P (pH HEPES 10 mM = 7,4, 1 mM de pyruvate de sodium, 10 mM de glucose, 3 mM de CaCl2, 145 mM de NaCl) afin d’éliminer le HRP extracellulaire libre.
      REMARQUE: Le lavage est essentiel pour éliminer les molécules de traceur libres et permettre une lecture précise de la transcytose sans fuite potentielle de la voie paracellulaire.
    5. Ajouter un milieu frais réduit au sérum (comme à l’étape 4.1.1.) dans la chambre apicale et transférer les inserts dans un puits frais contenant un milieu préchauffé.
    6. Incuber la monocouche pendant 90 minutes supplémentaires dans l’incubateur à 37 °C et 5% de CO2 avant de recueillir le milieu dans la chambre basolatérale.
    7. Dans le milieu recueilli, ajouter 100 μL de substrat de peroxydase fluorogénique HRP (Table des matières) selon les instructions du fabricant, et incuber à TA pendant 10 minutes avant d’arrêter la réaction avec 100 μL de solution Stop.
    8. Détecter les niveaux de produit de réaction du substrat HRP dans le milieu à l’aide d’un lecteur de plaque de fluorescence. Mesurer l’intensité de fluorescence à une longueur d’onde d’émission de 420 nm (avec une excitation de 325 nm) et en unités fluorescentes relatives (RFU). Les valeurs indiquent le niveau de HRP transcytosé à travers la couche HRMEC par transcytose médiée par les cavéoles.
      REMARQUE : Le produit fluorescent utilisé ici (Tableau des matières) n’est pas photoblanchi. Une protection lumineuse contre le photoblanchiment n’est pas nécessaire.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les images EM de l’endothélium vasculaire rétinien montrent le transport vésiculaire transcytotique et les vésicules cavéolaires dans les cellules endothéliales in vivo.
La transcytose EC peut être visualisée in vivo dans des coupes transversales rétiniennes avec un précipité brun foncé reflétant des vaisseaux sanguins contenant HRP au microscope optique (Figure 3A) et sous forme de précipité dense en électrons indiquant des vésicules transcytotiques...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le BRB joue un rôle essentiel dans la santé et la maladie de la rétine. Les techniques in vitro évaluant la perméabilité vasculaire se sont avérées être des outils cruciaux dans les études concernant le développement et la fonction des barrières (BRB/BBB). La procédure décrite ici pourrait être utilisée pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents à la transcytose EC ou évaluer les modulateurs moléculaires connexes affectant la perméabilité BRB. In vitro Les tests de transcytose EC présentent d...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts ou intérêts financiers à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions des NIH (R01 EY028100, EY024963 et EY031765) à JC. ZW a été soutenu par une subvention de démarrage de carrière de la Knights Templar Eye Foundation.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Enceinte de sécurité biologique  ;Thermo Electron Corporation, Thermo Fisher Scientific1286
Pétridish de culture cellulaire  ;Nest Biotechnology704001
Centrifugeuse  ;Eppendorf5702
Tubes à centrifuger (15 mL)Corning Inc.
Tubes à centrifuger (50 mL)Denville Scientific Inc.C1062-P
Cyanine 3-humain Transferrine  ;Jackson ImmunoResearchAB_2337082
Endothelial Cell Basal Medium-2 (EBM-2)Lonza BioscienceCC-3156
Endothelial Cell Growth Medium-2 (EGM-2) SingleQuots supplementsLonza BioscienceCC-4176
EVOM Millicell Electrical Resistance System-2 (ERS-2)MilliporeMERS00002
Fetal Bovin Serum (FBS)Lonza BioscienceCC-4102B
GélatineSigma-AldrichG7765
Hémocytomètre (2 puces)Bulldog BioDHC-N002
Raifort peroxydase (HRP)Sigma-AldrichP8250
Cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes humaines (HRMEC)Cell SystemsACBRI 181
IncubateurThermo Electron Corporation, Thermo Fisher Scientific3110
L cellules (pour milieu conditionné par contrôle)ATCCCRL-2648
L Cellules Wnt-3A (pour milieu conditionné par Wnt3A)ATCCCRL-2647
Microscope optiqueLeicaDMi1
Lecteur de plaques multimodeEnSight, PerkinElmer
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS) tampon (1x)GIBCO10010-023
QuantaBlu Kit de substrat de peroxydase fluorogéniqueThermo Fisher Scientific15169
Norrin humain recombinant (rhNorrin)R& D Systems3014-NR
Facteur de croissance de l’endothélium vasculaire humain recombinant (rhVEGF)R& Filtre à seringue D Systems293-VE
(0,22 & micro ; m)Inserts MilliporeSLGP033RS
Transwell (6,5 mm transwell, 0,4 & micro ; insert de membrane en polyester à pores m)Corning Inc.CLS3470-48EA
Trypsine-EDTA (0,25 %) (1x)GIBCO25-200-072
Bain-mariePrecision, Thermo Fisher Scientific51221060
XAV939 (Inhibiteur de Wnt/&beta ;-caténine)SelleckchemS1180
352097

Références

  1. Diaz-Coranguez, M., Ramos, C., Antonetti, D. A. The inner blood-retinal barrier: Cellular basis and development. Vision Research. 139, 123-137 (2017).
  2. Campbell, M., Humphries, P. The blood-retina barrier: Tight junctions and barrier modulation. Advances in Experimental Medicine and Biology. 763, 70-84 (2012).
  3. Chen, J., et al. Wnt signaling mediates pathological vascular growth in proliferative retinopathy. Circulation. 124 (17), 1871-1881 (2011).
  4. Klaassen, I., Van Noorden, C. J., Schlingemann, R. O. Molecular basis of the inner blood-retinal barrier and its breakdown in diabetic macular edema and other pathological conditions. Progress in Retinal and Eye Research. 34, 19-48 (2013).
  5. Yemanyi, F., Bora, K., Blomfield, A. K., Wang, Z., Chen, J. Wnt signaling in inner blood-retinal barrier maintenance. International Journal of Molecular Sciences. 22 (21), 11877(2021).
  6. Naylor, A., Hopkins, A., Hudson, N., Campbell, M. Tight junctions of the outer blood retina barrier. International Journal of Molecular Sciences. 21 (1), 211(2019).
  7. Erickson, K. K., Sundstrom, J. M., Antonetti, D. A. Vascular permeability in ocular disease and the role of tight junctions. Angiogenesis. 10 (2), 103-117 (2007).
  8. Chow, B. W., Gu, C. Gradual suppression of transcytosis governs functional blood-retinal barrier formation. Neuron. 93 (6), 1325-1333 (2017).
  9. Daruich, A., et al. Mechanisms of macular edema: Beyond the surface. Progress in Retinal and Eye Research. 63, 20-68 (2018).
  10. De Bock, M., et al. Into rather unexplored terrain-transcellular transport across the blood-brain barrier. Glia. 64 (7), 1097-1123 (2016).
  11. Rothberg, K. G., et al. Caveolin, a protein component of caveolae membrane coats. Cell. 68 (4), 673-682 (1992).
  12. Kovtun, O., Tillu, V. A., Ariotti, N., Parton, R. G., Collins, B. M. Cavin family proteins and the assembly of caveolae. Journal of Cell Science. 128 (7), 1269-1278 (2015).
  13. Wolburg, H., Dermietzel, R., Spray, D. C., Nedergaard, M. The Endothelial Frontier. Blood-Brain Interface: From Ontogeny to Artificial Barriers. , Wiley. Hoboken, NJ. 75-107 (2006).
  14. Saunders, N. R., Dziegielewska, K. M., Mollgard, K., Habgood, M. D. Markers for blood-brain barrier integrity: How appropriate is Evans blue in the twenty-first century and what are the alternatives. Frontiers in Neuroscience. 9, 385(2015).
  15. Atkinson, E. G., Jones, S., Ellis, B. A., Dumonde, D. C., Graham, E. Molecular size of retinal vascular leakage determined by FITC-dextran angiography in patients with posterior uveitis. Eye. 5, Pt 4 440-446 (1991).
  16. Natarajan, R., Northrop, N., Yamamoto, B. Fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran extravasation as a measure of blood-brain barrier permeability. Current Protocols in Neuroscience. 79, 1-15 (2017).
  17. Comin, C. H., Tsirukis, D. I., Sun, Y., Xu, X. Quantification of retinal blood leakage in fundus fluorescein angiography in a retinal angiogenesis model. Scientific Reports. 11 (1), 19903(2021).
  18. Pietra, G. G., Johns, L. W. Confocal- and electron-microscopic localization of FITC-albumin in H2O2-induced pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 182-190 (1996).
  19. Honeycutt, S. E., O'Brien, L. L. Injection of Evans blue dye to fluorescently label and image intact vasculature. Biotechniques. 70 (3), 181-185 (2021).
  20. Wu, J. H., et al. Inhibition of Sema4D/PlexinB1 signaling alleviates vascular dysfunction in diabetic retinopathy. European Molecular Biology Organization (EMBO) Molecular Medicine. 12 (2), 10154(2020).
  21. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. Journal of Visualized Experiments. (73), e50062(2013).
  22. Vinores, S. A. Assessment of blood-retinal barrier integrity. Histology and Histopathology. 10 (1), 141-154 (1995).
  23. Ben-Zvi, A., et al. Mfsd2a is critical for the formation and function of the blood-brain barrier. Nature. 509 (7501), 507-511 (2014).
  24. Wang, Z., et al. Wnt signaling activates MFSD2A to suppress vascular endothelial transcytosis and maintain blood-retinal barrier. Science Advances. 6 (35), (2020).
  25. Srinivasan, B., et al. TEER measurement techniques for in vitro barrier model systems. Journal of Laboratory Automation. 20 (2), 107-126 (2015).
  26. Martins-Green, M., Petreaca, M., Yao, M. An assay system for in vitro detection of permeability in human "endothelium". Methods in Enzymology. 443, 137-153 (2008).
  27. Sade, H., et al. A human blood-brain barrier transcytosis assay reveals antibody transcytosis influenced by pH-dependent receptor binding. PLoS One. 9 (4), 96340(2014).
  28. Feng, Y., et al. VEGF-induced permeability increase is mediated by caveolae. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 40 (1), 157-167 (1999).
  29. Wang, Z., Liu, C. H., Huang, S., Chen, J. Wnt signaling in vascular eye diseases. Progress in Retinal and Eye Research. 70, 110-133 (2019).
  30. Suarez, S., et al. Modulation of VEGF-induced retinal vascular permeability by peroxisome proliferator-activated receptor-beta/delta. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (12), 8232-8240 (2014).
  31. Tomita, Y., et al. Long-acting FGF21 inhibits retinal vascular leakage in in vivo and in vitro models. International Journal of Molecular Science. 21 (4), 1188(2020).
  32. Tuma, P., Hubbard, A. L. Transcytosis: Crossing cellular barriers. Physiological Reviews. 83 (3), 871-932 (2003).
  33. Moleiro, A. F., Conceicao, G., Leite-Moreira, A. F., Rocha-Sousa, A. A critical analysis of the available in vitro and ex vivo methods to study retinal angiogenesis. Journal of Ophthalmology. 2017, 3034953(2017).
  34. Tucker, S. P., Melsen, L. R., Compans, R. W. Migration of polarized epithelial cells through permeable membrane substrates of defined pore size. European Journal of Cell Biology. 58 (2), 280-290 (1992).
  35. Butor, C., Davoust, J. Apical to basolateral surface area ratio and polarity of MDCK cells grown on different supports. Experimental Cell Research. 203 (1), 115-127 (1992).
  36. Villars, F., et al. Ability of various inserts to promote endothelium cell culture for the establishment of coculture models. Cell Biology and Toxicology. 12 (4-6), 207-214 (1996).
  37. Liu, F., Soares, M. J., Audus, K. L. Permeability properties of monolayers of the human trophoblast cell line BeWo. American Journal of Physiology. 273 (5), 1596-1604 (1997).
  38. Matter, K., Balda, M. S. Functional analysis of tight junctions. Methods. 30 (3), 228-234 (2003).
  39. Felix, K., Tobias, S., Jan, H., Nicolas, S., Michael, M. Measurements of transepithelial electrical resistance (TEER) are affected by junctional length in immature epithelial monolayers. Histochemistry and Cell Biology. 156 (6), 609-616 (2021).
  40. Senger, D. R., et al. Tumor cells secrete a vascular permeability factor that promotes accumulation of ascites fluid. Science. 219 (4587), 983-985 (1983).
  41. Antonetti, D. A., Barber, A. J., Hollinger, L. A., Wolpert, E. B., Gardner, T. W. Vascular endothelial growth factor induces rapid phosphorylation of tight junction proteins occludin and zonula occluden 1. A potential mechanism for vascular permeability in diabetic retinopathy and tumors. Journal of Biological Chemistry. 274 (33), 23463-23467 (1999).
  42. Argaw, A. T., Gurfein, B. T., Zhang, Y., Zameer, A., John, G. R. VEGF-mediated disruption of endothelial CLN-5 promotes blood-brain barrier breakdown. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (6), 1977-1982 (2009).
  43. Penn, J. S., et al. Vascular endothelial growth factor in eye disease. Progress in Retinal and Eye Research. 27 (4), 331-371 (2008).
  44. Worzfeld, T., Schwaninger, M. Apicobasal polarity of brain endothelial cells. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 36 (2), 340-362 (2016).
  45. Roberts, R. L., Fine, R. E., Sandra, A. Receptor-mediated endocytosis of transferrin at the blood-brain barrier. Journal of Cell Science. 104, 521-532 (1993).
  46. Predescu, S. A., Predescu, D. N., Malik, A. B. Molecular determinants of endothelial transcytosis and their role in endothelial permeability. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (4), 823-842 (2007).
  47. Nguyen, L. N., et al. Mfsd2a is a transporter for the essential omega-3 fatty acid docosahexaenoic acid. Nature. 509 (7501), 503-506 (2014).
  48. Pulgar, V. M. Transcytosis to cross the blood brain barrier, new advancements and challenges. Frontiers in Neuroscience. 12, 1019(2018).
  49. Shamir, E. R., Ewald, A. J. Three-dimensional organotypic culture: Experimental models of mammalian biology and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (10), 647-664 (2014).
  50. Maurissen, T. L., et al. Microphysiological neurovascular barriers to model the inner retinal microvasculature. Journal of Personalized Medicine. 12 (48), 148(2022).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Transcytose endothélialeHRMECmesure de la TEERtransport médié par les cavéolestranscytose médiée par la clathrinesignalisation Wntperoxydase de raifortcaptation de la transferrine
Essai de transcytose cellulaire endothéliale comme modèle in vitro pour évaluer la perméabilité interne de la barrière hémato-rétinienne
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.