Le présent protocole décrit les techniques d’évaluation systématique des échantillons de crâne afin de caractériser les variations anatomiques et développementales et les anomalies des dents, les maladies parodontales, les maladies endodontales et les pathologies de l’articulation temporo-mandibulaire.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Évaluation systématique de spécimens de crânes de mammifères pour la pathologie dentaire et de l’articulation temporo-mandibulaire
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les spécimens de crânes de musée représentent un moyen non invasif, informatif et facilement accessible d’étudier les lésions de l’articulation temporo-mandibulaire (ATM), la pathologie dentaire et les variations anatomiques chez de nombreuses espèces de mammifères. L’étude des dents et des mâchoires d’un éventail d’espèces peut présenter un défi nécessitant une attention aux détails et une compréhension de l’anatomie normale d’une espèce. Dans le présent article, un protocole systématique et précis d’examen des spécimens de crâne est discuté qui a été appliqué à une variété de mammifères pour définir les maladies caractéristiques dans la région oromaxillo-faciale. La procédure décrite est à la fois précise, reproductible et adaptable aux formes et à l’anatomie très différentes du crâne et des dents d’une espèce à l’autre. Plus précisément, les échantillons sont examinés pour les dents manquantes, les maladies parodontales, les maladies endodontales, la pathologie de l’ATM et les variations anatomiques. Les résultats de la recherche sur les spécimens de musée peuvent refléter l’histoire naturelle, la santé et l’état pathologique des individus et des espèces. De plus, ces données peuvent éclairer les efforts de recherche écologique et de conservation, ainsi que les soins aux individus captifs.
Introduction
Le développement des mâchoires et des dents marque un moment critique dans l’évolution et le développement des vertébrés. Alors que les mâchoires se sont initialement développées dans le cadre d’un mécanisme de respiration chez les espèces aquatiques et marines, les dents offraient une nouvelle façon d’appréhender et de traiter les proies 1,2. Depuis le développement des mâchoires et des dents, les organismes ont évolué d’innombrables variations anatomiques qui correspondent à leur fonction et reflètent le rôle écologique auquel ils appartiennent. En raison de leur nature minéralisée, les dents et les crânes représentent une abondance d’informations qui persistent dans l’environnement et les archives fossiles et peuvent offrir une myriade d’informations sur l’écologie, l’état de santé et le comportement des individus et, par extension, des espèces.
L’acquisition d’informations relatives aux dents et aux mâchoires des animaux et la caractérisation de la forme et de la pathologie présente de nombreux avantages. La reconnaissance des processus pathologiques courants peut améliorer les efforts de conservation des espèces sauvages et optimiser les soins aux animaux captifs 3,4,5. Par exemple, l’information recueillie à partir de spécimens de crânes de musée a été utilisée pour faire des inférences sur l’exposition du phoque gris de la Baltique (Halichoerus grypus) et des phoques communs (Phoca vitulina) aux polluants environnementaux tels que les organochlorés au fil du temps6,7, bien qu’une relation causale entre les lésions orofaciales et les polluants n’ait pas été confirmée. En outre, les maladies de la cavité buccale sont parmi les maladies les plus répandues chez les espèces domestiques, et la compréhension de l’état de santé buccodentaire des espèces sauvages peut faire progresser la médecine clinique et la gestion des espèces domestiques 8,9.
Comme les animaux ont développé une telle variation de la forme craniofaciale normale et de la dentition, il peut être difficile de caractériser et de comparer ces aspects entre les espèces. Comprendre l’écologie et le comportement naturel d’un organisme, ainsi que son environnement typique, est impératif avant de tenter d’examiner son crâne. Cela entraînera la formation de questions et d’hypothèses sur la dentition d’une espèce particulière et enrichira inévitablement les conclusions de l’analyse des données. Par exemple, il est essentiel de reconnaître que le régime alimentaire typique de la loutre de mer du Sud (Enhydra lutris nereis) comprend des mollusques à carapace dure, des crustacés et des échinodermes pour contextualiser le degré et l’effet de l’attrition et/ou de l’abrasion des dents10,11. Bien que l’on puisse supposer la probabilité qu’un individu d’une espèce développe certaines maladies dentaires, il est essentiel de disposer d’un protocole systématique, précis et reproductible pour évaluer la pathologie dentaire. Cela devrait inclure une évaluation de l’occlusion, des résultats anatomiques et développementaux, de la maladie parodontale, des résultats endodontaux et de la pathologie de l’articulation temporo-mandibulaire (ATM). L’élaboration d’un tel protocole avec une analyse statistique similaire permettra une comparaison détaillée des maladies dentaires et de l’ATM d’une espèce à l’autre. Une méthode systématique a été utilisée pour caractériser la pathologie des articulations dentaires et temporo-mandibulaires chez de nombreuses espèces de mammifères et s’est avérée transposable à des organismes de formes diverses 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22, 23,24.
Pour comparer les données futures sur d’autres espèces, il est important d’avoir une méthode acceptée pour évaluer les maladies des dents et des mâchoires qui peut être appliquée à une variété d’espèces. Cet article vise à détailler une approche standardisée et organisée pour évaluer la pathologie dentaire et ATM des échantillons de crâne.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
La présente étude a été menée à l’aide de spécimens du Département d’ornithologie et de mammalogie de l’Académie des sciences de Californie à San Francisco, du Museum of Vertebrate Zoology de l’Université de Californie à Berkeley et du Museum of the North de l’Université de l’Alaska à Fairbanks. L’autorisation d’examiner des spécimens de crânes et de publier des œuvres à partir des données a été obtenue auprès des musées qui possèdent et gèrent chaque collection.
1. Sélection des spécimens et documentation
- Documenter les renseignements sur les spécimens, y compris les numéros d’identification, l’espèce, le sexe et le lieu d’origine.
REMARQUE : Le nombre de spécimens conservés dans une collection donnée, ainsi que les détails des spécimens, peuvent être disponibles via la solution de gestion collaborative des collections Arctos (voir le tableau des matériaux). Aux fins de la présente étude, on a pris en compte les crânes de l’éléphant de mer du Nord (Mirounga angustirostris), du lynx roux de Californie (Lynx rufus californicus), du renard gris (Urocyon cinereoargenteus), de l’otarie à fourrure du Nord (Callorhinus ursinus), de la loutre de mer du Sud (Enhydra lutris nereis), du lion de montagne de Californie (Couguar Puma conolor) et du renard nain (Vulpes macrotis). - Examinez le crâne pour vérifier l’exhaustivité des structures anatomiques. N’incluez pas de crânes gravement fragmentés de sorte que les structures anatomiques normales soient méconnaissables sans reconstruction approfondie.
- Si possible, estimer l’âge de l’échantillon au moment du décès en fonction de la fermeture des sutures crâniennes. Consultez la documentation pertinente pour connaître le moment de la fermeture de la suture crânienne, car cela varie pour chaque espèce cible.
- Remplacez les dents lâches par leurs alvéoles correspondantes. Utiliser les descriptions anatomiques publiées des espèces étudiées pour aider à reconnaître le type de dent de chaque dent lâche 25,26,27,28,29,30.
2. Résultats anatomiques et développementaux
- Inspectez successivement chaque quadrant dentaire et notez la présence ou l’absence de dents.
- Classer la perte de chaque dent comme congénitalement absente par rapport à la perte de dents acquises par rapport à l’absence artificielle. Examinez la zone de la dent manquante pour une marge osseuse lisse (congénitale), une alvéole vide avec un os alvéolaire de remodelage (acquis) ou une alvéole vide mais fortement soulignée (artificielle).
- Documentez toute dent caduque persistante ou toute dent surnuméraire (figure 1).
- Examinez la forme de chaque couronne dentaire et toute structure racinaire visible. Documentez le nombre de racines en examinant les dents détachées de leurs alvéoles.
REMARQUE : Pour les dents qui ne peuvent pas être retirées de leur alvéole, les racines surnuméraires peuvent être identifiées par une protubérance supplémentaire, habituellement sur la face palatine ou linguale de la dent, ou par radiographies dentaires (Figure 2). - Documenter la présence d’une hypoplasie de l’émail, caractérisée par un amincissement ou l’absence de la couche d’émail blanche réfléchissante de la dent, révélant la surface plus rugueuse de la dentine jaune beige.
3. État parodontal
- Utilisez une sonde parodontale en métal ou en plastique et un explorateur (voir le tableau des matériaux) pour déterminer la texture de l’os alvéolaire afin de déceler la présence de parodontite31.
NOTE: Il n’y a pas de tissus mous, donc la gingivite ne peut pas être diagnostiquée, mais une vascularisation accrue, comme en témoigne un plus grand nombre de foramina vasculaires, indique une parodontite précoce (Figure 3). - Testez la présence d’une implication ou d’une exposition à la furcation en essayant d’insérer la sonde parodontale entre les racines de chaque dent à racines multiples. Selon le nombre de racines, plusieurs zones peuvent être nécessaires pour tester la furcation.
- Utiliser un protocole normalisé pour identifier les stades de l’aggravation progressive de la parodontite (tableau 1)32.
4. Dents fracturées et lésions périapicales
- Examiner chaque dent à la recherche d’une fracture, indiquée par la perte de substance dentaire avec des arêtes vives (figure 4).
- Déterminez si chaque fracture est compliquée ou non compliquée en essayant d’insérer l’explorateur dans la chambre pulpaire à partir du site fracturé. Les fractures compliquées sont indiquées par la pointe de l’explorateur tombant dans la chambre pulpaire.
- Consigner chaque type de fracture en fonction d’un système de classification normalisé (tableau 2)33.
- Examiner les dents à la recherche de signes de lésions périapicales, caractérisées par une expansion de l’os alvéolaire dans la région de l’apex de la racine de la dent avec des signes de vascularisation accrue (Figure 5). La fenestration au-dessus de l’agrandissement peut être présente ou non.
5. Attrition/abrasion
- Examiner chaque dent pour détecter l’attrition ou l’abrasion, indiquée par la perte de substance dentaire d’aspect lisse et vitreux et de bords arrondis (figure 6).
- Utilisez l’explorateur pour déterminer l’exposition de la chambre de pâte à partir de la région abrasée en essayant d’insérer l’embout de l’explorateur dans la chambre à pâte.
- Classer le degré d’attrition/abrasion de chaque dent à l’aide d’un système de classification normalisé (tableau 3)11.
REMARQUE : Certaines espèces peuvent être plus sensibles à l’attrition ou à l’abrasion que d’autres en raison de leur comportement naturel. Par conséquent, la mise en scène de la gravité de l’attrition/abrasion peut être indiquée, ou le simple fait d’enregistrer la présence ou l’absence d’attrition/abrasion peut suffire.
6. Pathologie de l’articulation temporo-mandibulaire
- Inspecter les composantes osseuses de l’ATM, y compris la tête de la mandibule du processus condylien et la fosse mandibulaire de la partie pavimenteuse de l’os temporal, à la recherche de signes de pathologie de l’articulation temporo-mandibulaire, en excluant les artefacts tels que les traumatismes post-mortem (p. ex. « dommages au tiroir » ou artefacts de préparation)31 (figure 6).
- Inspecter indépendamment la tête mandibulaire et la fosse des deux côtés et utiliser un système de notation semi-quantitatif pour l’arthrose (OA) pour classer les lésions associées à chaque os (tableau 4)34.
7. Traumatisme
- Examinez le crâne à la recherche de tout signe de blessure traumatique.
NOTE: La lésion traumatique chronique peut être différenciée de la lésion traumatique aiguë en fonction de la netteté des bords de la fracture et de toute preuve de remodelage osseux. Notez également que certaines espèces sauvages sont sujettes à des blessures par balle et que des blessures d’entrée / sortie peuvent être reconnues, ainsi que des restes de projectiles.
8. Vérification d’autres paramètres
- Selon l’espèce, examinez le crâne à la recherche d’anomalies supplémentaires.
- Vérifiez la résorption dentaire ou la perte de tissu dur dentaire due à la destruction odontoplaste idiopathique, qui est le plus souvent observée chez les félidés et peut être diagnostiquée radiographiquement par une perte de radiodensité avec ou sans perte de l’espace des ligaments parodontaux 19,21,35.
REMARQUE: Les lésions de résorption dentaire peuvent également être ressenties avec un explorateur dentaire comme une rugosité dans la région cervicale de la dent, mais une confirmation radiographique est nécessaire pour le diagnostic. - Vérifiez l’échinocrome, coloration violet foncé des tissus durs du crâne, car la consommation de certaines espèces d’échinodermes pigmentés peut être observée chez les loutres11.
- Vérifiez les caries dentaires, qui sont des caries de la surface de la dent liées au métabolisme des glucides alimentaires des bactéries acidogènes36.
NOTE: Les lésions carieuses peuvent être découvertes en sondant la surface occlusale des dents avec une sonde dentaire pour révéler des piqûres ou des irrégularités17,18. - Documenter les signes d’ostéomyélite ou de néoplasie, caractérisés par des lésions osseuses productives/destructrices irrégulières37. Consigner ces données de manière descriptive et inclure des mesures objectives de toute lésion.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Le protocole actuel aboutit à une combinaison de données objectives et semi-subjectives, et le résultat positif dépend de l’évaluation précise et reproductible des échantillons. Plusieurs observateurs connaissant l’anatomie normale de l’espèce cible et comprenant la pathologie dentaire et maxillo-faciale générale doivent idéalement être présents pour évaluer chaque échantillon afin de minimiser systématiquement les biais. L’évaluation de chaque spécimen doit être discutée et un consensus doit être obtenu. Aucun seuil pou...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
L’anatomie des dents et des mâchoires est un exemple par excellence d’évolution divergente et reflète fidèlement l’histoire naturelle, le comportement et l’état de santé d’une espèce. La santé buccodentaire d’une personne peut jouer directement dans sa survie et sa forme physique. La présente étude décrit une manière systématique, reproductible et détaillée d’évaluer la santé dentaire et les anomalies de l’ATM des spécimens de musée qui peuvent refléter une pathologie dans les populations vivantes.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Les auteurs remercient le Département d’ornithologie et de mammalogie de l’Académie des sciences de Californie à San Francisco, le Museum of Vertebrate Zoology de l’Université de Californie à Berkeley et le Museum of the North de l’Université de l’Alaska à Fairbanks d’avoir mis leurs collections à disposition pour cette recherche.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Solution collaborative de gestion de collection Arctos | https://arctosdb.org | ||
| Gants | |||
| Explorateur/sonde dentaire à double extrémité, poignée #2 | Hu Friedy | 541-5860 | |
| Appareil photo | |||
| Source | |||
| lumineuse Loupe ( En option) | |||
| Loupes de grossissement chirurgicales (en option) | Surgitel | EVC00TTL |
Références
- Reif, W. E. Evolution of Dermal Skeleton and Dentition in Vertebrates. Evolutionary Biology: Volume 15. Hecht, M. K. , Springer. New York, NY. 287-368 (1982).
- Mallat, J. Ventilation and the origin of jawed vertebrates: A new mouth. Zoological Journal of the Linnean Society. 117 (4), 329-404 (1996).
- Glatt, S. E., Francl, K. E., Scheels, J. L. A survey of current dental problems and treatments of zoo animals. International Zoo Yearbook. 42 (1), 206-213 (2008).
- Kapoor, V., Antonelli, T., Parkinson, J. A., Hartstone-Rose, A. Oral health correlates of captivity. Research in Veterinary Science. 107 (1), 213-219 (2016).
- Norton, B. B., Tunseth, D., Holder, K., Briggs, M. Causes of morbidity in captive African lions (Panthera leo) in North America, 2001-2016. Zoo Biology. 37 (5), 354-359 (2018).
- Bergman, A., Olsson, M., Reiland, S. Skull-bone lesions in the Baltic grey seal (Halichoerus grypus). Ambio. 21 (8), 517-519 (1992).
- Mortensen, P., Bergman, A., Bignert, A., Hansen, H. J. Prevalence of skull lesions in harbor seals (Phoca vitulina) in Swedish and Danish museum collections: 1835-1988. Ambio. 21 (8), 520-524 (1992).
- Golden, A., Stoller, N., Harvey, C. A survey of oral and dental diseases in dogs anesthetized at a veterinary hospital. Journal American Animal Hospital Association. 18 (6), 891-899 (1982).
- Kortegaard, H. E., Eriksen, T., Baelum, V. Periodontal disease in research beagle dogs - An epidemiological study. Journal of Small Animal Practice. 49 (12), 610-616 (2008).
- Constantino, P. J., Lee, J. J. W., Morris, D., Lucas, P. W. Adaptation to hard-object feeding in sea otters and hominins. Journal of Human Evolution. 61 (1), 89-96 (2011).
- Winer, J. N., Liong, S. M., Verstraete, F. J. M. The dental pathology of Southern sea otters (Enhydra lutris nereis). Journal of Comparative Pathology. 149 (2-3), 346-355 (2013).
- Abbott, C., Verstraete, F. J. M. The dental pathology of Northern elephant seals (Mirounga angustirostris). Journal of Comparative Pathology. 132 (2-3), 169-178 (2005).
- Aalderink, M. T., Nguyen, H. P., Kass, P. H., Arzi, B., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the Northern fur seal (Callorhinus ursinus). Journal of Comparative Pathology. 152 (4), 325-334 (2015).
- Aalderink, M. T., Nguyen, H. P., Kass, P. H., Arzi, B., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the Eastern Pacific harbour seal (Phoca vitulina richardii). Journal of Comparative Pathology. 152 (4), 335-344 (2015).
- Sinai, N. L., Dadaian, R. H., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the California sea lion (Zalophus californianus). Journal of Comparative Pathology. 151 (1), 113-121 (2014).
- Winer, J. N., Arzi, B., Leale, D. M., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the hoary marmot (Marmota caligata), groundhog (Marmota monax) and Alaska marmot (Marmota broweri). Journal of Comparative Pathology. 156 (1), 42-52 (2017).
- Clark, E. J., Chesnutt, S. R., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the American black bear (Ursus americanus). Journal of Comparative Pathology. 156 (2-3), 240-250 (2017).
- Döring, S., Arzi, B., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the grey wolf (Canis lupus). Journal of Comparative Pathology. 160 (1), 56-70 (2018).
- Aghashani, A., Kim, A. S., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the California bobcat (Lynx rufus californicus). Journal of Comparative Pathology. 154 (4), 329-340 (2016).
- Winer, J. N., Arzi, B., Leale, D. M., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the walrus (Odobenus rosmarus). Journal of Comparative Pathology. 155 (2-3), 242-253 (2016).
- Aghashani, A., Kim, A. S., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the California mountain lion (Puma concolor couguar). Journal of Comparative Pathology. 156 (2-3), 251-263 (2017).
- Evenhuis, J. V., Zisman, I., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the grey fox (Urocyon cinereoargenteus). Journal of Comparative Pathology. 158 (1), 39-50 (2018).
- Yanagisawa, N., Wilson, R. E., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the kit fox (Vulpes macrotis). Journal of Comparative Pathology. 167 (1), 60-72 (2019).
- Arzi, B., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Osteoarthritis of the temporomandibular joint in Southern sea otters (Enhydra lutris nereis). Journal of Comparative Pathology. 149 (4), 486-494 (2013).
- Briggs, K. T. Dentition of the Northern elephant seal. Journal of Mammalogy. 55 (1), 158-171 (1974).
- Verstraete, F. J. M., Terpak, C. H. Anatomical variations in the dentition of the domestic cat. Journal of Veterinary Dentistry. 14 (4), 137-140 (1997).
- Fritzell, E. K., Haroldson, K. J. Urocyon cinereoargenteus. Mammalian Species. 189, 1-8 (1982).
- Chiasson, R. B. The dentition of the Alaskan fur seal. Journal of Mammalogy. 38 (3), 310-319 (1957).
- Kenyon, K. W. The sea otter in the eastern Pacific Ocean. North American Fauna. 68, (1969).
- McGrew, J. C. Vulpes macrotis. Mammalian Species. 123, 1-6 (1979).
- Evans, H. E. Miller's Anatomy of the Dog. , Elsevier. St. Louis, MO. (2013).
- Verstraete, F. J. M., van Aarde, R. J., Nieuwoudt, B. A., Mauer, E., Kass, P. H. The dental pathology of feral cats on Marion Island, part II: Periodontitis, external odontoclastic resorption lesions and mandibular thickening. Journal of Comparative Pathology. 115 (3), 283-297 (1996).
- Verstraete, F. J. M., van Aarde, R. J., Nieuwoudt, B. A., Mauer, E., Kass, P. H. The dental pathology of feral cats on marion island, part I: Congenital, developmental and traumatic abnormalities. Journal of Comparative Pathology. 115 (3), 265-282 (1996).
- Arzi, B., Cissell, D. D., Verstraete, F. J. M., Kass, P. H. Computed tomographic findings in dogs and cats with temporomandibular joint disorders: 58 cases (2006-2011). Journal of the American Veterinary Medical Association. 242 (1), 69-75 (2013).
- Okuda, A., Harvey, C. E. Etiopathogenesis of feline dental resorptive lesions. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 22 (6), 1385-1404 (1992).
- van Houte, J. Role of micro-organisms in caries etiology. Journal of Dental Research. 73 (3), 672-681 (1994).
- Thrall, D. E. Textbook of Veterinary Diagnostic Radiology. , Elsevier. St. Louis, MO. (2012).
- Tsugawa, A. J., Verstraete, F. J. M. How to obtain and interpret periodontal radiographs in dogs. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 15 (4), 204-210 (2000).
- Villamizar-Martinez, L. A., Tsugawa, A. J. Diagnostic imaging of oral and maxillofacial anatomy and pathology. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 52 (1), 67-105 (2022).
- Plesker, R., Schulze, H. Dental disease in slender lorises (Loris tardigradus). Zoo Biology. 32 (5), 571-574 (2013).
- Cabana, F., Nekaris, K. A. I. Diets high in fruits and low in gum exudates promote the occurrence and development of dental disease in pygmy slow loris (Nycticebus pygmaeus). Zoo Biology. 34 (6), 547-553 (2015).
- Kahle, P., Ludolphy, C., Kierdorf, H., Kierdorf, U. Dental anomalies and lesions in Eastern Atlantic harbor seals, Phoca vitulina vitulina (Carnivora, Phocidae), from the German North Sea. PLoS One. 13 (10), 1-25 (2018).
- Ludolphy, C., Kahle, P., Kierdorf, H., Kierdorf, U. Osteoarthritis of the temporomandibular joint in the Eastern Atlantic harbour seal (Phoca vitulina vitulina) from the German North Sea: A study of the lesions seen in dry bone. BMC Veterinary Research. 14 (1), 1-14 (2018).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
