Article de méthode

Système d’analyse cellulaire hybride pour évaluer les changements structurels et contractiles de cardiomyocytes humains dérivés de CSPi pour l’évaluation préclinique du risque cardiaque

DOI :

10.3791/64283

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20 octobre 2022

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1innoVitro GmbH, 2Nanion Technologies GmbH

Dans cet article

Résumé

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L’analyse des changements dans la fonction contractile et l’intégrité cellulaire des cardiomyocytes humains dérivés de l’iPSC est d’une importance capitale pour le développement de médicaments non cliniques. Un système hybride d’analyse cellulaire à 96 puits aborde les deux paramètres en temps réel et de manière physiologique pour obtenir des résultats fiables et pertinents pour l’homme, nécessaires à une transition sûre vers les stades cliniques.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’évaluation de la contractilité cardiaque est d’une importance capitale pour le développement de nouveaux traitements et leur transition en toute sécurité vers les stades cliniques. Alors que les cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme (hiPSC-CM) sont prometteurs pour servir de modèle pertinent pour l’homme dans les phases précliniques de la découverte de médicaments et de la pharmacologie de sécurité, leur maturité est encore controversée dans la communauté scientifique et en développement constant. Nous présentons une technologie hybride de contractilité et d’impédance/potentiel de champ extracellulaire (EFP), ajoutant des caractéristiques de pro-maturation significatives à une plate-forme standard de 96 puits.

Le système d’impédance/EFP surveille la fonctionnalité cellulaire en temps réel. Outre la vitesse de battement des cellules contractiles, les lectures de spectroscopie d’impédance électrique détectent les changements morphologiques induits par les composés tels que la densité cellulaire et l’intégrité de la monocouche cellulaire. Dans l’autre composant du système d’analyse cellulaire hybride, les cellules sont cultivées sur des membranes bio-conformes qui imitent l’environnement mécanique du tissu cardiaque réel. Cet environnement physiologique favorise la maturation des CSPhi-CM in vitro, conduisant à davantage de réponses contractiles de type adulte, y compris des effets inotropes positifs après traitement à l’isoprotérénol, au S-Bay K8644 ou à l’omecamtiv mecarbil. Des paramètres tels que l’amplitude de la force de contraction (mN/mm2) et la durée de battement révèlent également les effets en aval des composés ayant une influence sur les propriétés électrophysiologiques et la manipulation du calcium.

Le système hybride fournit l’outil idéal pour l’analyse cellulaire holistique, permettant une évaluation préclinique du risque cardiaque au-delà des perspectives actuelles des tests cellulaires pertinents pour l’homme.

Introduction

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L’un des principaux objectifs du développement de médicaments modernes est l’amélioration du taux de réussite du laboratoire au chevet du patient des nouveaux traitements dans le pipeline de découverte de médicaments. Les tests pharmacologiques d’innocuité de ces nouveaux médicaments révèlent souvent des réactions indésirables sur le système cardiovasculaire qui représentent près du quart du taux d’attrition des médicaments aux stades précliniques1. Le développement et l’intégration de méthodologies de nouvelle approche (MNA) jouent un rôle clé dans la modernisation de l’évaluation préclinique, en particulier des organes de batterie de base comme le cœur. Étant donné que ces méthodologies sont des approches sans animaux, l’utilisation de modèles cellulaires humains tels que les cardiomyocytes (CM) d’origine de cellules souches pluripotentes induites (CSPi) est devenue le cheval de bataille au cours de la dernière décennie pour l’évaluation moderne des questions pharmacologiques et toxicologiquesde sécurité 2. Les systèmes d’essai largement utilisés pour de telles études sont les approches expérimentales à base de microélectrodes (MEA) et de colorants sensibles à la tension3.

Néanmoins, l’immaturité phénotypique et fonctionnelle revendiquée de ce type cellulaire met des obstacles à un modèle cellulaire humain idéal, avec le potentiel de réduire les écarts translationnels entre les études non cliniques et cliniques4.

D’énormes recherches ont été menées au fil des ans pour comprendre la raison du phénotype immature implicite et trouver des moyens de pousser le processus de maturation des CSPi-CM humaines in vitro.

Il a été démontré que l’absence de signaux de maturation cardiaque tels que des temps de culture cellulaire prolongés, l’absence d’autres types de cellules à proximité ou un manque de stimulation hormonale affectait le processus de maturation5. En outre, l’environnement non physiologique des plaques de culture cellulaire régulières a été identifié comme une cause importante qui entrave la maturation des CSPi-CM humaines, en raison de la rigidité physiologique manquante du substrat du cœur humain natif 5,6.

Différents systèmes de dosage axés sur les conditions physiologiques natives ont été développés pour résoudre ce problème, y compris des systèmes de culture cellulaire 3D où les cellules sont alignées en trois dimensions pour ressembler à une architecture cardiaque native au lieu de cultures cellulaires bidimensionnelles typiques7. Bien qu’une maturation améliorée soit obtenue avec des tests 3D, le besoin d’une main-d’œuvre qualifiée et le faible débit de ces systèmes entravent une utilisation abondante de celle-ci dans le processus de développement de médicaments, car le temps et le coût jouent un rôle fondamental dans l’évaluation de nouveaux traitements sur le plan financier8.

Les lectures importantes pour l’évaluation pharmacologique et toxicologique de l’innocuité des nouveaux traitements sont les changements dans les caractéristiques fonctionnelles et structurelles des CSPi-CM humaines, puisque les effets indésirables du système cardiovasculaire induits par des composés affectent généralement l’une de ces propriétés ou les deux 1,9. Des exemples bien connus de ces effets indésirables généraux sont les médicaments anticancéreux de la famille des anthracyclines. Ici, des effets fonctionnels dangereux et structurels indésirables sur le système cardiovasculaire sont largement rapportés pendant et après le traitement du cancer chez les patients ainsi qu’avec des tests cellulaires in vitro 10,11.

Dans la présente étude, nous décrivons une méthodologie complète pour l’évaluation des effets secondaires des composés fonctionnels et structurels sur les CM-HIPSC. La méthodologie comprend l’analyse de la force contractile des cardiomyocytes et de l’analyse de l’impédance/potentiel de champ extracellulaire (EFP). La force contractile est mesurée dans des conditions mécaniques physiologiques, les cellules étant cultivées sur des substrats de silicone mous (33 kPa), reflétant l’environnement mécanique du tissu cardiaque humain natif.

Le système est équipé de plaques à 96 puits pour l’analyse à haut débit des CSPi-CM humaines pour les études pharmacologiques et toxicologiques précliniques de sécurité cardiaque, et offre ainsi un avantage aux approches 3D actuellement utilisées comme le cœur de Langendorff ou les tranches cardiaques12,13.

Dans le détail, le système hybride se compose de deux modules, soit pour l’évaluation de la contractilité cardiaque dans des conditions physiologiques, soit pour l’analyse de la toxicité structurelle cellulaire en temps réel 6,14. Les deux modules fonctionnent avec des plaques spécialisées à haut débit de 96 puits pour une acquisition de données rapide et rentable.

Sans avoir besoin d’une construction 3D, le module de contractilité utilise des plaques spéciales contenant des membranes de silicone flexibles comme substrat pour les cellules au lieu du verre rigide ou du plastique qui compose généralement les plaques de culture cellulaire régulières. Les membranes reflètent les propriétés cardiaques biomécaniques humaines typiques et imitent donc les conditions in vivo de manière à haut débit. Alors que les iPSC-CM humaines échouent souvent à afficher le comportement des cardiomyocytes adultes en ce qui concerne l’inotropie positive induite par les composés dans d’autres tests cellulaires14, une réaction plus adulte peut être évaluée lorsque les cellules sont cultivées sur les plaques du module de contractilité. Dans des études antérieures, il a été démontré que les CSPi-CM présentent des effets inotropes positifs lors du traitement avec des composés tels que l’isoprotérénol, le S-Bay K8644 ou l’omecamtiv mecarbil 6,15. Ici, plusieurs paramètres de contractilité peuvent être évalués, tels que des paramètres primaires tels que l’amplitude de la force de contraction (mN/mm2), la durée du battement et la vitesse de battement, ainsi que des paramètres secondaires du cycle de contraction tels que l’aire sous la courbe, les pentes de contraction et de relaxation, les variations de taux de battement et les arythmies (Figure supplémentaire 1)16 . Les changements induits par les médicaments dans tous les paramètres sont évalués de manière non invasive par détection capacitive de distance. Les données brutes sont analysées par la suite par un logiciel spécialisé.

Le module de toxicité structurale ajoute ses paramètres uniques d’impédance et d’EFP comme lecture de la toxicité cellulaire structurelle et de l’analyse des propriétés électrophysiologiques17,18. La technologie de spectroscopie d’impédance électrique révèle des changements induits par des composés dans la densité cellulaire ou l’intégrité des cellules et des monocouches surveillée en temps réel, comme le montrent les CM-CSPi humaines traitées avec des composés cardiotoxiques connus13. Avec des lectures d’impédance à différentes fréquences (1-100 kHz), il est possible de disséquer davantage une réponse physiologique, ce qui permet de révéler des changements dans la topographie membranaire, les jonctions cellule-cellule ou cellule-matrice. L’enregistrement EFP supplémentaire des CSPi-CM humaines permet en outre d’analyser les effets électrophysiologiques induits par le traitement composé, comme l’a montré l’étude CiPA17,19.

Dans la présente étude, des CSPi-CM humaines ont été utilisées, traitées avec de l’épirubicine et de la doxorubicine, toutes deux bien décrites comme des anthracyclines cardiotoxiques, et de l’erlotinib, un inhibiteur de la tyrosine kinase (ITK) présentant un risque plutôt faible de toxicité cardiovasculaire. L’évaluation chronique avec l’épirubicine, la doxorubicine et l’erlotinib a été réalisée pendant 5 jours. Le résultat montre des changements mineurs dans la contractilité et l’impédance de base lorsque les cellules ont été traitées avec l’erlotinib, mais une diminution toxique dépendante du temps et de la dose de l’amplitude de contraction et de l’impédance de base lorsqu’elles sont traitées avec l’épirubicine et la doxorubicine respectivement. Des mesures aiguës ont été effectuées avec la nifédipine, un bloqueur des canaux calciques, et montrent une diminution de l’amplitude de contraction, de la durée du potentiel de champ et de l’impédance de base, démontrant les effets secondaires cardiotoxiques de ce composé aux niveaux fonctionnel et structurel.

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Protocole

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NOTE: Le flux de travail pour la mesure de la contractilité et de l’impédance/EFP est donné dans la figure supplémentaire 2.

1. Revêtement de plaque

  1. Ouvrez l’emballage scellé sous vide et retirez la plaque de 96 puits. Les procédures de manutention pour les plaques à 96 puits des deux modules sont les mêmes. Laissez la plaque de contraction recouverte par le protège-membrane fourni en plus jusqu’à la mesure dans le module de contractilité.
  2. Enduisez les plaques flexibles à 96 puits pour l’ensemencement des cardiomyocytes.
    1. Préparer une solution diluée d’enrobage de gel EHS en transférant 2,75 mL de solution de gel EHS prête à l’emploi dans un tube centrifuge stérile. Ajoutez ensuite 8,25 mL de DPBS avec Ca 2+ et Mg2+. Mélangez soigneusement la solution.
      REMARQUE: En option, la fibronectine peut également être utilisée pour le revêtement des puits: préparer 13 mL de solution de revêtement de fibronectine dans un tube centrifuge stérile en diluant 650 μL de solution mère de fibronectine (1 μg / mL) dans 13 mL de DPBS avec Ca 2+ et Mg2+, ce qui donne une solution de travail de 50 μg / mL. Mélangez soigneusement la solution.
  3. Transférez la solution de revêtement dans un réservoir de réactifs stérile placé dans le robot d’automatisation du laboratoire.
  4. Ajoutez 100 μL de solution de revêtement par puits avec le robot d’automatisation de laboratoire en utilisant le programme « ADD100μL ». Replacez le couvercle sur la plaque de 96 puits et incuber pendant 3 h à 37 °C.
    REMARQUE: Le programme pour le robot d’automatisation de laboratoire doit être préréglé manuellement au préalable.

2. Ensemencement de cardiomyocytes humains dérivés de CSPi dans des plaques flexibles à 96 puits (Jour 0)

  1. Décongeler les cellules conformément aux directives du fabricant.
  2. Compter les cellules à l’aide d’une chambre de comptage manuelle et ajuster les cellules dans le milieu de placage recommandé conformément aux instructions du fabricant de la cellule (p. ex., 1 x 105 cellules/puits), ce qui donne 11 x 106 cellules/11 mL pour ensemencer une plaque entière de 96 puits.
  3. Retirez la solution de gel EHS des puits avec le robot d’automatisation de laboratoire à l’aide du programme « REMOVE100μL ». Retirez le réservoir de réactif contenant la solution de revêtement distribuée du robot.
  4. Transférer la suspension cellulaire (11 mL au total) dans un réservoir de réactif stérile placé dans le robot d’automatisation du laboratoire et ensemencer les cellules avec 100 μL/puits en utilisant le programme « CELLS_ADD100 μL ».
  5. Immédiatement après l’ensemencement cellulaire, transférer la plaque flexible à 96 puits dans l’incubateur (37 °C, 5% CO2, humidité contrôlée) et laisser les cellules se déposer pendant la nuit.

3. Échange moyen de plaques souples à 96 puits (Jour 1)

  1. Réchauffer au moins 22 mL de milieu d’entretien cardiomyocytaire par plaque à 37 °C dans un tube à centrifuger de 50 mL, 18 à 24 h après l’ensemencement des plaques.
  2. Transférez le milieu frais (au moins 22 mL) dans un réservoir de réactif stérile et laissez-le juste à côté du robot d’automatisation du laboratoire. Placez un réservoir de réactif vide dans le robot et effectuez l’élimination du milieu avec le programme « REMOVE100μL ». Ensuite, échangez le réservoir de réactif contenant le milieu usé avec le réservoir de réactif contenant le milieu frais et distribuez 200 μL de milieu frais par puits avec le programme « ADD100μL ». Effectuez cette étape deux fois pour atteindre 200 μL/puits.
  3. Immédiatement après l’échange de milieu, transférez la plaque dans l’incubateur.
  4. Effectuer un échange de milieu (200 μL/puits) tous les deux jours jusqu’à l’ajout du composé.

4. Échange final du milieu avant l’ajout du composé (jours 5-7)

  1. Effectuer un changement de milieu final 4-6 h avant l’ajout du composé.
  2. Réchauffer au moins 22 mL de tampon d’essai pour une plaque flexible de 96 puits. Le tampon d’essai est constitué d’un milieu d’entretien ou de ses dérivés (p. ex. milieu sérique faible/nul, milieu exempt de rouge de phénol ou autres milieux isotoniques).
  3. Transférez le milieu frais dans un réservoir de réactif stérile et laissez-le juste à côté du robot d’automatisation du laboratoire. Placez un réservoir de réactif vide dans le robot et effectuez l’élimination du fluide. Ensuite, échangez le réservoir de réactif contenant le milieu usagé avec le réservoir de réactif contenant le milieu frais et distribuez 200 μL/puits du milieu frais.
  4. Immédiatement après l’échange de milieu, transférez la plaque flexible dans l’incubateur.

5. Addition de composés et enregistrement des données (jours 5-7)

NOTE: Un exemple de plan de mesure pour l’expérience est donné dans la figure supplémentaire 3.

  1. Préparer une solution de travail par composé à une concentration de 4x dans la hotte à flux laminaire à l’aide d’une plaque de puits régulière stérile de 96 profondeurs. La solution composée est basée sur le tampon de dosage utilisé à l’étape 4. Transférer la plaque de puits de 96 profondeurs contenant la solution composée pendant au moins 1 h dans l’incubateur pour l’ajuster au même état que la plaque flexible.
    REMARQUE : La concentration de 1x de chaque médicament utilisé pour chaque expérience est fournie dans les figures et les légendes.
  2. Transférez la plaque sur l’appareil de mesure respectif 1 h avant d’effectuer une mesure de référence.
  3. Ouvrez le protocole d’édition dans le logiciel de contrôle (qui fait partie du système d’analyse de cellules hybrides) et sélectionnez la contractilité ou l’impédance/EFP du mode de mesure respectif.
  4. Définissez la durée du balayage (longueur d’une mesure; par exemple, 30 s) et l’intervalle de répétition (temps entre les mesures; par exemple, 5 min) et enregistrez le numéro de protocole.
  5. Sélectionnez Démarrer le protocole > Continuer et remplissez les champs demandés.
  6. Enfin, sélectionnez Démarrer la mesure. Effectuer au moins trois mesures de base (balayages) à intervalles de 5 minutes peu de temps avant l’ajout du composé.
    REMARQUE : Exemple de données d’une mesure de base de la contractilité à l’aide du module de contractilité avant l’addition de composés est illustrée à la figure supplémentaire 4.
  7. Retirer 50 μL du tampon d’essai de chaque puits sans retirer la plaque flexible de 96 puits de l’appareil de mesure.
  8. Ajouter 50 μL de la solution composée concentrée 4x dans chaque puits de la plaque, selon le plan de mesure.
  9. Sélectionnez Ajouter un marqueur de région et définissez la disposition de la plaque composée et le volume de la solution composée après l’ajout du composé.
  10. Enfin, sélectionnez Procéder à la mesure standard ou Procéder à la série de mesures selon le plan expérimental.

6. Analyse des données

  1. Avec un logiciel d’enregistrement, mesurez les balayages, dont la longueur et l’intervalle de répétition sont définis par l’utilisateur.
  2. Avec un logiciel d’analyse, capturez automatiquement la forme du signal en lisant automatiquement des paramètres tels que l’amplitude, la fréquence de battement, la largeur d’impulsion, etc.
    REMARQUE: Un signal moyenné incluant l’écart type, appelé battement moyen, est automatiquement calculé sur la base des données d’un balayage. L’utilisateur peut définir les paramètres de contractilité/IMP/EFP que le logiciel calcule et affiche.
  3. Avec un logiciel d’analyse, calculez la courbe dose-réponse et la CI50/CE50 pour chaque composé.
    REMARQUE: Les données brutes et les résultats d’analyse générés avec le logiciel d’analyse peuvent être facilement exportés dans une variété de formats. Enfin, les rapports de données sont générés automatiquement pour résumer et archiver les résultats expérimentaux. Une description complète de ce qu’un signal EFP est mesuré et comment il est mesuré est abordée dans la section 17.

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Résultats

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Les effets de l’inhibiteur de kinase erlotinib sur la contractilité des hiPSC-CMs sont illustrés à la Figure 1. Les cellules ont été traitées avec des concentrations allant de 10 nM à 10 μM pendant 5 jours et des paramètres de battement ont été enregistrés quotidiennement. L’erlotinib, un EGFR (récepteur du facteur de croissance épidermique) et un inhibiteur de la tyrosine kinase présentant un risque de cardiotoxicité comparativement faible, n’a eu une dose mineure et un effet dépendant du t...

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Discussion

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Le système hybride impédance/EFP/contractilité est une méthodologie complète pour l’évaluation pharmacologique et toxicologique de sécurité à haut débit des passifs cardiaques pour le développement préclinique de médicaments. Il fournit une approche moderne pour les tests de sécurité précliniques sans l’utilisation de modèles animaux, mais avec des capacités de débit plus élevées qui réduisent considérablement le temps et les coûts. Ce système a le potentiel d’être utilisé comme une approche complémentaire pour le cœur d...

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Déclarations de divulgation

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B.L., M.Go. et P.L. sont employés chez innoVitro GmbH, fabricant des plaques flexibles. U.T., E.D., M.L., M.Ge., N.F. et S.S. sont employés par Nanion Technologies GmbH, fabricant de l’appareil hybride.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par des subventions du ministère fédéral allemand de l’Économie et de l’Action pour le climat (ZIM) et du ministère fédéral allemand de l’Éducation et de la Recherche (KMUinnovativ). Nous remercions FUJIFILM Cellular Dynamics, Inc (Madison, WI, États-Unis) d’avoir aimablement fourni des cardiomyocytes et Ncardia B.V. (Leiden, Pays-Bas) d’avoir aimablement fourni des cardiomyocytes, utilisés dans cette étude.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cardiomyocytes humains commerciaux dérivés d’iPSC  ;Fujifilm Cellular Dynamics International (FCDI)Centrifugeuse R1059
(tubes de 50 mL)Thermo Fisher Scientific15878722
Pipette réglable à 12 canaux (100-1250 &mu ; L)Integra Biosciences4634
DPBS avec Ca2+ et Mg2+GE Healthcare HyCloneSH304264.01
96 plaque à puits profondsThermo Fisher ScientificA43075
EHSgel Extracellular Matrix Gel
FLEXcyte 96/CardioExcyte dispositif hybrideNanion Technologies  ;19 1004 1005Système d’analyse de cellules hybrides  ;
FLX-96 FLEXcyte Plaques de capteurNanion Technologies20 1010
  ; Solution mère de fibronectine (en option pour Geltrex)Sigma AldrichF1141
Geltrex hESC-Qualifié, prêt à l’emploi, à facteur de croissance réduit Matrice de membrane basaleThermoFischer ScientificA1569601
Cardiomyocytes humains dérivés d’iPSC Placage et milieu de maintenanceIncubateur FCDIR1059
(37 ° ; C, 5 % CO2)Thermo Fisher Scientific51023121
Hotte à flux laminaireThermo Fisher Scientific51032678
NSP-96 CardioExcyte 96 Plaques de capteur 2,0 mm transparentNanion Technologies20 1011
Pointes de pipette (1250µ ; L)Integra Biosciences94420813
Réservoir de réactifsIntegra Biosciences8096-11
Pipette sérologique (par exemple 25 mL)Thermo Fisher Scientific16440901
Pipette réglable monocanal (par exemple 100-1000 &mu ; L)Eppendorf3123000063
Système d’aspiration sous videThermo Fisher Scientific15567479
En option : VIAFLO ASSISTIntegra Biosciences4500Automatisation de laboratoire Robot
Bain-marie (37 ° ; C)Thermo FisherScientific 15365877

Références

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  1. Weaver, R. J., Valentin, J. -P. Today's challenges to de-risk and predict drug safety in human "mind-the-gap". Toxicological Sciences. 167 (2), 307-321 (2019).
  2. Burnett, S. D., Blanchette, A. D., Chiu, W. A., Rusyn, I. Human induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived cardiomyocytes as an in vitro model in toxicology: strengths and weaknesses for hazard identification and risk characterization. Expert Opinion on Drug Metabolism Toxicology. 17 (8), 887-902 (2021).
  3. Gintant, G., et al. Repolarization studies using human stem cell-derived cardiomyocytes: Validation studies and best practice recommendations. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 117, 104756(2020).
  4. Pang, L. Toxicity testing in the era of induced pluripotent stem cells: A perspective regarding the use of patient-specific induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes for cardiac safety evaluation. Current Opinion in Toxicology. 23, 50-55 (2020).
  5. Ahmed, R. E., Anzai, T., Chanthra, N., Uosaki, H. A brief review of current maturation methods for human induced pluripotent stem cells-derived cardiomyocytes. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 178(2020).
  6. Gossmann, M., et al. Integration of mechanical conditioning into a high throughput contractility assay for cardiac safety assessment. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 105, 106892(2020).
  7. Hansen, A., et al. Development of a drug screening platform based on engineered heart tissue. New Methods in Cardiovascular Biology. 107 (1), 35-44 (2010).
  8. Zuppinger, C. 3D Cardiac cell culture: a critical review of current technologies and applications. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 87(2019).
  9. Laverty, H. G., et al. How can we improve our understanding of cardiovascular safety liabilities to develop safer medicines. British Journal of Pharmacology. 163 (4), 675-693 (2011).
  10. Volkova, M., Russel, R. Anthracycline cardiotoxicity: prevalence, pathogenesis and treatment. Current Cardiology Reviews. 7 (4), 214-220 (2011).
  11. Bozza, W., et al. Anthracycline-induced cardiotoxicity: molecular insights obtained from human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs). The AAPS Journal. 23 (2), (2021).
  12. Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).
  13. Brown, G. E., Khetani, S. R. Microfabrication of liver and heart tissues for drug development. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 373 (1750), 20170225(2018).
  14. Scott, C. W., et al. An impedance-based cellular assay using human iPSC-derived cardiomyocytes to quantify modulators of cardiac contractility. Toxicological Sciences. 142 (2), 313-338 (2014).
  15. Gossmann, M., et al. Mechano-pharmacological characterization of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells. Cellular Physiology and Biochemistry. 38 (3), 1182-1198 (2016).
  16. Rappaz, B., et al. Automated multi-parameter measurement of cardiomyocytes dynamics with digital holographic microscopy. Optics Express. 23 (10), 13333-13347 (2015).
  17. Doerr, L., et al. New easy-to-use hybrid system for extracellular potential and impedance recordings. Journal of Laboratory Automation. 20 (2), 175-188 (2014).
  18. Obergrussberger, A., et al. Safety pharmacology studies using EFP and impedance. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 81, 223-232 (2016).
  19. Bot, C., et al. Cross-site comparison of excitation-contraction coupling using impedance and field potential recordings in hiPSC cardiomyocytes. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 46-58 (2018).
  20. Pang, L., et al. Workshop report: FDA workshop on improving cardiotoxicity assessment with human-relevant platforms. Circulation Research. 125 (9), 855-867 (2019).
  21. Edwards, S. L., et al. A multiwell cardiac µGMEA platform for action potential recordings from human iPSC-derived cardiomyocyte constructs. Stem Cell Reports. 11 (2), 522-536 (2018).
  22. Zlochiver, V., Kroboth, S., Beal, C. R., Cook, J. A., Joshi-Mukherjee, R. R.Human iPSC-derived cardiomyocyte networks on multiwell micro-electrode arrays for recurrent action potential recordings. Journal of Visualized Experiments. (149), e59906(2019).

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Mots-clés

Cardiac Contractility AssessmentHuman iPSC CardiomyocytesImpedance SpectroscopyExtracellular Field PotentialContractile Force MeasurementDrug Safety Pharmacology96 Well PlatformCardiomyocyte Maturation

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